Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Katalizator RNA jako reporter do badań przesiewowych leków przeciwko edycji RNA w trypanosomach

8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51712

⸱

22 lipca 2014

 ,  , 
1Department of Biochemistry, McGill University, 2Institute of Parasitology, McGill University, 3McGill Centre for Bioinformatics, McGill University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

W tym artykule opisano wysoce czuły test oparty na rybozymie, mający zastosowanie do wysokoprzepustowych badań przesiewowych substancji chemicznych ukierunkowanych na unikalny proces edycji RNA w patogenach trypanosomatidów. Inhibitory mogą być wykorzystywane jako narzędzia do opartej na hipotezach analizy procesu edycji RNA, a ostatecznie jako terapie.

Streszczenie

Znaczący postęp został osiągnięty w określaniu mechanizmu edycji mitochondrialnego RNA w trypanosomach. Podobnie poczyniono znaczne postępy w identyfikacji składników kompleksu edosomów, które katalizują edycję RNA. Jednak nadal nie jest jasne, w jaki sposób te białka współpracują ze sobą. Związki chemiczne uzyskane z wysokoprzepustowego sita przeciwko editosomowi mogą blokować lub wpływać na jeden lub więcej etapów cyklu edycji. W związku z tym identyfikacja nowych związków chemicznych pozwoli na uzyskanie cennych sond molekularnych do analizy funkcji i składania edosomów. W poprzednich badaniach testy edycji in vitro przeprowadzano przy użyciu znakowanego radioaktywnie RNA. Testy te są czasochłonne, nieefektywne i nieodpowiednie do celów wysokoprzepustowych. W tym miejscu przedstawiono jednorodny test reporterowy rybozymu młota in vitro oparty na fluorescencji "mix and measure" do monitorowania edycji RNA. Dopiero w wyniku edycji RNA rybozymu młota dochodzi do rozszczepienia substratu oligorybonukleotydu fluorescencji rezonansu (FRET). To z kolei powoduje oddzielenie fluoroforu od wygaszacza, wytwarzając w ten sposób sygnał. W przeciwieństwie do tego, gdy funkcja editosomu jest zahamowana, sygnał fluorescencji zostanie wygaszony. Jest to bardzo czuły i prosty test, który powinien być ogólnie stosowany do monitorowania edycji RNA in vitro lub wysokoprzepustowych badań przesiewowych substancji chemicznych, które mogą hamować funkcję editosomów.

Wprowadzenie

Proces edycji RNA, posttranskrypcyjnej modyfikacji mRNA, został po raz pierwszy odkryty u trypanosomatidów1. Od tego czasu przeprowadzono znaczące prace nad badaniem mechanizmu stojącego za edycją RNA u Trypanosoma brucei2,3. W serii reakcji enzymatycznych editosom, rdzeń kompleksu około 20 białek, tworzy dojrzałe mitochondrialne mRNA dla wielu składników systemu fosforylacji oksydacyjnej generującego energię. Kolejność zdarzeń katalitycznych to rozszczepienie endonukleolityczne, dodanie lub delecja urydylanu (U) oraz ligacja, zgodnie z wytycznymi RNA (gRNA)4.

Oprócz podstawowych białek kompleksu edosomów, zidentyfikowano również szereg czynników pomocniczych5-7. Białka te są najczęściej pogrupowane w niezależne kompleksy. Jednak kolejność składania białek w rdzeniowym kompleksie edosomowym i wzorce interakcji kompleksu rdzeniowego z kompleksami pomocniczymi nie zostały jeszcze ustalone. Ukierunkowanie na proces edycji RNA w trypanosomatydach może dostarczyć chemicznych dyssektorów, które pomagają w badaniu składania i funkcji kompleksu edosomów. Co więcej, badania funkcjonalne nad kilkoma białkami editosomów wykazały niezbędność na różnych etapach życia, co wskazuje na ich potencjał jako celów terapeutycznych8-12. Dlatego znalezione inhibitory editosomu mogą również działać jako związki ołowiowe przeciwko trypanosomatydom. Jest to bardzo ważne, ponieważ obecnie dostępne leki przeciwko chorobom wywoływanym przez trypanosomatid są toksyczne, nieskuteczne i drogie13,14.

Skuteczny i wygodny test in vitro jest niezbędny do zbadania chemicznego wszechświata pod kątem specyficznych inhibitorów, które blokują edycję RNA. Opracowano trzy testy, które zastosowano do monitorowania aktywności edyosomów: (a) pełny test edycji RNA in vitro 15, (b) wstępnie rozszczepiony test edycji RNA in vitro 16,17 oraz (c) test oparty na rybozymie młotkowatym (HHR)18. Pierwsze dwa testy polegają na bezpośredniej wizualizacji edytowanego produktu (mRNA ATPazy 6) za pomocą radioaktywności. Test oparty na HHR wykorzystuje zmodyfikowaną wersję mRNA ATPazy 6, która jest modelowana tak, aby zachowywała się jak rybozym podczas edycji. Funkcjonalny rybozym następnie specyficznie rozszczepia znakowany radioaktywnie substrat RNA, służąc jako reporter. Niedawno Moshiri i in. opracowali test reporterowy in vitro oparty na HHR do monitorowania edycji RNA, w którym znakowany radioaktywnie substrat RNA jest zastępowany substratem rezonansu fluorescencyjnego (FRET)19. Główne zalety tego testu to: (a) jest to szybki i wygodny test typu mieszania i mierzenia, ponieważ produkcja aktywnego rybozymu i rozszczepienie substratu zachodzą jednocześnie w tej samej probówce w małej objętości (tj. 20 μl), (b) pozwala uniknąć stosowania materiałów znakowanych radioaktywnie, (c) czułość, którą zapewnia oprzyrządowanie fluorescencyjne w formacie płytki z mikromiareczkowaniem, oraz d) wysoki stosunek sygnału do szumu. Za pomocą tego testu potwierdzono wpływ znanych inhibitorów ligazy edytujących RNA na oczyszczony edytosom19. Eksperyment ten potwierdził walidację testu do szybkiej identyfikacji inhibitorów edycji RNA, głównie w odniesieniu do całych edosomów z T. brucei.

Rysunek 1 to szczegółowy schemat testu edycji RNA in vitro opartego na fluorescencji. Protokół ten może być używany do monitorowania edycji RNA in vitro lub łatwo dostosowany do badań przesiewowych bibliotek związków o różnych skalach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Poniższy protokół opisuje procedurę przeprowadzania testu edycji RNA opartego na fluorescencji. Test można przeprowadzić w pojedynczej probówce PCR, płytkach 96-dołkowych lub 384-dołkowych, w zależności od zakresu eksperymentu. Następnie sygnał fluorescencyjny może być odczytany na odpowiednim systemie detekcji PCR w czasie rzeczywistym. Test tutaj jest opisany w kontekście płytek 384-dołkowych.

1. Hodowla komórek T. brucei

  1. Przygotuj pożywkę wzrostową dla komórek procyklicznych T. brucei. Na 1 l podłoża:
    1. Rozpuścić 25,4 g proszku SDM-79 w 800 ml miliQ wody.
    2. Dodać 2 gNaHCO3 i pH do 7,3 z 10 M NaOH.
    3. Dodaj wodę nanoczystą do końcowej objętości 900 ml, wysterylizuj filtr.
    4. Dodać płodową surowicę bydlęcą (FBS), roztwór penicyliny-streptomycyny i heminę (2,5 mg/ml) do końcowych stężeń odpowiednio 10% (v/v), 100 U/ml i 7,5 mg/l.
  2. Hoduj 300 ml komórek T. brucei 1.7A typu dzikiego (forma procykliczna) w temperaturze 28 °C, wstrząsając z prędkością 70 obr./min do gęstości 1,5 x 107 komórek/ml. UWAGA: Powinno to wytworzyć 3 ml aktywnego editosomu z ~0,5 mg białka całkowitego, wystarczającego na 600 reakcji edycji.
  3. Zebrać komórki przez odwirowanie w temperaturze 6 000 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  4. Przemyć osad 50 ml schłodzonego buforu PBSG (10 mM Na2HPO4, 10 mM NaH2PO4, 145 mM NaCl i 6 mM glukozy) i ponownie odwirować komórki przez odwirowanie przy 10 000 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.

2. Izolacja surowych mitochondriów

UWAGA: Wszystkie czynności należy wykonywać na lodzie lub w temperaturze 4 °C, aby zachować aktywność edytosomu.

  1. Ponownie zawiesić zebrane komórki w 30 ml buforu DTE (1 mM Tris-HCl pH 8,0 i 1 mM EDTA). Użyj 40 ml sterylnego homogenizatora Dounce (wstępnie schłodzonego), aby naruszyć błonę komórkową, głaszcząc co najmniej 10 razy w górę iw dół po lodzie.
  2. Natychmiast dodać 4,3 ml 60% sacharozy (w/v; tj. 1,75 M) do homogenatu do końcowego stężenia 0,25 M. Wirować przy 15 800 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C, aby preferencyjnie obniżyć mitochondria.
  3. Zawiesić osad mitochondrialny w 4,6 ml buforu STM (20 mM Tris-HCl pH 8,0, 250 mM sacharozy i 2 mM MgCl2). Dodać 13,8 μl 0,1 M CaCl2 i 4 μl DNazy I wolnej od RNaz do końcowych stężeń odpowiednio 0,3 mM i 9 U/ml. Inkubować mieszaninę przez 1 godzinę na lodzie.
  4. Dodać 4,6 ml buforu STE (20 mM Tris-HCl pH 8,0, 250 mM sacharozy i 2 mM EDTA) w celu dezaktywacji DNazy I. Wirówkę przy 15 800 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  5. Zawiesić osad w 400 μl buforu do lizy (10 mM Tris-HCl pH 7,2, 10 mM MgCl2, 100 mM KCl, 1 μg/ml pepstatyny, 1 mM DTT i 1x kompletny inhibitor proteazy wolny od EDTA) i przenieść do probówki do mikrofuge.
  6. Dodać 10% Triton X-100 do końcowego stężenia 1% i inkubować lizat przez 15 minut w temperaturze 4 °C na rotatorze probówkowym.
  7. Oczyścić lizat mitochondrialny przez dwukrotne odwirowanie w temperaturze 17 000 x g przez 15 minut w temperaturze 4 °C, za każdym razem zachowując oczyszczony supernatant.

3. Oczyszczanie edytosomów

  1. Wlej 10 ml 10%-30% (v/v) liniowego gradientu glicerolu (Tabela 1) do probówki ultrawirówkowej za pomocą 2x bufora gradientowego HHE (40 mM HEPES pH 7,9, 20 mM Mg(OAc)2, 100 mM KCl i 2 mM EDTA) i ekspresu gradientowego, postępując zgodnie z instrukcją obsługi.
  2. Ostrożnie usunąć 500 μl roztworu z górnej części gradientu glicerolu i delikatnie załadować 500 μl oczyszczonego lizatu mitochondrialnego. Wirować z prędkością 178 000 x g przez 6 godzin w temperaturze 4 °C za pomocą ultrawirówki.
  3. Zebrać 500 μl frakcji sekwencyjnie od góry do dołu gradientu w temperaturze 4 °C. Następnie zamroź frakcje za pomocą ciekłego azotu i przechowuj w temperaturze -80 °C do momentu użycia.

4. Przygotowanie RNA

  1. Wyżarzać odpowiednią matrycę DNA zawierającą sekwencję komplementarną do sekwencji promotora T7 (Tabela 2) za pomocą oligonukleotydu promotora T7 (5'-TAATACGACTCACTATAGGG-3') w stosunku molowym 1:1 przez ogrzewanie w temperaturze 90 °C przez 3 minuty i chłodzenie w temperaturze pokojowej przez co najmniej 10 minut.
  2. Transkrybuj RNA za pomocą zestawu do transkrypcji in vitro, postępując zgodnie z instrukcją obsługi.
  3. Zatrzymaj reakcję transkrypcji, dodając równą objętość 7 M barwnika mocznikowego (7 M mocznika, 0,05% ksylenu cynolu i 0,05% błękitu bromofenolowego). Stosować na filtrze sterylizowanym 9% denaturującym żelem poliakrylamidowym (9% akrylamid, 7 M mocznik, 1x TBE) .
  4. Użyj cieniowania ultrafioletowego (UV) za pomocą krótkofalowej lampy UV, aby zlokalizować i wyciąć odpowiednie RNA. Umieść wycięty kawałek żelu w probówce do mikrofucji i dodaj 400 μl żelowego buforu elucyjnego (20 mM Tris-HCl pH 7,5, 250 mM NaOAc, 1 mM EDTA i 0,25% SDS). Elute przez noc w RT na rotatorze rurowym.
  5. Wytrącić eluowany RNA, dodając 1 ml zimnego 100% etanolu i inkubując w temperaturze -80 °C przez 30 minut lub -20 °C przez noc.
  6. Wirować przy 16 000 x g przez 30 minut w temperaturze 4 °C, aby rozdrobnić RNA.
  7. Umyj granulat 1 ml 75% etanolu. Wirować przy 16 000 x g przez 20 minut w temperaturze 4 °C.
  8. Ponownie zawiesić odpowiednio osad RNA w wodzie wolnej od RNazy, aby osiągnąć pożądane stężenia, jak pokazano w Tabeli 2.

5. Test edycji RNA oparty na fluorescencji

  1. Dla pojedynczej reakcji połączyć 1 pmol (1 μl) preA6Rbz i 2,5 pmol (1 μl) gA6Rbz (stosunek molowy 1:2,5) w probówce do mikrofuge, inkubować w temperaturze 70 °C przez 3 minuty i pozostawić w temperaturze RT przez co najmniej 10 minut.
  2. W międzyczasie przygotować mieszaninę wzorcową, korzystając z tabeli 3, bez preA6Rbz i gA6Rbz, do reakcji edycji zawierającej 1x bufor HHE (25 mM HEPES pH 7,9, 10 mM Mg(OAc)2, 50 mM KCl i 10 mM EDTA), 1 mM ATP, 5 mM CaCl2, 16 ng/μl RNA drożdży Torula, 0,1% Triton X-100, i oczyszczony editosom.
  3. Dodaj wyżarzone preA6Rbz i gA6Rbz, aby zakończyć miks główny.
  4. Dozować 18 μl mieszanki wzorcowej (tabela 3) do studzienek zawierających 2 μl wody wolnej od RNaz (studzienki bez związków) lub 2 μl 200 μM związków chemicznych i umieścić próbki kontrolne na płytce zgodnie z rysunkiem 5.
  5. Uszczelnij płytkę za pomocą uszczelniacza do płyt i obróć płytkę w dół, aby usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza. Inkubować w temperaturze 28 °C przez 4 godziny.
  6. Dodać 25 pmol (2 μl) konkurenta gA6Rbz do każdej studzienki. Umieść świeży uszczelniacz, odkręć płytkę i umieść ją na maszynie do PCR w czasie rzeczywistym. Zaprogramuj następujący eksperyment:
    Krok 1: 85 °C przez 5 min; Krok 2: 24 °C przez 10 min; Krok 3: Zatrzymaj się.
  7. Dodać 15 pmol (1 μl) podłoża FRET do każdej studzienki do końcowej objętości 23 μl. Uszczelnić płytkę świeżym uszczelniaczem. Szybko obróć płytkę i umieść ją z powrotem na maszynie do PCR w czasie rzeczywistym.
  8. Zaprogramuj nowy eksperyment, wykonując następujące czynności:
    Krok 1: 37 °C przez 1 min; Krok 2: Przeczytaj; Krok 3: Przejdź do kroku 1, 40 razy; Krok 4: Zatrzymaj się.
  9. Ustaw płytkę, zaznaczając wszystkie studzienki, które wymagają odczytu i wybierz filtr FAM. Wprowadź objętość jako 23 μl i rozpocznij bieg.
  10. Oblicz nachylenie wartości uzyskanych z każdego dołka/próbki, aby uzyskać pomiar kinetyczny, wykreślając nachylenia na wykresie słupkowym do analizy. UWAGA: Odczyt kinetyczny poprawia stosunek sygnału do szumu między próbką a tłem; ponieważ próbka tła miałaby nachylenie bliskie zeru. Odczyt punktu końcowego ma wyższy szum tła.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby zademonstrować kroki niezbędne do przygotowania przesiewu na dużą skalę, Rysunki 2-5 przedstawiają reprezentatywne eksperymenty kontrolne dotyczące jakości testu. Są to kluczowe eksperymenty kontrolne, zapewniające spójność testu w ciągu wielu dni przesiewania lub służące do porównywania różnych paneli przesiewowych.

Ocena stosunku sygnału do szumu fluorescencji

Aby zapewnić stabilność i jakość znakowanego fluoresceiną substratu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zaprezentowano nową, wysokoprzepustową metodę badań przesiewowych w celu identyfikacji inhibitorów kompleksu trypanosomów do edycji RNA, dostarczając nowego narzędzia do opracowywania leków przeciwdziałających chorobom wywoływanym przez trypanosomatydy. Test rybozymowy na bazie FRET jest szeroko stosowany do różnych celów20-22; jednak wykorzystaliśmy zdolność testu rybozymu opartego na FRET do monitorowania in vitro aktywności edycji RNA19. Test ten może być potencjalnie zaadaptowany do inn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Najmeh Nikpour i Fiona Alum dostarczyły sugestii i zredagowały ten rękopis. Wydział Biochemii Uniwersytetu McGill wsparł HM i VM w ramach inicjatywy szkoleniowej CIHR w zakresie biologii chemicznej. Praca ta była wspierana przez grant Kanadyjskiego Instytutu Badań nad Zdrowiem (CIHR) 119464 (dla R. S.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
SDM-79 MediumGibco firmy Life Technologies
Płodowa surowica bydlęcaLife Technologies12483-020inaktywacja termiczna przy 55 i #176; C dla 1 godziny
Hemin, minimum 80%SigmaH5533-10G
Roztwór penicyliny-streptomycynyFisher ScientificMT-30-002-CI
Dnaza 1 rekombinowana, bez rnazy Roche4716728001
T7 RiboMax Express Duża  skala RNA  system produkcyjnyPromegaP1320
Kimble Kontes Dounce Tissue Grinders   Fisher ScientificK885300-0040   
Gradient Master, wer. 5.25 Biocomp107-201M
Ultra przezroczysta tubka, 13,2 mlBeckman Coulter344059
Optima L-100XP  Ultrawirówka Beckman Coulter392052
SW 41 Ti ROTORRedlica Beckman 331336
MicroSeal 'B' Seal, UszczelkiBioradMSB1001
CFX 384 Dotykowy system wykrywania PCR w czasie rzeczywistymBiorad185-5484
Roztwór Acryl/Bis (19:1), 40% (w/v)Bio BasicA0006-500ML
Mocznik, Klasa biologii molekularnej, 1 kgTechnologie życioweAM9902

Bibliografia

  1. Benne, R., et al. transcript of the frameshifted coxII gene from trypanosome mitochondria contains four nucleotides that are not encoded in the DNA. Cell. 46, 819-826 (1986).
  2. Hajduk, S., Ochsenreiter, T. RNA editing in kinetoplastids. RNA biology. 7, 229-236 (2010).
  3. Aphasizhev, R., Aphasizheva, I. Uridine insertion/deletion editing in trypanosomes: a playground for RNA-guided information transfer. Wiley interdisciplinary reviews RNA. 2, 669-685 (2011).
  4. Seiwert, S. D., Stuart, K. RNA editing: transfer of genetic information from gRNA to precursor mRNA in vitro. Science. 266, 114-117 (1994).
  5. Weng, J., et al. Guide RNA-binding complex from mitochondria of trypanosomatids. Molecular. 32, 198-209 (2008).
  6. Hashimi, H., Zikova, A., Panigrahi, A. K., Stuart, K. D., Lukes, J. TbRGG1, an essential protein involved in kinetoplastid RNA metabolism that is associated with a novel multiprotein complex. RNA. 14, 970-980 (2008).
  7. Ammerman, M. L., et al. Architecture of the trypanosome RNA editing accessory complex, MRB1. Nucleic Acids Res. 40, 5637-5650 (2012).
  8. Huang, C. E., O'Hearn, S. F., Sollner-Webb, B. Assembly and function of the RNA editing complex in Trypanosoma brucei requires band III protein. Molecular and cellular biology. 22, 3194-3203 (2002).
  9. Carnes, J., Trotter, J. R., Peltan, A., Fleck, M., Stuart, K. RNA editing in Trypanosoma brucei requires three different editosomes. Molecular and cellular biology. 28, 122-130 (2008).
  10. Hearn, S. F., Huang, C. E., Hemann, M., Zhelonkina, A., Sollner-Webb, B. Trypanosoma brucei RNA editing complex: band II is structurally critical and maintains band V ligase, which is nonessential. Molecular and cellular biology. 23, 7909-7919 (2003).
  11. Schnaufer, A., et al. An RNA ligase essential for RNA editing and survival of the bloodstream form of Trypanosoma brucei. Science. 291, 2159-2162 (2001).
  12. Tarun, S. Z., et al. KREPA6 is an RNA-binding protein essential for editosome integrity and survival of Trypanosoma brucei. RNA. 14, 347-358 (2008).
  13. Croft, S. L., Barrett, M. P., Urbina, J. A. Chemotherapy of trypanosomiases and leishmaniasis. Trends in parasitology. 21, 508-512 (2005).
  14. Denise, H., Barrett, M. P. Uptake and mode of action of drugs used against sleeping sickness. Biochemical pharmacology. 61, 1-5 (2001).
  15. Seiwert, S. D., Heidmann, S., Stuart, K. Direct visualization of uridylate deletion in vitro suggests a mechanism for kinetoplastid RNA editing. Cell. 84, 831-841 (1996).
  16. Igo, R. P., Palazzo, S. S., Burgess, M. L., Panigrahi, A. K., Stuart, K. Uridylate addition and RNA ligation contribute to the specificity of kinetoplastid insertion RNA editing. Molecular and cellular biology. 20, 8447-8457 (2000).
  17. Igo, R. P. Jr, et al. Role of uridylate-specific exoribonuclease activity in Trypanosoma brucei RNA editing. Eukaryotic cell. 1, 112-118 (2002).
  18. Wang, B., Salavati, R., Heidmann, S., Stuart, K. A hammerhead ribozyme substrate and reporter for in vitro kinetoplastid RNA editing. RNA. 8, 548-554 (2002).
  19. Moshiri, H., Salavati, R. A fluorescence-based reporter substrate for monitoring RNA editing in trypanosomatid pathogens. Nucleic Acids Res. 38, e138(2010).
  20. Jenne, A., et al. Rapid identification and characterization of hammerhead-ribozyme inhibitors using fluorescence-based technology. Nature. 19, 56-61 (2001).
  21. Hartig, J. S., et al. Protein-dependent ribozymes report molecular interactions in real time. Nature. 20, 717-722 (2002).
  22. Famulok, M. Allosteric aptamers and aptazymes as probes for screening approaches. Current opinion in molecular therapeutics. 7, 137-143 (2005).
  23. Teng, B., Burant, C. F., Davidson, N. O. Molecular cloning of an apolipoprotein B messenger RNA editing protein. Science. 260, 1816-1819 (1993).
  24. Jurica, M. S. Searching for a wrench to throw into the splicing machine. Nature chemical biology. 4, 3-6 (2008).
  25. Spahn, C., Prescott, C. Throwing a spanner in the works: antibiotics and the translation apparatus. Journal of molecular medicine. 74, 423-439 (1996).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Edytosom trypanosomywysokoprzepustowe przesiewanietest z reporterem fluorescencyjnymrybozym młoteczkowysubstrat FRETedycja mitochondrialnego RNAtest in vitroinhibitory edycji RNAgradient glicerolu
Katalizator RNA jako reporter do badań przesiewowych leków przeciwko edycji RNA w trypanosomach
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.