Artykuł metodologiczny

Nieinwazyjna ocena nieprawidłowości serca w eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniu mięśnia sercowego za pomocą obrazowania za pomocą rezonansu magnetycznego u myszy

9.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51654

⸱

20 czerwca 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1School of Veterinary Medicine and Biomedical Sciences, University of Nebraska-Lincoln, 2Department of Biological Systems Engineering, University of Nebraska-Lincoln

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie pokazuje udane wprowadzenie obrazowania metodą rezonansu magnetycznego jako nieinwazyjnego narzędzia do oceny nieprawidłowości serca u myszy dotkniętych autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego. Dane wskazują, że technika ta może być stosowana do monitorowania postępu choroby u żywych zwierząt.

Streszczenie

Zapalenie mięśnia sercowego jest zapaleniem mięśnia sercowego, ale tylko ~10% osób dotkniętych chorobą wykazuje kliniczne objawy choroby. Do badania zdarzeń immunologicznych związanych z urazami mięśnia sercowego szeroko stosowano różne mysie modele zapalenia mięśnia sercowego. Badanie to obejmowało eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mięśnia sercowego (EAM) wywołane sercowym łańcuchem ciężkim miozyny (Myhc)-α 334-352 u myszy A / J; U zwierząt dotkniętych chorobą rozwija się limfocytarne zapalenie mięśnia sercowego, ale bez widocznych objawów klinicznych. W tym modelu przedstawiono przydatność mikroskopii rezonansu magnetycznego (MRM) jako nieinwazyjnej metody określania zmian strukturalnych i funkcjonalnych serca u zwierząt uodpornionych Myhc-α 334-352. EAM i zdrowe myszy obrazowano za pomocą pionowego skanera rdzeniowego o średnicy 9,4 T (400 MHz) i średnicy 89 mm, wyposażonego w sondę do obrazowania o częstotliwości radiowej o średnicy 4 cm i gradienty potrójnej osi 100 G/cm. Obrazy serca uzyskano od znieczulonych zwierząt przy użyciu sekwencji impulsów filmowych opartej na echu gradientowym, a zwierzęta monitorowano za pomocą oddychania i pulsoksymetrii. Analiza wykazała wzrost grubości ściany komory u myszy EAM, z odpowiadającym mu spadkiem średnicy wewnętrznej komór w porównaniu ze zdrowymi myszami. Dane sugerują, że zmiany morfologiczne i funkcjonalne w sercach objętych stanem zapalnym mogą być nieinwazyjnie monitorowane za pomocą MRM u żywych zwierząt. Podsumowując, MRM ma tę zaletę, że pozwala ocenić progresję i regresję urazów mięśnia sercowego w chorobach wywołanych przez czynniki zakaźne, a także odpowiedź na terapie.

Wprowadzenie

Niewydolność serca jest główną przyczyną zgonów, a zapalenie mięśnia sercowego jest jedną z głównych przyczyn niewydolności serca u młodych nastolatków1. Większość pacjentów dotkniętych zapaleniem mięśnia sercowego pozostaje bezobjawowa, a choroba ustępuje samoistnie2. Jednak u 10-20% osób dotkniętych chorobą może rozwinąć się choroba przewlekła, prowadząca do kardiomiopatii rozstrzeniowej (DCM)3. Opracowano różne modele zwierzęce w celu zbadania patogenezy immunologicznej zapalenia mięśnia sercowego. Chorobę można wywołać u myszy A/J i Balb/c podatnych na zapalenie mięśnia sercowego poprzez uodpornienie zwierząt na α łańcucha ciężkiego miozyny serca (Myhc) lub jej immunologicznie dominujące fragmenty peptydowe lub poprzez zakażenie patogenami, takimi jak wirus Coxsackie B3 4-9. Badanie to obejmuje zapalenie mięśnia sercowego wywołane przez Myhc-α 334-352 u myszy A / J. Pomimo wykazywania nacieków mięśnia sercowego, zwierzęta dotknięte zapaleniem mięśnia sercowego wydają się klinicznie normalne; Rozpoznanie opiera się na ocenie histologicznej serca pod kątem stanu zapalnego7 i echokardiografii10.

Mikroskopia rezonansu magnetycznego (MRM) jest powszechnie stosowaną metodą do uzyskiwania obrazowania układu sercowo-naczyniowego z trójwymiarowymi płaszczyznami o wysokiej rozdzielczości, pozwalającą na ocenę szczegółów funkcjonalnych do poziomu drobnych naczyń krwionośnych (do 10 μm średnicy), ale ten poziom zdolności rozdzielczej nie jest osiągalny za pomocą rutynowej procedury obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI), w której, Rozdzielczość uzyskuje się zwykle do 1 mm11-14. Zaletą MRM jest to, że umożliwia pozyskiwanie obrazów o wysokiej rozdzielczości, a także wyznaczanie parametrów wydajności we wczesnych punktach czasowych procesu chorobowego14. Klinicznie obrazowanie MRM jest szeroko stosowane do badania parametrów funkcjonalnych chorego serca, płuc lub mózgu15-17. W tym badaniu wykazano zastosowanie techniki MRM jako nieinwazyjnego narzędzia do ustalenia nieprawidłowości serca u myszy A / J dotkniętych autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego. W szczególności obrazowanie MRM umożliwia ilościowe określenie parametrów funkcjonalnych, takich jak objętość końcoworozkurczowa lewej komory (LV) i frakcja wyrzutowa (EF) z rozsądną dokładnością18. Definicje poszczególnych parametrów to: końcowa objętość rozkurczowa lewej komory, objętość krwi w lewej komorze pod koniec cyklu rozkurczowego oraz frakcja wyrzutowa, objętość wyrzutowa/objętość końcoworozkurczowa. Analiza danych odbywa się za pomocą ogólnodostępnego oprogramowania Segment opracowanego do przetwarzania obrazów sercowo-naczyniowych zgodnych ze standardem DICOM, pozyskanych przez skanery rezonansu magnetycznego19. Dane wykazały wzrost grubości ściany lewej komory rozkurczowej u zwierząt z mięśniem sercowym, co odpowiada zmniejszeniu objętości rozkurczowej lewej komory, objętości wyrzutowej i frakcji wyrzutowej w porównaniu z tymi parametrami funkcjonalnymi u zdrowych myszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

OŚWIADCZENIE ETYCZNE:

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zatwierdzone przez University of Nebraska-Lincoln, Lincoln, NE.

1. Indukcja eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mięśnia sercowego

  1. Przygotować roztwór peptydu, rozpuszczając Myhc-α 334-352 w 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami do końcowego stężenia 2 mg/1,5 ml.
  2. Przygotować toksynę krztuścową (PT) przez dodanie 1 ml sterylnego 1x PBS do fiolki zawierającej 50 μg liofilizowanego PT w celu uzyskania stężenia podstawowego 50 ng/μl. Pobrać 20 μl bulionu do sterylnej probówki o pojemności 1,5 ml i dodać 980 μl sterylnego 1x PBS do uzyskania stężenia roboczego 1 ng/μl.
  3. Przygotować kompletny adiuwant Freunda (CFA), dodając 40 mg ekstraktu Mycobacterium tuberculosis H37Rv (MTB) do 10 ml CFA, aby uzyskać końcowe stężenie 5 mg/ml.
  4. Przygotować emulsję peptyd-CFA. UWAGA: W celu indukcji EAM emulsję peptydową-CFA podawano w 150 μl zawierającej 100 μg Myhc-α 334-352 na zwierzę. Na przykład, aby uodpornić dziesięć myszy, użyj 1,5 ml emulsji peptyd-CFA zawierającej 1 mg Myhc-α 334-352.
    1. Aby przygotować 1,5 ml emulsji, należy podać 750 μl roztworu peptydu Myhc-α 334-352 w jednej probówce o pojemności 1,5 ml i CFA uzupełniony MTB w innej probówce o pojemności 1,5 ml. Za pomocą strzykawki luer-lok o pojemności 3 ml najpierw narysuj roztwór peptydu, a następnie ekstrakt CFA/MTB.
    2. Podłączyć strzykawkę do 3-kierunkowego kranu i podłączyć drugi wylot kranu do pustej strzykawki o pojemności 3 ml. Wyreguluj drożność kranu tak, aby mieszanina peptydów i CFA przepływała z jednej strzykawki do drugiej z dość dobrym oporem.
    3. Wymieszać, przepychając zawartość z jednej strzykawki do drugiej wielokrotnie przez ~1 min, a następnie umieścić cały zestaw na lodzie na ~3 min. Powtórz tę procedurę minimum 10 razy.
    4. Oznacz konsystencję emulsji, ostrożnie umieszczając niewielką kropelkę na niegazowanej wodzie w szklanej zlewce o pojemności 100 ml. Oczekuje się, że kropla nie rozproszy się w wodzie. Jeśli tak się stanie, kontynuuj mieszanie, aż do uzyskania pożądanej konsystencji.
    5. Przenieść zawartość emulsji ze strzykawek o pojemności 3 ml do strzykawek luer-lok o pojemności 1 ml, zastępując jedną z dwóch strzykawek o pojemności 3 ml podłączonych do zaworu odcinającego strzykawką o pojemności 1 ml i przymocować igłę 27 1/2 G do strzykawki o pojemności 1 ml.
  5. Wstrzyknąć 150 μl emulsji peptydowej-CFA w podzielonych dawkach podskórnie w dwie okolice pachwinowe sześcio- do ośmiotygodniowych samic myszy A / J (~ 75 μl każda).
  6. Podać 100 μl zawiesiny PT (100 ng) dootrzewnowo każdemu zwierzęciu w dniu 0 i dniu 2 po szczepieniu.
  7. Powtórz procedurę immunizacji w 7 dniu, podając 150 μl emulsji peptyd-CFA w dawkach podzielonych podskórnie po obu stronach mostka (~75 μl każda). Przygotuj tę emulsję na świeżo, jak powyżej. Następnie, w dniu 21, poddaj zwierzęta obrazowaniu MRM, patrz krok 3.

2. Obchodzenie się ze zwierzętami

  1. Umieść każdą mysz w anestezjologicznej komorze indukcyjnej zawierającej 2% mieszaninę izofluranu i powietrza z poduszką grzewczą umieszczoną pod spodem, aby utrzymać ciepło, i przenieś zwierzę do specjalnie zaprojektowanego uchwytu na zwierzęta (Rysunek 1).
  2. Unieruchomić zwierzę w pozycji leżącej na uchwycie zwierzęcia tak, aby jego pysk pasował do stożka nosa, aby utrzymać znieczulenie (ryc. 1). Zabezpiecz głowę myszy za pomocą pręta gryzącego przymocowanego do przednich zębów myszy.
  3. Włącz grzałkę nadmuchu powietrza z wężem wylotowym włożonym w pionowy otwór skanera, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia podczas eksperymentu.
  4. Utrzymuj znieczulenie na poziomie 0,5 do 2% izofluranu z szybkością przepływu 2 ml/min podczas całej sesji obrazowania. Potwierdź znieczulenie metodą szczypania palców u stóp, nie oczekuje się ruchu.
  5. Skonfiguruj pneumatyczny czujnik poduszki, światłowodowy czujnik pulsoksymetrii ogona myszy/kostki oraz sondę temperatury w odbycie, aby monitorować odpowiednio oddychanie, tętno i temperaturę ciała (rysunek 1). Uwaga: Bramkowanie serca odbywa się za pomocą pulsoksymetrii, która umożliwia nieinwazyjne monitorowanie nasycenia krwi tętniczej tlenem. Czujnik pulsoksymetrii powinien być przymocowany do lewej kostki, a stopa powinna być zabezpieczona pętlą z gwintu i przyklejona taśmą, aby utrzymać kostkę w czujniku. Obrazowanie MRM uzyskuje się poprzez bramkowanie sygnałów oddechowych i sercowych bez użycia jakichkolwiek środków kontrastowych.

3. Akwizycja obrazu

  1. Po przygotowaniu zwierzęcia (ryc. 1) umieść mysz w środku skanera MRM z sercem umieszczonym w środku pola widzenia (FOV), gdzie jednorodność pola magnetycznego jest maksymalna. UWAGA: Do uzyskiwania trójwymiarowych obrazów (3D) o wysokiej rozdzielczości należy używać magnesu o szerokim otworze (89 mm) o średnicy 9,4 T, wyposażonego w potrójne gradienty osi 100 G/cm i cewkę obrazującą o częstotliwości radiowej (RF) o średnicy 4 cm. Uwaga: Upewnij się, że podczas korzystania ze skanera MRI używasz materiałów niemagnetycznych.
  2. Uruchom interfejs obrazowania i wybierz "Nowe badanie" z menu "Opcje badania". Wpisz "mtune" w pasku poleceń i uruchom go, aby wyświetlić "Tune GUI". Następnie wybierz "Start Probe Tune" i kliknij przycisk "Autoskalowanie". Graficzny interfejs użytkownika strojenia zmieni się, aby pokazać sygnał RF. Użyj pokręteł zdalnego dostrajania/dopasowywania na końcu cewki, aby dostroić cewkę RF do częstotliwości rezonansu protonowego (400 MHz). Na karcie "Start" przejdź do strony "Skanowanie wstępne", aby uruchomić kalibrację częstotliwości i mocy, klikając odpowiednie przyciski. Naciśnij przycisk XYZ (szybki) na karcie "Podkładka" w zakładce "Badanie", aby wyświetlić stronę podkładkowania. Przejdź do strony podkładki, wybierz wszystkie iteracje i naciśnij przycisk podkładki, aby wykonać automatyczne podkładkowanie.
  3. Wybierz sekwencję zwiadowczą z zakładki "Badanie" w interfejsie obrazowania, aby zlokalizować serce myszy. Na karcie "Acquire" zmień pole widzenia na 35 mm2 i zachowaj domyślne ustawienia urządzenia. Kliknij przycisk Start, aby uruchomić sekwencję; dostosuj położenie uchwytu na zwierzę, jeśli serce nie znajduje się w środku pola widzenia, ponownie dostrój cewkę RF i ponownie uzyskaj obrazy zwiadowcze.
  4. Kliknij przycisk sekwencji "GEMS" w zakładce "Badanie", a następnie wprowadź parametry akwizycji w odpowiedniej zakładce "Nabycie", aby uzyskać dwie płaszczyzny ortogonalne wzdłuż krótkiej i długiej osi serca20,21. UWAGA: Typowe parametry akwizycji dla skanowania gradientowo-echowego to: grubość warstwy, 1 mm; czas powtarzania (TR), 200 ms; czas echa (TE), 2,67 ms (minimum); kąt obrotu, 25°; rozmiar matrycy płaskiej, 128 x 128; Pole widzenia, 22 mm2; liczba przejęć – 4; oraz przybliżony czas akwizycji 1 min i 30 sek.
  5. Na karcie "Adv" wybierz sekwencję "CINE", aby zebrać bramkowane pulsoksymetrią obrazy kina cine MR o krótkiej osi w celu zmierzenia parametrów anatomicznych i funkcjonalnych lewej komory. Dostosuj położenie i kąt wycinków obrazowania w oparciu o widok z długiej osi serca, najeżdżając myszą i przeciągając ją. Wprowadź następujące parametry obrazowania w zakładce "Acquire", aby uzyskać sekwencję cine echa gradientowego: TR, 500 ms; TE, 5 ms; Pole widzenia, 22 mm2; matryca akwizycji, 256 x 256; grubość plastra, 1 mm; liczba przejęć – 8; liczba klatek, 6; i czas akwizycji ~17 min. Kliknij przycisk Start, aby rozpocząć pobieranie.
  6. Przekonwertuj uzyskane obrazy do formatu DICOM za pomocą zakładki "I/O" w oprogramowaniu do obrazowania i prześlij odpowiednie pliki do centrum danych w celu przetworzenia.
  7. Pod koniec procedury obrazowania pozwól myszom dojść do siebie po znieczuleniu w klatkach z filtrem. Nie pozostawiaj myszy bez opieki, dopóki nie odzyskają wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżący mostek i zachowaj je do dalszych badań w razie potrzeby.

4. Analiza danych z obrazowania metodą rezonansu magnetycznego serca

  1. Użyj oprogramowania Segment do analizy parametrów anatomicznych i funkcjonalnych LV19. Wczytując obrazy cine w formacie DICOM do oprogramowania za pomocą podmenu "Otwórz plik(i) obrazu" w menu "Plik". W graficznym interfejsie użytkownika wybierz "MRGE" jako technikę obrazowania, "Cine" jako typ obrazu i "krótka oś środkowa komora" jako płaszczyznę widoku obrazu.
  2. Określ ramy czasowe, które mają być używane do skurczu końcowego i skurczu końcowego, odpowiednio w podmenu "Ustaw bieżący przedział czasowy na zakończenie skurczu" i "Ustaw bieżący przedział czasowy na koniec skurczu" w menu "Edycja".
  3. Najpierw kliknij przycisk poleceń "LV", a następnie przyciski poleceń "ENDO" i "EPI" w prawym dolnym panelu, aby ręcznie narysować odpowiednio wsierdzie i nasierdzie lewej komory. Usuń mięśnie brodawkowate, naciskając odpowiedni przycisk polecenia, aby zwiększyć dokładność obliczeń.
  4. Odczytaj ilościowo określone parametry lewej komory, takie jak objętość rozkurczowa, objętość skurczowa, objętość wyrzutowa i frakcja wyrzutowa w prawym górnym panelu. Kliknij przycisk poleceń "Różne", a następnie przycisk poleceń "Suwmiarka pomiarowa", aby zmierzyć parametry lewej komory, takie jak grubość ścianki i średnica komory22.
  5. Kliknij podmenu "Zapisz zarówno stosy obrazów, jak i segmentację" w menu "Plik", aby zapisać obrazy, w tym segmentacje, w formacie ".mat" w celu ponownego przetworzenia obrazów zgodnie z potrzebami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym raporcie wykazano użyteczność techniki MRM jako nieinwazyjnej metody określania zmian strukturalnych i funkcjonalnych w sercach zwierząt dotkniętych EAM. Zapalenie mięśnia sercowego wywołano u myszy szczepu A/J poprzez immunizację zwierząt Myhc-α 334-352 w CFA7, a zwierzęta poddano badaniom MRM w 21. dniu po immunizacji. Obrazowanie MRM wykonano na żywych zwierzętach w znieczuleniu izofluranem przy 9.4 T (400 MHz dla protonów) przy użyciu magnesu z pionowym otworem o średnicy 89 mm wyposażonego w ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W badaniu tym opisano procedurę MRM i jej przydatność jako nieinwazyjnego narzędzia do ustalania nieprawidłowości serca u myszy dotkniętych autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego. Ponieważ cechy histologiczne EAM przypominają poinfekcyjne zapalenie mięśnia sercowego u ludzi, modele mysie są powszechnie stosowane do nakreślenia mechanizmów immunologicznych uszkodzeń mięśnia sercowego23-25. Jednak zwierzęta dotknięte zapaleniem mięśnia sercowego wydają się klinicznie normalne, a diagnozę stawia się na ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez National Institutes of Health (HL114669). CM jest laureatem grantu na stypendium podoktoranckie przyznanego przez Myocarditis Foundation, NJ.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Myhc-a 334-352 (DSAFDVLSFTAEEKAGVYK)Neopeptyd, Cambridge, MASklep pod adresem 4 ° C
CFASigma Aldrich, St Louis, MO5881Sklep pod adresem 4 ° C
MTB H37Rv ekstraktDifco Laboratories, Detroit, MI231141Przechowywać w 4 ° C
PTList Biologicals Laboratories, Campbell, CA181Sklep pod adresem 4 ° C
1x PBSCorning, Manassas, VA21-040-CVSklep pod adresem 4 ° C
IsofluranePiramal Healthcare, Bombaj, IndieNDC66794-013-25
Samice myszy A/JJackson Laboratories, Bar Harbor, ME646
Luer-lok sterylna strzykawka 1 mlBD, Franklin Lakes, NJ309628
Luer-lok sterylna strzykawka 3 mlBD, Franklin Lakes, NJ309657
Sterylna igła, 18 GBD, Franklin Lakes, NJ
Sterylna igła, 27 1/2 GBD, Franklin Lakes, NJ305109
3-kierunkowy kranSmiths Medical ASD, Inc. Dublin, OHMX5311L
Rolki bandaża z gazy KerlixCovidien, Mansfield, MA6720
KimwipesKimberly-Clark Professional, Roswell, GA34155
Protouch PończochaMedline Przemysł, Mundelein, IL30-1001
Sterylne nożyczki chirurgiczne i kleszczeNarzędzie INOX Corporation
MikropiekarnikGE Healthcare, 
System terapii ciepłem i zimnem ThermiPAQ Theramics Corporation, Springfield, IL
Lampa grzewcza dlaEnergy Savers Unlimited, Inc. Carson, CA
Taśmy Transpore3M Target Corporation, MN
Up and Up Maść antybiotykowa siarczan polimyksyny B / Bacytracyna / siarczan neomycynyTarget Corporation, MN
North Safety Zatyczki do uszu z pianki DeciDamp-2PVCBezpieczeństwo Północ Bezpieczeństwo Produkty, Smithfield, RI
Aplikator z końcówką bawełnianą, 6' ’ drewniana łodyga Jorgensen Laboratories, Inc. Loveland, CO
Komora indukcyjna anestezjologii Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI
System wsparcia anestezjologii Summit do regulacji przepływu znieczulenia Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI
Specjalnie zaprojektowany uchwyt na zwierzętaAgilent Technologies, Santa Clara, CA
Bickford  Omnicon F/Air  Jednostka filtra gazów anestezjologicznych A.M. Bickford, Inc. Wales Center, NY
Moduł pulsoksymetru, system monitorowania i bramkowania małych zwierząt kompatybilny z MR Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, Nowy Jork
Butla tlenowa Matheson-Tri Gas, Strefa Północno-Centralna, Lincoln, NE
Regulator gazu Western Medica, Jezioro Zachodnie, OH
Moduł przerywania sygnału, kompatybilny z MR system monitorowania i bramkowania małych zwierzątSmall Animal Instruments, Inc. Stony Brook, Nowy Jork
9,4 T (400 MHz) Skaner MR z pionowym otworem rdzeniowym 89 mmAgilent Technologies, Santa Clara, CA
Cewka RF do mikroobrazowania krocionogów o średnicy 4 cmAgilent Technologies, Santa Clara, Kalifornia
Monitor komputerowy SAMSmall Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY
Oprogramowanie do ilościowej analizy obrazów medycznychhttp://segment.heiberg.se;   Segment v1.8 R1430,  Medviso, region Oresunds, Szwecja
Oprogramowanie MatlabThe Mathworks, Inc.  Natick, MA
System operacyjny
305195 Computer-Unix

Bibliografia

  1. Heidenreich, P. A., et al. Forecasting the future of cardiovascular disease in the United States: a policy statement from the American Heart Association. Circulation. 123 (8), 933-944 (2011).
  2. Fujinami, R. S., et al. Molecular mimicry, bystander activation, or viral persistence: infections and autoimmune disease. Clin Microbiol Rev. 19 (1), 80-94 (2006).
  3. Cihakova, D., Rose, N. R. Pathogenesis of myocarditis and dilated cardiomyopathy. Adv Immunol. 99, 95-114 (2008).
  4. Donermeyer, D. L., et al. Myocarditis-inducing epitope of myosin binds constitutively and stably to I-Ak on antigen-presenting cells in the heart. J Exp Med. 182 (5), 1291-1300 (1995).
  5. Gangaplara, A., et al. Coxsackievirus B3 infection leads to the generation of cardiac myosin heavy chain-alpha-reactive CD4 T cells in A/J mice. Clin Immunol. 144 (3), 237-249 (2012).
  6. Huber, S. A., Lodge, P. A. Coxsackievirus B-3 myocarditis in Balb/c mice. Evidence for autoimmunity to myocyte antigens. Am J Pathol. 116 (1), 21-29 (1984).
  7. Massilamany, C., et al. Identification of novel mimicry epitopes for cardiac myosin heavy chain-alpha that induce autoimmune myocarditis in A/J mice. Cell Immunol. 271, 438-449 (2011).
  8. Pummerer, C. L., et al. Identification of cardiac myosin peptides capable of inducing autoimmune myocarditis in BALB/c mice. J Clin Invest. 97 (9), 2057-2062 (1996).
  9. Rose, N. R., Hill, S. L. The pathogenesis of postinfectious myocarditis. Clin Immunol Immunopathol. 80, (1996).
  10. Saraste, A., et al. Coronary flow reserve and heart failure in experimental coxsackievirus myocarditis. A transthoracic Doppler echocardiography study. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, (2006).
  11. Altes, T. A., et al. Hyperpolarized 3He MR lung ventilation imaging in asthmatics: preliminary findings. J Magn Reson Imaging. 13 (3), 378-384 (2001).
  12. Driehuys, B., et al. Small animal imaging with magnetic resonance microscopy. ILAR J. 49 (1), 35-53 (2008).
  13. Smith, B. R. Magnetic resonance microscopy with cardiovascular applications. Trends Cardiovasc Med. 6 (8), 247-254 (1996).
  14. Potter, K. Magnetic resonance microscopy approaches to molecular imaging: sensitivity vs specificity. J Cell Biochem Suppl. 39, 147-153 (2002).
  15. Benveniste, H., Blackband, S. MR microscopy and high resolution small animal MRI: applications in neuroscience research. Prog Neurobiol. 67, 393-420 (2002).
  16. Epstein, F. H., et al. MR tagging early after myocardial infarction in mice demonstrates contractile dysfunction in adjacent and remote regions. Magn Reson Med. 48 (2), 399-403 (2002).
  17. Gewalt, S. L., et al. MR microscopy of the rat lung using projection reconstruction. Magn Reson Med. 29 (1), 99-106 (1993).
  18. Kern, M. J. The cardiac catheterization handbook., Edn 5th. , (2011).
  19. Heiberg, E., et al. Design and validation of Segment--freely available software for cardiovascular image analysis. BMC Med Imaging. 10, (2010).
  20. Cranney, G. B., et al. Left ventricular volume measurement using cardiac axis nuclear magnetic resonance imaging. Validation by calibrated ventricular angiography. Circulation. 82 (1), 154-163 (1990).
  21. Hiba, B., et al. Cardiac and respiratory double self-gated cine MRI in the mouse at 7 T. Magn Reson Med. 55 (3), 506-513 (2006).
  22. Bryant, D., et al. Cardiac failure in transgenic mice with myocardial expression of tumor necrosis factor-alpha. Circulation. 97 (14), 1375-1381 (1998).
  23. Neu, N., et al. Cardiac myosin-induced myocarditis as a model of postinfectious autoimmunity. Eur Heart J. 12 Suppl D, 117-120 (1991).
  24. Neumann, D. A., et al. Induction of multiple heart autoantibodies in mice with coxsackievirus B3- and cardiac myosin-induced autoimmune myocarditis. J Immunol. 152 (1), 343-350 (1994).
  25. Rose, N. R., et al. Postinfectious autoimmunity: two distinct phases of coxsackievirus B3-induced myocarditis. Ann N Y Acad Sci. 475, 146-156 (1986).
  26. Farmer, J. B., Levy, G. P. A simple method for recording the electrocardiogram and heart rate from conscious animals. Br J Pharmacol Chemother. 32 (1), 193-200 (1968).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Obrazowanie serca metod MRImodel mysi zapalenia mi nia sercowegosekwencja cine gradient echogrubo ciany kom robj to ko coworozkurczowapomiar frakcji wyrzutowejnieinwazyjna ocena sercaanaliza w oprogramowaniu Segment

Powiązane artykuły