Izolowany działający system serca dla dużych modeli zwierzęcych

Podsumowanie

Większość badań z udziałem aparatu Langendorffa wykorzystuje małe modele zwierzęce ze względu na zwiększoną złożoność systemów dla większych ssaków. Opisujemy system Langendorffa dla dużych modeli zwierzęcych, który pozwala na zastosowanie go u różnych gatunków, w tym ludzi, i stosunkowo łatwe pozyskiwanie danych.

Streszczenie

Od czasu jego wprowadzenia pod koniec^{XIX wieku,} izolowany aparat perfuzyjny Langendorffa i późniejszy rozwój działającego modelu serca były nieocenionymi narzędziami do badania funkcji układu krążenia i chorób^1-15. Chociaż preparat serca Langendorffa może być stosowany do każdego serca ssaków, większość badań z udziałem tego aparatu wykorzystuje małe modele zwierzęce (np. myszy, szczura i królika) ze względu na zwiększoną złożoność systemów dla większych ssaków^1,3,11. Jedną z głównych trudności jest zapewnienie stałego ciśnienia perfuzji wieńcowej w różnych rozmiarach serca – jest to kluczowy element każdego eksperymentu z wykorzystaniem tego urządzenia^1,11. Zastępując klasyczną hydrostatyczną kolumnę obciążenia wtórnego pompą odśrodkową, opisany poniżej aparat roboczy Langendorffa pozwala na łatwą regulację i ścisłą regulację ciśnienia perfuzji, co oznacza, że ta sama konfiguracja może być stosowana dla różnych gatunków lub rozmiarów serc. Co więcej, ta konfiguracja może również płynnie przełączać się między stałym ciśnieniem a stałym przepływem podczas reperfuzji, w zależności od preferencji użytkownika. Otwarty charakter tej konfiguracji, pomimo tego, że regulacja temperatury jest trudniejsza niż w przypadku innych konstrukcji, pozwala na łatwe gromadzenie danych dotyczących ciśnienia i objętości ścieków.

Wprowadzenie

Duża część naszego zrozumienia podstawowej biologii i fizjologii serca pochodzi z eksperymentów, które wykorzystywały izolowane, perfundowane wstecznie serce Langendorffa i izolowane działające systemy serca. Te eksperymentalne systemy są nadal szeroko stosowane w celu poszerzenia naszej wiedzy sercowo-naczyniowej na ważne tematy, w tym uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne², kondycjonowanie wstępne⁴, terapia komórkowa uszkodzonego mięśnia sercowego^5,7, wpływ leków na serce^6,9 oraz techniki zachowania alloprzeszczepu serca^8,15-18.

Chociaż oba izolowane systemy serca mogą być używane u dowolnych gatunków ssaków, są one głównie używane u małych ssaków, takich jak świnka morska, szczur czy królik^3,12,13. Większe modele zwierzęce, takie jak świnie i ludzie, dostarczają bardziej istotnych klinicznie danych, ale są rzadziej stosowane ze względu na wyższe koszty, większą zmienność biologiczną, większe objętości roztworów perfuzyjnych krwi i większe elementy wyposażenia^1,12-15. Ponadto zbieranie danych jest trudniejsze, zwłaszcza w przypadku izolowanych pracujących serc^1,3,12-15. W wyniku tej złożoności klinicznie istotne izolowane modele serca są rzadko stosowane, co poważnie utrudnia postęp badań translacyjnych nad układem sercowo-naczyniowym.

W próbie rozwiązania tych zawiłości, odizolowane przygotowanie pracy serca zostało zmodyfikowane, aby stworzyć system, który można łatwo dostosować do serc różnych gatunków, w tym człowieka, w warunkach stałego ciśnienia lub stałego przepływu Langendorffa. Komora podatności na obciążenie następcze została zastąpiona pompą odśrodkową, aby uprościć proces regulacji ciśnienia perfuzji w trybie Langendorffa i obciążenia następczego w trybie pracy. Zamiast zamkniętego zbiornika z płaszczem do przechowywania serca, system ten wykorzystuje otwartą komorę, aby ułatwić gromadzenie danych, umożliwiając zastosowanie podejścia przezwierzchołkowego do cewnikowania przewodnictwa. Co więcej, ta otwarta konstrukcja umożliwia dostęp do echokardiograficznej oceny serca, co jeszcze bardziej poszerza parametry fizjologiczne, które można zmierzyć podczas tych eksperymentów. Miejmy nadzieję, że te ulepszenia zachęcą innych do korzystania z tego systemu w badaniach translacyjnych na dużych zwierzętach.

Protokół

1. Budowa aparatu Langendorffa (Zobacz Rysunek 1)

1. Za pomocą rurki 3/8" podłącz zbiornik serca do zbiornika krwi.
   1. Upewnij się, że ta rurka przechodzi przez pompę rolkową. UWAGA: Może to wymagać użycia dwóch łączników rurowych 3/8" do 1/4" w celu utworzenia kawałka rurki 1/4" do przejścia przez pompę rolkową.
   2. Podłącz zbiornik krwi do grzałki/oksygenatora za pomocą rurki 3/8".
   3. Użyj rurki 3/8", aby podłączyć grzałkę/natleniacz do złącza Y.
   4. Podłącz jedno ramię złącza Y do pompy odśrodkowej, a następnie podłącz pompę odśrodkową do drugiego złącza Y (wszystkie z rurką 3/8").
   5. Przymocuj kawałek rurki 3/8" mocującej zawór hemostazy do ramienia skierowanego do góry, który będzie służył zarówno jako pułapka bąbelkowa, jak i środek do włożenia przetwornika ciśnienia.
   6. Przymocuj kawałek rurki 3/8" do ramienia skierowanego w dół. Ta część przyczepi się do kaniuli aortalnej (tj. linii obciążenia następczego).
   7. Podłącz drugie ramię łącznika Y do dopływu komory obciążenia wstępnego za pomocą rurki 3/8". Upewnij się, że ta rurka przechodzi przez drugą pompę rolkową.
   8. Podłącz nadmiar rurki 3/8" do odpływu tej komory. Ta część zostanie przymocowana do lewego przedsionka (tj. linii napięcia wstępnego).
2. Podłącz zbiornik tlenu i urządzenie grzewcze do grzałki/natleniacza.
3. Zacisnąć przewód biegnący od łącznika Y do komory obciążenia wstępnego, ponieważ przewód ten nie będzie używany, dopóki serce nie zostanie przełączone w tryb pracy.

2. Przygotowanie cewnika ciśnieniowo-objętościowego

1. W łaźni wodnej o temperaturze 37 °C ogrzej butelkę roztworu soli fizjologicznej.
2. Zanurzyć cewnik konduktancyjny PV i przetwornik ciśnienia w ciepłym roztworze soli fizjologicznej na co najmniej 30 minut.
3. Włącz systemy akwizycji danych, pozwalając obu rozgrzać się przez co najmniej 30 minut.

3. Przygotowanie aparatu Langendorffa

1. Włączyć zbiornik tlenu, aparat grzewczy, pompę rolkową łączącą dwa zbiorniki i pompę odśrodkową. Aparat grzewczy powinien być ustawiony na temperaturę ciała zwierzęcia (~36 °C).
2. Umyj krew zgodnie z instrukcjami producenta. Wolniejsze prędkości prania są zalecane w celu dokładniejszego usunięcia produktów przemiany materii z krwi (np. nadmiaru elektrolitów, lizowanego materiału komórkowego).
3. Po umyciu krwi sprawdź poziom hematokrytu przed hemodilucją.
4. Umyte czerwone krwinki rozpuścić w roztworze soli fizjologicznej do uzyskania pożądanego stężenia hematokrytu (zalecane: 20-25%) i dodać do aparatu Langendorffa.
5. Dostosuj prędkości obu pomp, aby rozpocząć przepływ krwi przez system (z wyłączeniem komory obciążenia wstępnego).
6. Sprawdzić pH i elektrolity w mieszaninie krwi i dostosować do zastosowanych gatunków do stanu fizjologicznego. UWAGA: Aby zapobiec szkodliwemu napływowi wapnia po reperfuzji, poziom wapnia w aparacie Langendorffa powinien być początkowo utrzymywany na niskim poziomie (0,3-0,5 mmol/l).
   1. Jeśli występuje spadek hematokrytu przy jednoczesnym wzroście potasu, sprawdź dehydrogenazę mleczanową i hemoglobinę wolną od osocza, aby wykluczyć hemolizę.
   2. W przypadku wystąpienia hemolizy upewnij się, że wszystkie połączenia są szczelne i nie ma obszarów oczywistego prześwietlania.
7. Podłącz cewnik Millar do szczeliny ciśnienia wtórnego systemu PowerLab.
8. Skalibruj przetwornik ciśnienia zgodnie z instrukcjami producenta.

4. Przygotowanie serca do podłączenia do aparatu Langendorffa

UWAGA: Prawidłowo zatrzymane serce powinno być używane do wszelkich dużych eksperymentów na zwierzętach z udziałem izolowanego układu serca. Brak zatrzymania krążenia może uszkodzić serce tak, że nie będzie ono w stanie wykonać mierzalnej pracy. Celsior, czyli roztwór o niskiej zawartości potasu University of Wisconsin (UW) jest zalecany, ponieważ te roztwory są nie tylko podobne do tych stosowanych klinicznie, Ale niski poziom potasu w roztworze pomaga zapobiegać hiperkaliemii podczas obwodu. Objętość roztworu kardioplegicznego będzie zależeć od wielkości serca, przy czym 1 litr wystarczy na serca świń.

1. Szybko wyjmij serce z pojemnika do przechowywania, wylej dowolny roztwór do przechowywania w komorach, osusz i zważ.
2. Aby pomóc w utrzymaniu niskiej temperatury mięśnia sercowego do czasu, gdy serce będzie gotowe na Langendorffa, umieść serce z powrotem w pojemniku do przechowywania i ustaw je tak, aby aorta była skierowana do góry.
3. Włóż kaniulę 3/8" do aorty i zabezpiecz opaską zaciskową.

5. Dołączanie serca do Langendorffa

1. Zmniejsz pompę odśrodkową do powolnej strużki.
2. Wlej krew do aorty, aż zostanie wypełniona krwią i całkowicie odpowietrzena.
3. Ostrożnie przymocuj kaniulę aorty do rurki aortalnej w Langendorffie. Zanotuj czas mocowania.
4. Wprowadzić skalibrowany przetwornik ciśnienia przez zawór hemostazy [DS1] do aorty natywnej.
5. Rozpocznij pomiary ciśnienia i dostosuj prędkość pompy odśrodkowej, aż do uzyskania żądanego ciśnienia reperfuzji. UWAGA: Ciśnienie może się zmieniać wraz ze zmianą oporu wieńcowego. Dlatego należy uważnie monitorować ciśnienie w aorcie, szczególnie podczas początkowej reperfuzji.
6. Wzrost temperatury na urządzeniu grzewczym Temperaturę wewnątrz mięśnia sercowego mierzy się na poziomie 37 °C. UWAGA: Nastąpi opóźnienie między dostosowaniem urządzenia grzewczego a zmianami temperatury wewnątrz mięśnia sercowego. Dlatego zmiany temperatury powinny być dokonywane stopniowo.
7. Pobrać próbkę wyjściową (T = 0) ze zbiornika krwi żylnej w celu zmierzenia pH, elektrolitów i innych pomiarów biochemicznych.
8. Wprowadź sondę temperatury do przegrody i monitoruj temperaturę mięśnia sercowego. Zmniejszyć temperaturę urządzenia grzewczego, jeśli temperatura mięśnia sercowego wzrośnie powyżej 39 °C.
9. Pobieraj próbki krwi co 15 minut, dostosowując parametry fizjologiczne zgodnie z potrzebami eksperymentu.
   1. Dodawać około 1 mmol wapnia do roztworu krwi co 5 minut, upewniając się, że wapń jonowy wynosi > 0,8 mmol/l przed rozpoczęciem trybu pracy.

6. Wprowadzanie serca w tryb pracy

1. Wprowadzić kaniulę o odpowiedniej wielkości do lewego przedsionka/żyły płucnej. Można to zrobić za pomocą szwu ze sznurka do torebki lub opaski zaciskowej, w zależności od potrzeb.
2. Zamknij wszelkie otwory w lewym przedsionku, które mogą przeciekać, takie jak inne źródła żył płucnych, za pomocą szwu lub zszywek w razie potrzeby.
3. Wyreguluj wysokość komory napięcia wstępnego tak, aby wysokość kolumny dawała żądane ciśnienie napięcia wstępnego. UWAGA: Zakładając, że gęstość mieszaniny krew/krystaloid jest równa gęstości wody, 1 mmHg = 1,36 cm odległości od zastawki aortalnej do górnej granicy poziomu krwi w zbiorniku obciążenia wstępnego (np. 15 mmHg = 20,4 cm).
4. Odblokuj rurkę prowadzącą do komory obciążenia wstępnego i powoli uruchom pompę rolkową obciążenia wstępnego, pozwalając komorze obciążenia wstępnego i rurkom ładowania wstępnego całkowicie napełnić się krwią.
5. Po całkowitym odpowietrzeniu rurki z obciążeniem wstępnym powoli napełnij lewe przedsionek i kaniulę krwią.
6. Nie dopuszczając do przedostania się powietrza do systemu, podłącz rurkę z obciążeniem wstępnym do lewej kaniuli przedsionkowej.

7. Uzyskiwanie zapisów ciśnienia komorowego i objętości (PV)

1. Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta dotyczącymi kalibracji ciśnienia i kuwety Rho dla systemów akwizycji danych.
2. Umieść szew sznurkowy za pomocą szwu polipropylenowego 3-0 na wierzchołku lewej komory (LV).
3. Za pomocą igły 16 G wykonaj nacięcie w sznurku torebki.
4. Wprowadzić cewnik konduktancyjny PV do nacięcia wierzchołkowego. UWAGA: Idealne umiejscowienie cewnika będzie zależało od tego, czy wszystkie elektrody czujnikowe znajdują się w lewej wysokości, a dwie elektrody wzbudzające na zewnątrz lewej wysokości. Upewnij się, że wybrano zwierzę i cewnik o odpowiedniej wielkości (patrz Dyskusja).
5. Naciśnij przycisk "Start" w prawym górnym rogu, aby rozpocząć nagrywanie danych i określić, ile segmentów głośności jest aktywnych.
   1. Jeśli wszystkie segmenty nie są aktywne, wyreguluj położenie cewnika, aż wszystkie segmenty będą aktywne. UWAGA: Lekkie skręcenie cewnika może być konieczne w celu optymalizacji morfologii pętli
   2. Jeśli nie można uzyskać sygnałów we wszystkich segmentach, dostosuj położenie elektrod wzbudzających i elektrod czujnikowych zgodnie z instrukcjami producenta.
6. Po uzyskaniu żądanej konfiguracji postępuj zgodnie z instrukcjami producenta dotyczącymi kalibracji objętości i alfa.
7. Używając prawidłowo skalibrowanego cewnika, uzyskaj co najmniej 30 sekund podstawowych danych dotyczących ciśnienia i objętości. UWAGA: Te pętle ciśnienie-objętość zapewnią zależne od objętości pomiary czynności serca (np. rzut serca, objętość wyrzutowa).
   1. Po uzyskaniu wystarczającej liczby pętli przejdź do następnego kroku bez zatrzymywania zapisu danych, aby uzyskać dane dotyczące ciśnienia i objętości okluzji.
8. Powoli zatkaj rurkę napięcia wstępnego za pomocą rurki clamp. UWAGA: Pętle ciśnienia i objętości powinny zacząć się zmniejszać i przesuwać w dół i w lewo. Nazywa się to "zejściem w dół".
   1. Uzyskaj 10-15 sekund zejścia w dół, a następnie zwolnij rurkę clamp, aby umożliwić ponowne wejście obciążenia wstępnego do lewego przedsionka. UWAGA: Te pętle ciśnienie-objętość zapewnią niezależne od objętości pomiary czynności serca (np. praca z udarem przy wstępnym obciążeniu, koniec zależności ciśnienie skurczowe od objętości).
   2. Zatrzymaj nagrywanie danych, naciskając przycisk "Zatrzymaj" w prawym górnym rogu ekranu.
   3. Odczekaj co najmniej 5 minut przed powtórzeniem okluzji.
9. Powtórz kroki 7.7 i 7.8, aby uzyskać powtórzone pomiary.

Wyniki

Rycina 1 przedstawia schemat obwodu, w tym sugerowane rozmieszczenie cewników. Ważne elementy tego układu obejmują: zastosowanie pompy odśrodkowej do kontroli obciążenia następczego; umieszczenie cewnika ciśnieniowego (ciemnoniebieska linia) w pierścieniu aorty w celu monitorowania ciśnienia perfuzji oraz transapikalne wprowadzenie cewnika ciśnienie-objętość (PV, jasnoniebieska linia). Choć połączenia na rysunku wydają się być bezpośrednie, zaleca się stosowanie łączników w kształcie litery „Y”, szczególnie dla linii obciążenia wstępnego.

Rysunek 2 przedstawia dane uzyskane z przetwornika ciśnienia umieszczonego w zastawce aorty serca świni podczas reperfuzji w obiegu, które utrzymują się na stałym poziomie 40-42 mmHg przez ponad 20 min. Zmiany oporu naczyniowego w tętnicach wieńcowych mogą powodować wahania ciśnienia perfuzji (Rysunek 3). Odchylenia te mogą być niewielkie i stopniowe, stabilizując się z czasem (Rysunek 3a). Jednak w niektórych przypadkach zmiany te mogą być gwałtowne i wymagać regulacji przepływu pompy odśrodkowej w celu utrzymania pożądanego ciśnienia reperfuzji (Rysunek 3b). Ze względu na możliwość wystąpienia takich zmian, konieczne jest monitorowanie ciśnienia w zastawce aorty podczas reperfuzji.

Dzięki zastosowaniu transapikalnego nacięcia kłutego można łatwo uzyskać dane ciśnienie-objętość w izolowanym układzie serca. W tym doświadczeniu wykorzystano serce świńskie, które było przechowywane w zimnym (4 °C) roztworze konserwującym przez 2 hr. Po początkowym wprowadzeniu cewnika PV pętle były słabej jakości (Ryc. 4a), z licznymi obszarami nakładania się i brakiem wyraźnych komponentów cyklu serca. Jednak po minimalnej manipulacji cewnikiem wewnątrz komory morfologia pętli uległa znacznej poprawie (Ryc. 4b), co umożliwiło dokonanie pomiarów.

Pomimo optymalizacji pozycji cewnika, pętle uzyskane w układzie ex vivo (Rycina 5, górny rząd) mogą mieć inną morfologię niż pętle in vivo (Rycina 5, dolny rząd). Zmiany morfologii pętli wynikają prawdopodobnie z innej orientacji serca w układzie w porównaniu do zwierzęcia w pozycji na plecach, a także z braku połączeń anatomicznych występujących u żywego zwierzęcia (takich jak osierdzie). Ponadto zastosowanie elektrod stymulujących w celu regulacji częstości akcji serca (zalecane miejsce mocowania: przegroda międzykomorowa) wprowadza zewnętrzny prąd elektryczny, co prowadzi do wystąpienia skoków widocznych w prawym dolnym fragmencie pętli ex vivo. Jednak dopóki pętle te nadal zawierają komponenty cyklu serca, mogą one dostarczać interpretowalnych danych. W Tabeli 1 wymieniono liczne parametry funkcjonalne uzyskane z tych pętli ciśnienie-objętość przy użyciu cewnika PV. Przechowywanie statyczne w niskiej temperaturze prawdopodobnie spowodowało pewne uszkodzenia wewnętrzne serca, co pomaga wyjaśnić niektóre zmiany w wartościach uzyskanych w układzie w porównaniu z pomiarami in vivo. Część zmienności w obrębie zmiennych zależnych od obciążenia wynika również z prawdopodobnych różnic w obciążeniu wstępnym między układem a żywym zwierzęciem.

Rysunek 1. Schemat aparatury.

Rysunek 2. Reprezentatywne pomiary ciśnienia w akarcie aorty podczas reperfuzji.

Rycina 3. Przykłady zmian ciśnienia w pierścieniu aorty, które mogą wystąpić podczas reperfuzji. Zmiany te mogą mieć charakter stopniowy i samokorygujący się (A) lub gwałtowny, wymagający zmiany ustawień pompy odśrodkowej (B).

Rycina 4. Pętle ciśnienie-objętość uzyskane bezpośrednio po wprowadzeniu cewnika przez wierzchołek serca (A) oraz po niewielkiej manipulacji cewnikiem (B). Należy zwrócić uwagę na poprawę morfologii pętli, w wyniku której wyeliminowano ich krzyżowanie się, a elementy cyklu serca stały się rozpoznawalne. Skoki w prawym dolnym fragmencie obu zestawów pętli wynikają ze stosowania stymulatora, który wprowadza zewnętrzny sygnał elektryczny.

Rycina 5. Reprezentatywne pomiary ciśnienia i objętości wykonane w obwodzie ex vivo (górny rząd) oraz pomiary in vivo (dolny rząd) dla porównania. Ponownie, w prawym dolnym rogu obu zestawów pętli ex vivo widoczne są impulsy stymulatora.

Tabela 1. Parametry funkcjonalne uzyskane dla serca świni in vivo (lewa kolumna) oraz na aparacie do pracującego serca po 2 hr przechowywania na zimno (prawa kolumna). CO: rzut serca; E_a: elastancja tętnicza; EDPVR: końcoworozkurczowa zależność ciśnienie-objętość; EDV: końcoworozkurczowa objętość; ESPVR: końcowoskurczowa zależność ciśnienie-objętość; PRSW: praca udarowa rekrutowalna przez obciążenie wstępne; PVA: pole ciśnienie-objętość; SV: objętość wyrzutowa; SW: praca udarowa.

Dyskusja

Izolowany aparat perfuzyjny serca Langendorffa i działający model serca doprowadziły do jednych z najbardziej fundamentalnych odkryć w fizjologii, patologii i farmakologii serca. Wszechstronność tego modelu pozwala na jego stosowanie z różnymi gatunkami w różnych warunkach normalnych i patologicznych^1-18. Jednak izolowany model serca nie jest powszechnie stosowany w przypadku dużych ssaków, zwłaszcza serc ludzkich, częściowo ze względu na zwiększoną złożoność zarówno projektowania aparatury, jak i gromadzenia danych. W związku z tym przedstawiony w niniejszym dokumencie protokół demonstruje próbę poprawy tych złożoności, która skutkuje stosunkowo powtarzalnym sposobem badania izolowanych serc świń.

Kluczowym elementem naszej instalacji jest zastąpienie komory podatności tętniczej/obciążenia wtórnego pompą odśrodkową. Ta wymiana pozwala na lepszą kontrolę ciśnienia perfuzji wieńcowej i obciążenia następczego odpowiednio w trybie Langendorffa i pracy serca, co pozwala na łatwe dostosowanie tej konfiguracji do serc o różnych rozmiarach i gatunkach. Na przykład w tym projekcie serca świń są reperfowane przy 40-45 mmHg, podczas gdy ludzkie serca są reperfowane przy 60-65 mmHg. Ta zmiana ciśnienia odbywa się po prostu poprzez regulację ustawień pompy odśrodkowej; Żaden element systemu nie musi być fizycznie dostosowywany. Co więcej, umieszczenie przetwornika ciśnienia w korzeniu aorty w celu monitorowania ciśnienia w korzeniu umożliwia łatwe przejście między stałym przepływem a stałym ciśnieniem w trybie Langendorffa. Chociaż ta zmiana usuwa klasyczną komorę zgodności, pompa odśrodkowa, umożliwiając dwukierunkowy przepływ w oparciu o gradient ciśnienia, może służyć jako komora zgodności. Przy skurczu i wyrzuconej objętości wyrzutowej przepływ wsteczny przez pompę służy do zmniejszenia ciśnienia obciążenia następczego, replikując elastyczność aorty.

Ważna jest również otwarta konstrukcja tego aparatu. Umieszczenie serca w otwartej przestrzeni, zamiast w półzamkniętej komorze lub lejku, pozwala na łatwiejsze oprzyrządowanie do pomiarów ciśnienia i objętości. Otwarta konstrukcja umożliwia zastosowanie nacięcia przezwierzchołkowego w celu umieszczenia cewnika LV, unikając dostępu przezzastawkowego. Dostęp przezpęcherzykowy jest trudniejszy technicznie i zwykle wymaga fluoroskopii w celu prawidłowego umieszczenia. Co więcej, takie podejście może również wywołać niewydolność zastawek. Stosując podejście przezwierzchołkowe, bezpiecznie i łatwo umieszczamy cewnik w lewej komorze, eliminując jednocześnie dodatkowe koszty i niedogodności związane z fluoroskopią. Otwarta konstrukcja zapewnia również łatwy dostęp do echokardiografii i zbierania ścieków, co jeszcze bardziej rozszerza parametry funkcjonalne i biochemiczne, które można ocenić podczas korzystania z tego systemu.

Otwarta konstrukcja, choć ułatwia gromadzenie danych, utrudnia regulację temperatury mięśnia sercowego. Utrzymanie temperatury fizjologicznej jest jednym ze znanych problemów z Langendorffem lub pracującym układem serca^1,3,11,13. System Langendorffa zazwyczaj zawiera komorę termiczną, która pomaga utrzymać odpowiednią temperaturę, ale komora ta utrudnia również wprowadzenie cewnika ciśnieniowo-objętościowego komorowego. Aby rozwiązać problem gorszej regulacji temperatury w konstrukcji otwartej, za zbiornikiem umieszczono natleniacz/wymiennik ciepła. Minimalna przestrzeń między wymiennikiem ciepła a kaniulą aorty zmniejsza straty ciepła, a sonda temperatury mięśnia sercowego zapewnia normotermię. Zastosowanie rurek z płaszczem lub zewnętrznych źródeł ciepła może być również wykorzystane do pomocy w kontroli temperatury.

Kolejnym unikalnym elementem tego protokołu jest płukanie autologicznej krwi badanej świni i odtworzenie jej w roztworze soli fizjologicznej. Chociaż stosowanie perfuzatów krwi pełnej lub czerwonych krwinek wzmocnionych krystaloidowymi nie jest rzadkością, wiąże się z problemami. Pierwsza z nich zwykle wymaga zwierzęcia dawcy, co wiąże się ze znacznymi kosztami eksperymentu, podczas gdy druga może mieć problemy z immunogennością, ponieważ zwykle pochodzi z krwi bydlęcej^1,11-13. Myjąc oryginalną krew świni, protokół wymaga tylko jednego zwierzęcia, a problemy z immunogennością są eliminowane. Ponadto proces mycia usuwa większość elektrolitów, co oznacza, że można nimi łatwo manipulować zgodnie z parametrami eksperymentalnymi. Wreszcie, użycie jednostki do konserwacji krwi usuwa większość białek we krwi, co jest zarówno zaletą, jak i wadą tego procesu. Zaletą jest to, że wszelkie białka krzepnięcia i immunologiczne/zakaźne są usuwane, co zmniejsza prawdopodobieństwo powstania zakrzepów lub zanieczyszczenia. Wadą jest to, że mieszanina ta ma niskie ciśnienie onkotyczne, co może prowadzić do obrzęku mięśnia sercowego i ewentualnie utraty funkcji serca w miarę upływu czasu. Problem ten można jednak rozwiązać poprzez dodanie albuminy lub innego koloidu.

Upewnienie się, że zwierzę i cewnik zostały dobrane w odpowiedniej wielkości, jest równie ważne, jak użycie prawidłowo działającego aparatu sercowego. Idealnie byłoby, gdyby cewnik został umieszczony ze wszystkimi elektrodami czujnikowymi wewnątrz przestrzeni komorowej, a dwie elektrody wzbudzające (tj. najbardziej proksymalne elektrody) na zewnątrz przestrzeni komorowej. Jeśli jama komorowa zwierzęcia jest zbyt mała lub odstępy między elektrodami są zbyt duże, wszystkie segmenty nie zmieszczą się w przestrzeni LV. Podczas gdy położenie elektrod wzbudzających można regulować, mała wnęka niskiego napięcia może również powodować zginanie lub zakrzywianie cewnika, co utrudnia gromadzenie danych. Dlatego do analizy funkcjonalnej serc dużych zwierząt zaleca się wielkość zwierzęcia wynoszącą co najmniej 60 kg. W przypadku zwierzęcia tej wielkości odstęp między elektrodami wynoszący 7 mm zwykle pozwala na całkowite wprowadzenie cewnika.

Podsumowując, manuskrypt ten opisuje izolowany działający system serca, który upraszcza regulację ciśnienia perfuzji, gromadzenie danych i ogólny projekt, jednocześnie utrudniając kontrolę temperatury. Miejmy nadzieję, że te modyfikacje izolowanego pracującego serca pozwolą na jego zwiększone zastosowanie w sercach dużych ssaków, w tym ludzi, pogłębiając naszą wiedzę na temat patologii serca i umożliwiając odkrycie bardziej istotnych klinicznie opcji leczenia.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
PowerLab 16/35 z przyrządami LabChart Pro	ADInstruments	PL3516/P
MPVS Ultra Pressure-Volume Unit	ADInstruments	880-0168
Cewnik Ventri-Cather (5F, 12E, 7 mm, DField, prosty, 122 cm)	Millar	VENTRI-CATH-507s
(3.5F, Pojedynczy, Prosty, 100 cm, NY, Nienaprawialny)	Millar	SPR-524
Przedłużacz PV (10 stóp)	ADInstruments	CEC-10PV
interfejsu cewnika (10 stóp)	ADInstruments	PEC-10D
Rho Kuweta kalibracyjna	ADInstruments	910-1060
MPVS Ultra BNC Cable Pack	ADInstruments	880-0172
System autotransfuzji	Sorin	7320000
Zestaw misek z niskim Objętość (135 ml) Misa wirówki	Sorin	7135100
Dotleniacz/Wymiennik ciepła	Terumo	3CXSX18RX
Sonda przepływu okołonaczyniowego	Systemy transsoniczne	Seria PAU	Rozmiar sondy przepływu zależy od wielkości zwierzęcia; dla świni o wadze 60 kg zaleca się sondę 20 lub 24 mm
Moduł przepływomierza okołonaczyniowego	Systemy transsoniczne	TS420
Czujnik temperatury mięśnia sercowego	Smiths Medical	MTS-40015
16 G 1" Igła zwykła	BD Inc.
4-0 szew polipropylenowy (dwuramienny)	Ethicon	8526H	Do ściegów torebkowo-sznurkowych
2-0 szew polipropylenowy (jednoramienny)	Ethicon	8833H
Opaski kablowe	ULINE	S-1021
Pistolet do opasek kablowych	ULINE	H-241
Przezroczysta, elastyczna rurka PVC	VWR International	89068	Średnica wewnętrzna zależy od używanych kaniul, pomp i innego sprzętu; Najczęściej używane rurki 1/4", 3/8"
Złączki do rur prostych	VWR International	46600
Łączniki rurowe w kształcie litery Y	Thermo Scientific	6152
Pułapka bąbelkowa z płaszczem	Radnoti	14040	Do komory napięcia wstępnego
Pompa odśrodkowa	Maquet	70105	Pompa odśrodkowa i pompy rolkowe zostały uzyskane z oddziału perfuzji po zastosowaniu klinicznym.
Pompy rolkowe	Maquet	HL-20
Zawór hemostazy	Merit Medical	MAP150
Analizator parametrów krytycznych Laboratorium	oprzyrządowania 570001000