Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Demonstracje sprzętu o zmniejszonej grawitacji prototypu zminiaturyzowanego cytometru przepływowego i towarzyszącej technologii mieszania mikroprzepływowego

13.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51743

⸱

13 listopada 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1DNA Medicine Institute, 2Harvard Medical School, 3NASA Glenn Research Center, 4ZIN Technologies

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Diagnostyka krwi w lotach kosmicznych wymaga innowacji. Opublikowano niewiele demonstracji ilustrujących technologię diagnostyki zdrowotnej w warunkach zmniejszonej grawitacji podczas lotu. W tym miejscu przedstawiamy metodę budowy i działania parabolicznego stanowiska do prób w locie dla prototypu cytometrii przepływowej w miejscu opieki nad pacjentem, z komponentami i strategiami przygotowania, które można dostosować do innych konfiguracji.

Streszczenie

Do niedawna próbki krwi astronautów były pobierane podczas lotu, transportowane na Ziemię na pokładzie promu kosmicznego i analizowane w naziemnych laboratoriach. Jeśli ludzie mają podróżować poza niską orbitę okołoziemską, konieczne jest przejście na testy w miejscu opieki nad pacjentem (POC) gotowe do pracy w przestrzeni kosmicznej. Takie testy muszą być kompleksowe, łatwe do przeprowadzenia w środowisku o zmniejszonej grawitacji i niewrażliwe na stres związany ze startem i lotem kosmicznym. Niezliczone urządzenia POC zostały opracowane tak, aby naśladować ich odpowiedniki w skali laboratoryjnej, ale większość z nich ma wąskie zastosowania, a niewiele z nich ma wyraźne zastosowanie w środowisku o zmniejszonej grawitacji podczas lotu. W rzeczywistości demonstracje diagnostyki biomedycznej w warunkach zmniejszonej grawitacji są całkowicie ograniczone, co utrudnia wybór komponentów i pewne wyzwania logistyczne podczas prób testowania nowej technologii. Aby pomóc wypełnić tę pustkę, prezentujemy modułową metodę budowy i działania prototypowego urządzenia do diagnostyki krwi i związanego z nim parabolicznego stanowiska do testowania w locie, które spełniają normy testowania w locie na pokładzie samolotu o zmniejszonej grawitacji w locie parabolicznym. Metoda skupia się przede wszystkim na montażu platformy do testowania cytometru przepływowego i towarzyszącego mu mikroprzepływowego układu mieszającego w locie, przy zmniejszonej grawitacji. Komponenty można dostosować do innych konstrukcji, a niektóre niestandardowe komponenty, takie jak ładowarka próbek do mikroobjętości i mikromikser, mogą być szczególnie interesujące. Metoda ta następnie skupia się na przygotowaniu do lotu, oferując wytyczne i sugestie dotyczące przygotowania się do udanego testu w locie w odniesieniu do szkolenia użytkowników, opracowania standardowej procedury operacyjnej (SOP) i innych kwestii. Na koniec opisano procedury eksperymentalne w locie specyficzne dla naszych demonstracji.

Wprowadzenie

Nieadekwatność obecnej diagnostyki zdrowotnej gotowej do pracy w kosmosie stanowi czynnik ograniczający głębszą załogową eksplorację kosmosu. Diagnostyka musi być kompleksowa, łatwa w użyciu przy zmniejszonej grawitacji i stosunkowo odporna na obciążenia związane ze startem i lotem kosmicznym (np. duże przeciążenia, wibracje, promieniowanie, zmiany temperatury i zmiany ciśnienia w kabinie). Postęp w testach przyłóżkowych (POCT) może przełożyć się na skuteczne rozwiązania w zakresie lotów kosmicznych dzięki zastosowaniu między innymi mniejszych próbek pacjentów (np. nakłucia palca), prostszych i mniejszych fluidyków (tj. mikrofluidyki) oraz zmniejszonemu zapotrzebowaniu na energię elektryczną. Cytometria przepływowa jest jednym z atrakcyjnych podejść do POC w przestrzeni kosmicznej ze względu na szerokie zastosowanie tej technologii, w tym w zakresie zliczania komórek i kwantyfikacji biomarkerów, a także znaczny potencjał miniaturyzacji. Poprzednie cytometry przepływowe istotne dla przestrzeni kosmicznej obejmowały instrument "wydajności upakowania jądrowego" (NPE), który wykorzystywał jednoczesną fluorescencję indukowaną lampą łukową i pomiar objętości elektronowej (objętość Coredlera) 1-4, stosunkowo mały laboratoryjny cytometr przepływowy reprezentujący "pierwszą generację danych cytometrii przepływowej w czasie rzeczywistym podczas zerowej grawitacji" 5, "bezosłonkowy cytometr mikroprzepływowy" zdolny do zliczania różnicowego 4- i 5-częściowego liczby białych krwinek (WBC) przy użyciu wstępnie poddanych obróbce 5 μl próbek krwi pełnej 6-9 oraz "światłowodowy" cytometr przepływowy przetestowany niedawno na pokładzie Międzynarodowej Stacji Kosmicznej 10.

Ocena technologii diagnostycznej pod kątem potencjalnych zastosowań kosmicznych jest zazwyczaj przeprowadzana na pokładzie samolotów o zmniejszonej grawitacji, które wykorzystują w przybliżeniu paraboliczną trajektorię lotu do symulacji wybranego poziomu nieważkości (np. zerowa grawitacja, marsjańska grawitacja) 11. Ocena jest trudna, ponieważ możliwości lotu są ograniczone, powtarzające się krótkie okna mikrograwitacji mogą utrudnić ocenę metodologii lub procesów, które zwykle wymagają nieprzerwanych okresów dłuższych niż 20-40 sekund, a demonstracje mogą wymagać dodatkowego sprzętu, który nie jest łatwy do wykorzystania podczas lotu 12-15. Co więcej, wcześniejsze demonstracje technologii diagnostyki in vitro (IVD) stosowanych w zmniejszonej grawitacji lub zaprojektowanych z myślą o zmniejszonej grawitacji są ograniczone, a wiele prac pozostaje nieopublikowanych. Oprócz powyższych cytometrów przepływowych, inne technologie IVD istotne z punktu widzenia przestrzeni kosmicznej opisane w literaturze obejmują urządzenie do barwienia krwi pełnej do zastosowań immunofenotypowych 16, zautomatyzowany cytometr oparty na kamerze 12, ręczny analizator kliniczny do zintegrowanej potencjometrii, amperometrii i konduktometrii 12,17, mikroprzepływowy czujnik "T" do oznaczania ilościowego analitu, który opiera się na mieszaniu i rozdzielaniu na podstawie dyfuzji 18oraz obrotową platformę diagnostyczną "laboratorium na płycie CD" 19,20. Nowicjusze w testach zmniejszonej grawitacji mogą również szukać pokazów w locie parabolicznym niezwiązanych z diagnostyką in vitro, próbując umożliwić ocenę urządzenia (lub dowiedzieć się, co jest możliwe). Demonstracje z innych wcześniejszych eksperymentów medycznych lub biologicznych z dobrze udokumentowanym przygotowaniem do lotu, strategiami lotu i sprzętem do prób w locie są zawarte w Tabeli 115, 21-35. Mogą one być pouczające ze względu na włączenie ręcznych zadań w locie, użycie specjalistycznego sprzętu i eksperymentalne zabezpieczenie.

KategoriaPrzykłady
Pomoc medyczna w nagłych wypadkachIntubacja tchawicy (pod kierunkiem laryngoskopu, na manekinie) 21, zabiegi resuscytacyjne serca (znieczulone świnie) 22
Opieka chirurgicznaChirurgia laparoskopowa (symulacja wideo 23, na znieczulonych świniach 24,25)
Obrazowanie medyczne lub ocena fizjologicznaUltrasonografia z komorą podciśnienia dolnej części ciała 26, przepływomierz dopplerowski (montowany na głowie) 27, centralny monitor ciśnienia żylnego 28
Specjalistyczny sprzęt biologicznyCzytnik mikropłytek (i schowek na rękawiczki w locie) 29, system kontroli temperatury do eksperymentów z cyklem komórkowym 30, mikroskop (jasne pole, kontrast fazowy i możliwość wielokanałowej fluorescencji) 15, urządzenie do elektroforezy kapilarnej sprzężone z mikroskopem wideo 31
InneZbieranie roślin za pomocą kleszczy 32, zawierało szczury 33,34 i ryby 35 do obserwacji

Tabela 1. Przykłady demonstracji lotów parabolicznych z dobrze opisanymi metodami/eksperymentami

Aby rozwinąć poprzednie przykłady i zapewnić lepszy wgląd w udane demonstracje w locie, prezentujemy modułową i adaptowalną procedurę budowy i obsługi prototypu cytometru przepływowego z powiązaną technologią mieszania mikroprzepływowego jako część parabolicznego stanowiska do prób w locie. Platforma umożliwia demonstracje ładowania próbek, mieszania mikroprzepływowego i wykrywania cząstek fluorescencyjnych i została przetestowana na pokładzie lotów parabolicznych NASA Facilitated Access to the Space Environment (FAST) w 2010 roku, które odbyły się w dniach 29 września - 1 października 2010 roku. Demonstracje te obejmują odpowiednio początek, środek i koniec potencjalnego przepływu pracy urządzenia, w którym próbki krwi wielkości opuszki palca są ładowane, rozcieńczane lub mieszane z odczynnikami i analizowane za pomocą detekcji optycznej. Skalowanie cytometru przepływowego do kompaktowego urządzenia wymaga innowacji i starannego doboru części. Stosowane są tu komponenty niestandardowe i gotowe do użycia, wybrane jako najlepsze wczesne przybliżenia ostatecznych wyborów komponentów i mogą być dostosowywane do projektów innych innowatorów. Po przedstawieniu zarysu komponentów prototypu, konfiguracja jest opisana na konstrukcji wsporczej, która służy jako szkielet do montażu platformy. Prototypowe komponenty są przydzielane do lokalizacji, zabezpieczane i towarzyszą im dodatkowe komponenty niezbędne do udanego eksperymentowania. Następnie uwaga przenosi się na bardziej abstrakcyjne procedury obejmujące opracowywanie standardowych procedur operacyjnych (SOP), szkolenia i inne kwestie logistyczne. Na koniec opisano procedury specyficzne dla demonstracji. Opisane tutaj strategie i wybór elementów nośnych platformy (np. mikroskopu, pudełka akrylowego itp.), chociaż zostały tutaj wdrożone dla konkretnego prototypu, mówią o ogólnych problemach i wyzwaniach związanych z testowaniem dowolnego sprzętu do diagnostyki krwi w środowisku o zmniejszonej grawitacji.

W 2010 roku, dwa loty z grawitacją księżycową (osiągającą około 1/6 grawitacji ziemi) i dwa loty z mikrograwitacją były zaplanowane na 4 dni, chociaż ostatecznie zostały one przełożone na 3 dni. Pokazy przeprowadzono na pokładzie zmodyfikowanego, prywatnego, wąskokadłubowego samolotu odrzutowego 36. Każdy lot dostarczał 30-40 paraboli, z których każda dawała około 20 sekund wysokiej grawitacji (około 1,8 g), po której następowało 20-25 sekund warunków zmniejszonej grawitacji. Po wykonaniu połowy paraboli samolot zatrzymał się na okres około 5-10 minut w locie poziomym, aby umożliwić samolotowi zawrócenie i skierowanie się z powrotem w kierunku miejsca lądowania, podczas wykonywania pozostałej części paraboli.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Próbki krwi ludzkiej użyte w tym protokole zostały pobrane za zgodą IRB przy użyciu protokołów minimalnie inwazyjnych (zobacz Podziękowania).

1. Montaż platformy

  1. Montaż prototypowych komponentów (fluidyka, układ optyczny, elektronika sterująca/akwizycyjna danych) w celu uzyskania prostego systemu cytometrii przepływowej do stosowania w warunkach zmniejszonej grawitacji
    1. Przygotowanie układu ciśnieniowego o minimalnej masie i potrzebie mocy do sterowania płynnością układu
      1. Podłącz zminiaturyzowaną pompę powietrza do czujnika różnicy ciśnień.
      2. Aby utrzymać stałe ciśnienie napędowe, należy sterować wydajnością pompy za pomocą modulacji szerokości impulsu i cyklem pracy regulowanym za pomocą regulatora proporcjonalno-całkująco-pochodnego w niestandardowym oprogramowaniu sterującym (krok 1.1.7).
    2. Zamontuj pojemnik ze źródłem płynów, który można załadować bez zatrzymywania powietrza (patrz krok 3.4)
      1. Założyć sztywną fiolkę z tworzywa sztucznego (Rysunek 1A) z lateksową membraną, mocno zabezpieczaną nasadką i rurką doprowadzającą powietrze do podstawy fiolki (uszczelnione połączenie za pomocą kleju optycznego).
      2. Upewnij się, że pompa utrzymuje ciśnienie w fiolce bez wycieków powietrza lub płynu, ściskając membranę, aby wyprowadzić płyn z rurki wyjściowej nasadki.
    3. Zaprojektuj pojemnik na odpady płynne do zbierania odpadów bez tworzenia ciśnienia zwrotnego, które zakłóci przepływ
      1. Użyj konstrukcji przyklejonej do fiolki w fiolce (Rysunek 1B) w celu podwójnego zabezpieczenia.
      2. Zakryj fiolki zabezpieczonym okienkiem z gąbki piankowej, które zatrzymuje unoszące się odpady, ale umożliwia wyrównanie ciśnienia powietrza z otoczeniem kabiny.
    4. Wykonaj ładowarkę próbek do użytku w zmniejszonej grawitacji
      1. Obrobić maszynowo i zmontować sprężynową konstrukcję zacisku z szynami prowadzącymi (Rysunek 1C) w taki sposób, aby niezawodnie zaciskała kapilarnę dopasowaną do osłony między dwoma pierścieniami uszczelniającymi o przekroju okrągłym w przewodzie płynu. Upewnij się, że zachowuje objętość próbki podczas ładowania, dostosowuje się do zalewania systemu, gdy próbka nie jest wkładana, i zapobiega wprowadzaniu błędnych pęcherzyków.
      2. Upewnij się, że w przypadku braku kapilary sprężyny dociskają do siebie O-ringi, aby zakończyć przewód płynu i umożliwić zalewanie bez wycieków (Rysunek 1D, po lewej).
    5. Zaprojektuj mikromikser, który do działania nie opiera się na zasilanych podzespołach mechanicznych
      1. Wyobraźmy sobie mikromikser spiralno-wirowy z dwoma wlotami (rysunek 1E), który osiąga chaotyczną adwekcję niezbędną do pokonania przepływu laminarnego w kanałach mikroprzepływowych. Taka konstrukcja dostarcza cały płyn wchodzący dalej, dzięki czemu jeden przebieg próbki nie wpływa na następny.
      2. Dla wygody wyprodukuj wybrany projekt przy użyciu metody szybkiego prototypu polidimetylosiloksanu (PDMS) (rysunek 1F). Wykorzystaj dwuwymiarową, wspomaganą komputerowo fotomaskę wydrukowaną w rozdzielczości 20 000 dpi, aby wyprodukować niezbędną formę SU-8 w pomieszczeniu czystym 37,
        UWAGA: Użyj zmodyfikowanego rozmiaru 23 pasującego do pionowego młyna wiertniczego, aby wywiercić otwory na wlotach, wirze, wlocie detekcji i wylocie detekcji oraz lupę ręczną, aby pomóc wycelować igłę. Wytnij wióry z PDMS za pomocą żyletki i dopasuj otwory do 0,5-calowych pustych stalowych kołków wystających z nieformowanej tylnej strony chipa. Podłącz centralny spiralny kołek wyjściowy do kołka wejściowego kanału detekcji za pomocą rurki z mikrootworem.
      3. Dokładnie oczyść wiór etanolem i suchą uformowaną powierzchnię matową taśmą klejącą. Użyj pustej strzykawki, aby wydmuchać etanol ze szpilek. Potraktuj chip PDMS i nieskazitelne szkło nakrywkowe wewnątrz środka do czyszczenia plazmowego i przyklej je w ciągu 10 sekund, wywierając lekki nacisk, natychmiast sprawdzając za pomocą mikroskopii świetlnej, czy chip jest całkowicie dociśnięty bez uszczerbku dla drożności kanału.
    6. Zamontuj miniaturowy blok optyczny wielkości dłoni, aby wykrywać pojedyncze przepływające cząstki
      1. Konstrukcja przedstawiona na rysunku 2AB nadaje się do dwukolorowego oświetlenia i detekcji lasera epifluorescencyjnego, a dla wygody wykorzystuje prostokanałową komórkę przepływową PDMS (120 na 200 μm).
      2. Zamontuj blok (rysunek 2C) za pomocą dostępnych na rynku komponentów optomechanicznych i wyrównaj moduły zliczające pojedyncze fotony sprzężone ze światłowodami.
    7. Projektowanie elektroniki i oprogramowania do sterowania urządzeniami i akwizycji danych
      1. Dla wygody we wczesnym prototypowaniu wykorzystaj ręcznie lutowane elementy podłączone do kart akwizycji danych (DAQ) (rysunek 2D).
      2. Zakoduj i zaprogramuj niestandardowe oprogramowanie (przykład na rysunku 2E) do obsługi urządzeń platformy i synchronizacji wszystkich danych.
  2. Dodatkowe komponenty (formalnie nie wchodzące w skład prototypu)
    1. Dołącz 3-wymiarowy akcelerometr (rysunek 2D, po lewej) i miernik natężenia przepływu (brak na zdjęciu). Akcelerometr jest obecny na pokładzie samolotu, ale (prawdopodobnie) nie może być bezpośrednio zsynchronizowany z innymi zarejestrowanymi danymi.
  3. Schemat zasilania elektrycznego
    1. Mechanizm szybkiego i całkowitego wyłączania elektroniki (wymagany ze względów bezpieczeństwa podczas lotów o zmniejszonej grawitacji)
      1. Podłącz pojedynczą listwę zasilającą (z pojedynczym przyciskiem I/O) do panelu dystrybucji zasilania drona (120 VAC 60 Hz).
      2. Wyjmij baterię laptopa i ustaw laptopa tak, aby działał za pomocą samego zasilającego.
    2. Moc dla wszystkich urządzeń
      1. Bezpośrednio zasilaj laptopa (wyjęta bateria), mikroskop świetlny i dwa detektory fotonów za pomocą listwy zasilającej.
      2. Zasilaj pozostałe urządzenia za pomocą kart USB DAQ podłączonych do laptopa lub za pomocą baterii.
  4. Układ platformy gotowej do lotu
    1. Zagadnienia dotyczące pomyślnych osiągów podczas lotu
      1. Całkowita dostępna przestrzeń jest ograniczona do mniejszego obszaru niż przewidziany dla podobnej demonstracji w terenie (rys. 3A). Należy wziąć pod uwagę całkowitą dostępną przestrzeń i sposób, w jaki ta przestrzeń zostanie podzielona między przestrzeń platformy doświadczalnej (w tym dla komponentów poza formalnie częścią prototypu) a przestrzeń użytkownika otaczającą platformę. Platformy doświadczalne różnią się pod względem ustawienia do przodu lub do tyłu, ale w dużej mierze nie ma to wpływu na dostępną przestrzeń operacyjną (ani fizykę lotu).
      2. Określ, które elementy są bardziej odpowiednie do uzyskania dostępu na wysokości stania, klęczącej lub podłogi, a także rozważ, które elementy najbardziej skorzystają na ochronie uzyskanej w konstrukcji nośnej.
    2. Konstrukcja nośna platformy
      1. Zdobądź lub zbuduj pionowy stojak na sprzęt, który spełnia rozważane potrzeby układu, zawiera wszystkie komponenty, umożliwia organizację na różnych poziomach pionowych, wytrzymuje przyspieszenia lotu i bezpiecznie mocuje się do zamierzonej podłogi kabiny samolotu.
      2. Przypisz komponenty do poziomów w szafie na sprzęt (Rysunek 3B): górny poziom do umieszczenia laptopa, środkowy poziom do przechowywania prototypowych podzespołów oraz poziom podłogi do przechowywania dodatkowych chusteczek, rękawiczek i pojemnika na różne odpady.
      3. Wyobraź sobie dodatkowe konstrukcje w szafie, aby dostosować się do różnych pożądanych poziomów. Zaimplementuj belki nośne na "średniej" wysokości, aby utrzymać płytkę stykową mikroskopu o wymiarach 2 stopy na 2 stopy do przykręcania elementów zestawu oraz belki nośne około 2 stopy wyżej, aby podeprzeć zatwierdzoną przez lot rynnę na laptopa.
      4. Na poziomach pionowych należy określić optymalny układ komponentów, biorąc pod uwagę ograniczenia dostępności wynikające z obecności innych komponentów, a także ze względu na potencjalne położenie/orientację samej platformy na pokładzie lotu (np. czwarta strona kwadratowej platformy może znajdować się blisko ściany samolotu, pozostawiając dostęp tylko z 3 stron).
        UWAGA: Paski na nogi do mocowania operatorów testowych znajdują się w stałej odległości od stanowiska i mogą nie być dostępne ze wszystkich stron.
      5. Na podstawie tych ustaleń podziel płytkę stykową na 4 ćwiartki (rysunek 3C), umieszczając dedykowane miejsca na elektronikę i blok optyczny w kierunku ściany samolotu, a ładowarkę próbek i chip mikroprzepływowy w kierunku przestrzeni kabiny.
  5. Zabezpieczanie, zabezpieczanie i wizualizacja prototypów
    1. Elektronika systemowa
      1. Zaprojektuj, wytnij laserowo i zmontuj niestandardowe akrylowe pudełko (rysunek 2D), które pomieści karty DAQ (przypięte) i ręcznie lutowane płytki (przykręcone do ściany pudełka).
      2. Wykorzystaj drzwi wahadłowe, aby uzyskać łatwy dostęp (zabezpieczone w locie zapięciem na rzep z tkaniny) oraz otwory wyjściowe na i przewody USB.
    2. Ładowarka próbek
      1. Wykonanie niestandardowego akrylowego schowka na rękawiczki (Rysunek 4A) z otworami dostępu do ramienia, aby zapewnić sześcienną przestrzeń, w której można przeprowadzić demonstrację ładowarki (Rysunek 4C) bez ryzyka zanieczyszczenia kabiny lotniczej.
      2. Prowadź rurki do iz ładowarki przez małe okrągłe otwory z boku pudełka.
    3. Mikromikser
      1. Dostosuj sprzęt używany w terenie. Przykręć mikroskop stereoskopowy (Rysunek 4B) do płytki stykowej i dopasuj go do niestandardowego akrylowego uchwytu na wióry, również przykręconego do płytki.
      2. Zamontuj kamerę CCD USB do okularu mikroskopu i podłącz ją do laptopa (Rysunek 4D), aby zapisać obraz zsynchronizowany z innymi danymi (grawitacja, ciśnienie napędowe i natężenie przepływu).
    4. Blok optyczny
      1. Stwórz niestandardowe nieprzezroczyste pudełko akrylowe (Rysunek 4A, po prawej), aby zakryć blok, osłaniając go przed światłem otoczenia i kontrolując zagrożenia laserowe.
      2. Wykorzystaj "okno" filtra optycznego, aby bezpiecznie sprawdzić działanie lasera.
    5. laptop
      1. Przykręć zatwierdzoną przez lot tackę na laptopa do belek nośnych w konstrukcji wsporczej.
      2. Użyj zapięcia na rzep, aby zabezpieczyć USB wzdłuż architektury stojaka.
  6. Implementacja demonstracyjna w locie
    1. Proste interwencje, aby przejść przez demonstracje
      1. Uwzględnij dodatkowe komponenty, które eliminują konieczność ręcznej regulacji przewodów podczas lotu lub innych czynności, które wymagają znacznej zręczności lub mogą grozić wyciekiem płynów do środowiska kabiny.
        1. Niestandardowa maszyna i integracja kolektora ciśnieniowego (Rysunek 5A) składającego się z aluminiowego cylindra wywierconego i nagwintowanego w celu dopasowania do przykręcanego adaptera luer z igłą służącego jako wlot ciśnienia. Wywierć mniejsze otwory na obwodzie, aby pasowały do O-ringów i rurek z mikrootworami jako wylotów. Służy do jednoczesnego zwiększania ciśnienia w wielu fiolkach źródłowych.
        2. Zamontuj panel trójdrogowych zaworów elektromagnetycznych (Rysunek 5B) sterowanych za pomocą tandemowych przełączników MOSFET (Rysunek 5C) podłączonych do karty DAQ. Dostosuj rurki z mikrootworami do portów zaworów. Służy do kontrolowania przepływu płynu z różnych fiolek.
      2. Zaprogramuj oprogramowanie tak, aby przechodziło przez demonstracje (Rysunek 6) za pomocą interwencji za pomocą jednego przycisku (np. pojedynczego kliknięcia na laptopie).
    2. Ręczne sterowanie zapasowe
      1. Dodaj zaciski suwakowe do zestawu, aby umożliwić ręczną kontrolę nad płynami, być może w przypadku nieoczekiwanego konieczności odłączenia i ponownego podłączenia rurki podczas lotu.
      2. Dołącz wystarczającą ilość chusteczek czyszczących w sekcji półki podłogowej na wypadek wycieków podczas lotu.
  7. Gotowość do zakłóceń w locie: System gotowy na możliwe nagłe wstrząsy, wibracje lub kolizję z pasażerami podczas lotu.
    1. Stabilizacja wyrównania
      1. Szybkoschnącą żywicę epoksydową należy nakładać na wyrównane elementy, które łatwo ulegają nieprawidłowej regulacji, w szczególności na elementy optyczne.
      2. Nałóż żywicę epoksydową klasy przemysłowej na szybkoschnącą żywicę epoksydową, a także w razie potrzeby zabezpiecz inne elementy, w tym mocowanie kamery CCD do okularu mikroskopu.
    2. Badanie zakłóceń fizycznych
      1. Wstrząśnij konstrukcją nośną platformy ze wszystkimi elementami na miejscu.
      2. Sprawdź funkcjonalność poszczególnych komponentów po poddaniu zestawu zakłóceniom, w szczególności wyrównanych elementów optycznych.
    3. Zarządzanie ryzykiem pasażerów
      1. Nałóż piankową wyściółkę na obszary (rogi, krawędzie) pionowej konstrukcji stojaka na sprzęt, które mogłyby zranić pasażera lotu, który przypadkowo uderzy w platformę (Rysunek 4C).
      2. Bezpieczna wyściółka z czarną taśmą klejącą.

2. Przygotowanie do demonstracji i logistyka

  1. Przypisywanie ról w locie i zespole naziemnym
    1. Przypisz operatora (operatorów) platformy, który wykona zarówno konfigurację platformy, jak i wszystkie praktyczne operacje w locie. Praktyczni operatorzy mogą najlepiej zwizualizować, kiedy konfiguracja platformy jest zakończona.
    2. Przypisz czytnik SOP, aby odczytywał SOP na głos podczas szkolenia i podczas lotu. Proces odczytywania SOP podczas szkolenia może zidentyfikować niezręczną lub niewłaściwą inscenizację.
    3. Przydziel obsługę naziemną do wykonywania czynności związanych z przygotowaniem próbek i wszelkich innych zadań przygotowawczych, które nie są bezpośrednio związane z platformą, minimalizując obciążenie czasowe operatorów platformy.
  2. Opracowanie wstępnej standardowej procedury operacyjnej (SOP)
    1. Napisz wszystkie kroki, aby uwzględnić procedury przed lotem (dzień przed i rano przed), podczas lotu i po locie, wykorzystując tylko sprzęt i materiały, które będą dostępne w miejscu lotu. Blok 5 do 10 minut lotu poziomego może być dostępny dla procedur ustawiania w ostatniej chwili przed rozpoczęciem paraboli lub w połowie drogi, gdy samolot się obraca.
    2. Przypisz procedury eksperymentalne w locie do dedykowanej liczby paraboli, zauważając, że parabole prawdopodobnie zostaną oddzielone w połowie, aby umożliwić samolotowi zawrócenie i powrót do miejsca lądowania, oraz że inna grupa może poprosić samolot o wyrównanie w trakcie eksperymentu lub może przelecieć mniej paraboli niż oczekiwano.
    3. Opracuj procedury demonstracyjne, aby zminimalizować ryzyko zagrożenia biologicznego poza skuteczne zabezpieczenie, unikając rzeczywistych próbek biologicznych, jeśli to możliwe. Wykorzystaj niebieski barwnik spożywczy wzbogacony fluorescencyjnymi kulkami do liczenia (rysunek 1D) jako alternatywę dla krwi podczas demonstracji ładowarki próbek.
  3. Szkolenie pokazowe
    1. Ustal harmonogram szkolenia wystarczający do pełnego przeglądu i udoskonalenia SOP, a także wygenerowania dokładnych danych kontroli naziemnej w celu porównania z danymi lotu.
    2. Po wykonaniu SOP przed lotem "zablokuj" platformę w pomieszczeniu, aby zasymulować doświadczenie podczas lotu, odcinając dostęp do narzędzi lub materiałów gruntowych. Aby uzyskać jeszcze bardziej rygorystyczny trening, zaznacz część podłogi spełniającą przydzielone wymiary, które będą dostępne podczas lotu 32.
    3. Podczas treningu dokładnie postępuj zgodnie z SOP i użyj stopera, aby ogłosić parabole trwające od 20 do 30 sekund, wskazując wejście i wyjście o zmniejszonej grawitacji, a także przerwanie paraboli w trakcie lotu.
    4. Uwzględnij sfinalizowane procedury SOP w rzeczywistych harmonogramach dni lotów, dzieląc działania "przed lotem" na dzień lotu i dzień przed lotem.
    5. Trenuj na nieoczekiwane zdarzenia podczas lotu, w tym nagłe uderzenie sił w platformę lub nagłe wyrównanie samolotu w trakcie eksperymentu.
    6. Badanie stabilności próbek i odczynników w przypadku poddania ich przedłużonej przerwie (godzina lub więcej) między procedurami poprzedzającymi lot a aktywnością w trakcie lotu. Należy również pamiętać, że temperatury w miejscu lotu mogą być znacznie wyższe.
    7. Przeszkol wiele osób jako głównych operatorów, aby fachowo obsługiwały urządzenie podczas lotu. Nie da się przewidzieć, kto zachoruje podczas paraboli, a dany użytkownik może być niedotknięty chorobą podczas jednego lotu i zachorować podczas innego.
  4. Sprzęt naziemny i materiały pomocnicze
    1. Zmontuj skrzynkę narzędziową, która będzie zawierała elementy zapasowe i sprzęt niezbędny do naprawy, w tym narzędzia ręczne, sprzęt do i klej/żywicę epoksydową wśród wielu innych elementów.
    2. Zebrać próbki i odczynniki w ilościach wykraczających poza to, co jest przeznaczone do użycia podczas zaplanowanych lotów, w przypadku gdy nieoczekiwane przełożenie lotu nastąpi po tym, jak próbka lub odczynnik są już gotowe do lotu.
  5. żegluga
    1. Przesyłka instalacyjna niezbędna do transportu platformy, sprzętu naziemnego (narzędzia, wirówka, pipety, mieszalnik wirowy, inne) oraz produktów łatwo psujących się (krwinki, odczynniki). Zapewnij odpowiednią ilość czasu na otrzymanie, sprawdzenie, zmontowanie i przetestowanie sprzętu na potrzeby kampanii lotniczej.
    2. Owiń przypon ze wszystkich stron z wyjątkiem dołu za pomocą folii bąbelkowej. Wyślij platformę za pomocą niestandardowej drewnianej skrzyni, wyposażonej wewnętrznie w piankowe podkładki i materiał amortyzujący.
    3. Wyślij pomocniczy sprzęt/narzędzia naziemne w sztywnym kontenerze lub skrzyni.
    4. Wysyłaj produkty łatwo psujące się w izolowanym pudełku piankowym o grubości 1 cala, zawierającym suchy lód dla produktów wymagających przechowywania w temperaturze -20 °C i chłodny pakiet do zamrażania dla przedmiotów wymagających przechowywania w 4 °C.
  6. Testy przed lotem
    Przeprowadź testy przed lotem w miejscu lotu, aby sprawdzić funkcjonalność wszystkich komponentów na kilka dni przed lotem.
    Platformy lotnicze są ważone i ładowane dźwigiem na pokład samolotu i prawdopodobnie pozostają na pokładzie samolotu przez cały tydzień lotu.

3. Pokazy podczas lotu

Demonstracje/eksperymenty są podzielone na dwa oznaczenia dni ("Dzień A" i "Dzień B" poniżej). Dzień A przeznaczony jest na pokaz mikromieszania, a dzień B przeznaczony jest na demonstrację wykrywania cząstek stałych i ładowania próbki.

  1. Przygotowanie zmielonej próbki do pokazów mikromiksera (tylko dzień A)
    1. Rozcieńczyć 3 ml niebieskiego barwnika spożywczego w 12 ml 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).
    2. Rozcieńczyć 3 ml żółtego barwnika spożywczego w 12 ml 1x PBS.
    3. Odcedź 15 ml komercyjnie oczyszczonych czerwonych krwinek.
      UWAGA: Ponieważ żadne metody testowe nie mogą zagwarantować ze 100% pewnością braku czynnika zakaźnego, produkty pochodzenia ludzkiego powinny być zawsze traktowane jako zagrożenie biologiczne.
    4. Umieścić fiolki z próbkami (patrz krok 3.3) dla każdej próbki oraz dodatkową fiolkę zawierającą tylko sól fizjologiczną.
  2. Przygotowanie próbki gruntowej do demonstracji bloku optycznego
    1. Połącz 60 μl fluorescencyjnych kulek do liczenia z 14 ml 1x PBS (4,3 koralików/μl) z 1% Tween. Załadować do fiolki z próbką.
      UWAGA: Ze wszystkimi chemikaliami należy obchodzić się ostrożnie i używać środków ochrony osobistej (PPE).
    2. Rozcieńczyć próbkę krwi pełnej z nakłucia palca o objętości 50 μl 100-krotnie za pomocą 1x PBS i dodać barwnik SYTO 83 dla [Final] = 5 μM. Lekko zagłuszyć do wymieszania. Inkubować przez >5 min w temperaturze pokojowej.
      >UWAGA: Barwnik SYTO 83 rozpuszcza się w dimetylosulfotlenku (DMSO), który łatwo wchłania się przez skórę. Może działać drażniąco na oczy, drogi oddechowe i skórę. Obchodź się za pomocą środków ochrony osobistej.
    3. Odwirować próbkę komórek (przy 2 300 x g przez 4 min), odpipetować supernatant.
    4. Przepłukać wybarwioną próbkę komórek, dodając 1 ml 1x PBS, odwirowując przy 2 300 x g przez 4 minuty pipetowania supernatantu. Powtórz jeszcze dwa razy.
    5. Przywrócić objętość do 15 ml za pomocą 1x PBS, aby osiągnąć końcowe 1:500-krotne rozcieńczenie oryginalnego bulionu handlowego. Odcedź komórki i załaduj je do fiolki z próbką.
  3. Przygotowanie zmielonej próbki do demonstracji przez ładowarkę (tylko dzień B)
    1. Przygotuj kapilarne materiały eksploatacyjne do demonstracji w ładowarce próbek, tnąc mikrohematokryt kapilarny na segmenty 15 mm za pomocą żyletki.
    2. Przygotuj próbkę do demonstracji na ładowarce: Wymieszaj 250 μl podstawowych kulek fluorescencyjnych z 250 μl nierozcieńczonego niebieskiego barwnika spożywczego (500 kulek/μl). Pobrać próbkę o objętości 250 μl do dwóch strzykawek o pojemności 1 ml, z których każda wyposażona jest w igłę z końcówką, zaklejoną taśmą izolacyjną.
  4. Załaduj fiolki ze źródłem płynu
    1. Nałóż świeżą, bezpudrową membranę lateksową na fiolkę (dopuszczalne odcięcie palca od rękawicy). Upewnij się, że membrana jest wystarczająco długa, aby wystawać z dna fiolki i złożyć się na górną zewnętrzną krawędź. Nasunąć pierścień fiolki na złożoną porcję.
    2. Umieść tymczasowy suwak clamp na rurki wylotowej nasadki, która zapobiegnie wydalaniu płynu podczas wkładania nasadki.
    3. Przed napełnieniem fiolki należy zwiększyć ciśnienie w fiolce za pomocą strzykawki, aby rozszerzyć membranę. Wlać płyn na wierzch fiolki i włożyć nakrętkę pod takim kątem, aby powietrze nie zostało uwięzione pod nakrętką podczas umieszczania nakrętki (część płynu wyleje się na zewnątrz). Na krótko zdejmij suwak clamp, aby zalać rurkę wylotową i zwolnić zapadający się nacisk wywierany przez membranę.
  5. Przygotowanie pokazów platformy
    1. Podłącz i sprawdź wszystkie połączenia przewodów
    2. Podłącz fiolki źródłowe do systemu. Dopasuj fiolki do niestandardowego akrylowego uchwytu na fiolki i zabezpiecz je zapięciem na rzep
      3. .
    3. Opróżnij wszelkie zawarte w nich odpady do fiolek lub pojemników.
    4. Sprawdź miejsce na dysku twardym i uruchom niestandardowe oprogramowanie demonstracyjne.
    5. Wykonaj procedurę zalewania fluidyki systemu specyficzną dla każdej demonstracji.
    6. Wymień nowe baterie na dowolne urządzenie zasilane bateryjnie (np. akcelerometr).
    7. Ręcznie potrząśnij próbkami cząstek fluorescencyjnych.
    8. Przeprowadź krótki eksperyment testowy przed lotem.
  6. Unikaj choroby lokomocyjnej podczas lotu
    1. Weź dostarczone leki (skopolamina i dekstroamfetamina, oba bezpieczne i skuteczne w zapobieganiu chorobie lokomocyjnej podczas lotu)
    2. Przestrzegaj zalecanych strategii ułożenia ciała w locie (np. połóż się płasko na plecach podczas zwiększonej grawitacji, z wyprostowanym ciałem i głową przechyloną do przodu i pozwól ciału samodzielnie unosić się w górę podczas przejścia do zmniejszonej grawitacji). Jeśli to możliwe, użyj kilku wczesnych paraboli, aby dostosować się do zmian grawitacji.
    3. Zachowaj plastikową torbę na wymiociny, łatwo dostępną w przedniej kieszeni. Wymioty mogą wystąpić nagle i bez poprzedzających nudności.
  7. Ustaw operatorów platformy po locie, zbliżając się do wydzielonej przestrzeni powietrznej paraboli. Zapewnij wystarczająco dużo miejsca, aby operatorzy platformy mogli się położyć w okresach dużego obciążenia i umożliwić dostęp do pasów na nogi. Gdy zaczną się parabole, nie przykładaj dużych sił do ciała podczas zmniejszonej grawitacji, ponieważ może to wysłać ciało w górę zbyt szybko i nieco niebezpiecznie.
  8. Wykonaj demonstrację miksera mikroprzepływowego (tylko dzień A)
    1. Ręcznie wstrząsnąć fiolką z krwią przed uruchomieniem testowym.
    2. Wymieszaj krew i sól fizjologiczną w stosunku 1:1 przy 1,5, 2, 3, 4, 5 i 6 psi, dla co najmniej 2 paraboli każda, nagrywając dane wideo zsynchronizowane z innymi odczytami.
    3. Wstrzyknij powietrze do wlotu soli fizjologicznej, aby sprawdzić, czy architektura kanału uwięzi pęcherzyk, który może uniemożliwić optymalne mieszanie.
    4. Wymieszaj niebieskie i żółte barwniki spożywcze w ciśnieniu 1,5, 2, 3, 4, 5 i 6 psi dla co najmniej 2 paraboli każdy, ponownie rejestrując zsynchronizowane dane.
    5. Po zakończeniu zastosuj zaciski suwakowe do płynów systemu, aby zapobiec dalszej produkcji odpadów.
    6. Sprawdź integralność danych przed wyłączeniem elektroniki na wypadek, gdyby wymagane było powtórzenie demonstracji.
  9. Przeprowadzenie demonstracji bloku optycznego i ładowarki próbek (tylko dzień B)
    1. Ręcznie potrząśnij próbkami przed uruchomieniem.
    2. Przeprowadź fluorescencyjne koraliki liczące przez blok optyczny dla 3 paraboli. System przepłukiwania solą fizjologiczną przez co najmniej 1 parabolę między rodzajami próbek.
    3. Powtórzyć czynności opisane w ppkt 3.9.2 dla fluorescencyjnych cząstek hydrożelu i białych krwinek.
    4. Sprawdź dane pod kątem brakujących jednostek, które należy powtórzyć, zanim przejdziesz do demonstracji modułu ładującego.
    5. Rozpocznij nagrywanie demonstracji programu ładującego próbki za pomocą rejestratora wideo HD.
    6. Gdy samolot wejdzie w zmniejszoną grawitację, użyj strzykawki z próbką, aby umieścić kroplę mieszaniny barwnika do liczenia kulek na opuszku palca, aby zasymulować próbkę nakłucia palca. Użyj nierealistycznie dużego kropli (rysunek 1D), aby przetestować granice utrzymywania próbki z nakłucia palca na palcu podczas zmniejszonej grawitacji.
    7. Użyj materiału eksploatacyjnego do kapilar, aby pobrać próbkę (około 10 μl) z palca i załadować do ładowarki kapilarnej.
    8. Zetrzyj pozostałą próbkę z palca za pomocą chusteczek dołączonych do opakowania.
    9. Wprowadź próbkę do układu optycznego w celu wykrycia.
    10. Powtórz testy kilka razy, używając różnych operatorów.
    11. Sprawdź dane pod kątem brakujących elementów, które należy powtórzyć przed wyłączeniem elektroniki.
  10. Wyłączenie po locie
    1. W razie potrzeby opróżnij i zutylizuj odpady w odpowiedni sposób, korzystając z pojemników zabezpieczających oznaczonych jako zagrożenie biologiczne. Odpady niebezpieczne mogą wymagać wysyłki poza obiekt pokładowy samolotu.
    2. Dokładnie przepłucz system za pomocą strzykawki o pojemności 5 ml wypełnionej wodą, aby zapewnić skuteczne czyszczenie. Zawory spłukujące do tyłu i do przodu przez wszystkie 3 porty.
    3. Wytrzyj bałagan za pomocą chusteczek nasączonych alkoholem.
    4. Ponownie zagruntuj system do następnej demonstracji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Reprezentatywne wyniki demonstracji mikromiksera przedstawiono na Rysunku 7, widziane przez kamerę CCD zamontowaną w stereomikroskopie. Mieszanie można ocenić wizualnie w dowolnym punkcie spirali, a także w kanale wylotowym w eksperymentach z wykorzystaniem dwóch zestawów płynów: krwi/soli fizjologicznej oraz barwnika niebieskiego/żółtego. Ilościowa analiza obrazów dwuwymiarowych może obejmować oznaczenie jednorodności odcienia w poprzek szerokości kanału w różnych obszarach, zgodnie z opisem w innych pu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisana tutaj metoda umożliwiła skuteczną demonstrację głównych elementów technologii (ładowanie próbek, mieszanie mikroprzepływowe i detekcja optyczna) podczas lotów parabolicznych FAST w 2010 r., uzyskując wyniki porównywalne do testów naziemnych. Opisane tutaj metody szkolenia i SOP były szczególnie skuteczne i pomogły naświetlić narzędzia i inne "kule", na których polegano podczas pokazów praktycznych, które nie byłyby dostępne na pokładzie lotu parabolicznego.

Obszary wymagające poprawy o...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Eugene Y. Chan, Candice Bae i Julia Z. Sharpe są wynalazcami powiązanych patentów technologicznych złożonych za pośrednictwem Instytutu Medycyny DNA, podmiotu komercyjnego.

Podziękowania

Rozwój sprzętu był wspierany przez NASA SBIR Contracts NNX09CA44C i NNX10CA97C. Analiza danych na potrzeby demonstracji bloku optycznego i ładowarki próbek była wspierana przez NNC11CA04C kontraktową NASA Phase III. Pobranie krwi ludzkiej przeprowadzono przy użyciu protokołu NASA IRB # SA-10-008. Oprogramowanie sterujące/akwizycyjne dostarczane w ramach programu National Instruments Medical Device Grant Program. Formy do mikroczipów zostały wykonane w zakładzie mikrofabrykacji Johns Hopkins i Harvard Center for Nanoscale Systems. Otto J. Briner i Luke Jaffe (Instytut Medycyny DNA) pomagali w montażu regałów latem 2010 roku. Pracownicy NASA zajmujący się nagrywaniem lotów dostarczyli materiał wideo podczas tygodnia lotów. Carlos Barrientos (Instytut Medycyny DNA) udzielił pomocy w wykonaniu zdjęć i figur. Specjalne podziękowania dla programu Facilitated Access to the Space Environment for Technology 2010, Biura NASA ds. Zmniejszonej Grawitacji, Wydziału Adaptacji i Przeciwdziałania Ludziom, Centrum Badawczego NASA Glenn, ZIN Technologies oraz Programu Badań nad Ludźmi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikro pompa powietrzaSmart Products, Inc.AP-2P02AMaksymalne ciśnienie = 6,76 psi; 1,301" x 0,394" x 0,650", 0,28 uncji (8 g); dostępne bezpośrednio w Smart Products
Czujnik różnicy ciśnieńHoneywell International, Inc.ASDX015D44RZakres  z  0-15 psi; 0,974" x 0,550" x 0,440", 0,09 uncji (2,565 g); dostawcy to Digi-Key i Mouser Electronics
Sztywna plastikowa fiolka (mały rozmiar)Loritz & Współpracownicy, Inc.55-05Polistyren; średnica wewnętrzna 0,81" (20,6 mm), IH 2,06" (52,4 mm); dostępne bezpośrednio od LA Container Inc.; podobny produkt dostępny w Dynalab Corp.
Rękawice do badań lateksowychDynarex Corporation2337Środkowy palec używany do membrany lateksowej w fiolce ze źródłem płynu.  Inne marki (np. , Aurelia ®   Prężny ™) Zadowalające.
Klej optycznyNorland ProductsNOA 88Klej o niskiej temperaturze odgazowania; dostępny bezpośrednio w Norland; Dostępne również w Edmund Optics Inc.
Zawory elektromagnetyczne 3-drogoweFirma LEE LHDA0531115Hzawory gazowe, ale mogą działać z cieczą; 1,29" L, 0,28" D. Produkt wycofany.  Podobne produkty dostępne w The LEE Company.
Przepływomierz objętościowywody OMEGA Engineering inc. FLR-1602AZdecydowanie preferowany bezkontaktowy miernik natężenia przepływu.  Zalecamy czujnik przepływu cieczy SENSIRION LG16 OEM do natężeń przepływu od nl/min do 5 ml/min.
PCD-mini detektor fotonów SenslPCDMini-00100Do wykrywania fluorescencji; dostępny bezpośrednio w Sensl
AccelerometerCrossbow Technology, Inc.CXL02LF3Detekcja siły 3-wymiarowej.  Dostarczone do DMI przez NASA.  Podobny produkt dostępny w Vernier Software & Technologia, LLC. 
Mikroskop stereoskopowyAmScopeSE305R-AZ-E
CCDThorlabsDCU223Crozdzielczości 1 024 x 768, kolor, USB 2.0; dostępny bezpośrednio z Thorlabs
USB i spustowy (wejście/wyjście) do kamery CCDThorlabsCAB-DCU-T1Dostępny bezpośrednio z Thorlabs
Rurki MicroboreSaint-Gobain CorporationAAD04103Tygon®; ID 0,02", OD 0,06", 500 stóp, 0,02" ściana. Dostawcy: VWR, Thermo Fisher Scientific Inc.
Puste stalowe kołkiNew England Small Tube(niestandardowe)0,025 "OD, 0,017" ID, 0,500" L, rura ze stali nierdzewnej, typ 304, cięta, gratowana, pasywowana; umożliwiają połączenia rurek z mikrootworami, połączenia rurek wiórowych
Zacisk suwakowyWorld Precision Instruments, Inc.14042Dostępne bezpośrednio w World Precision Instruments
Adaptery LeurWorld Precision Instruments, Inc.14011Dostępne bezpośrednio od World Precision Instruments
Wafel krzemowyAddison Engineering, Inc.Średnica 6"; do produkcji form SU-8
Utwardzacz z elastomeru polidimetylosiloksanu (PDMS)Dow Corning3097358-1004Dostawca: Global Industrial SLP, LLC
Igła (rozmiar 23), końcówka skośnaTerumo Medical CorporationNN-2338RUltra cienkościenna; 23 G x 1,5"; 22 G również użyteczne; dostawcy: Careforde, Inc.,  Medyczna
igła dozująca Port City (rozmiar 23), końcówkaCML Supply901-23-10023 G x 1";   dostępne w CML Supply
Cover glassThermo Fisher Scientific, Inc.12-518-105EGold Seal™ nierdzewne szkło borokrzemianowe; do osłony chipów PDMS; 24 x 60 mm; dostępne w Thermo Fisher Scientific, Inc.
Pompa próżniowaMountainMTN8407Do odgazowywania PDMS; dostawca:  Ryder System, Inc. 
Komora próżniowaThermo Fisher Scientific, Inc.5311-0250Nalgene i handel; Przezroczysty poliwęglan; dostępne w Thermo Fisher Scientific, Inc.
Środek do czyszczenia plazmyHarrick PlasmaPDC-32G
Lupa ręcznaMitutoyo183-131Użyj w odwrotnym kierunku, aby umożliwić view z ~15".
EtanolCAROLINA861283Do czyszczenia wiórów. Rozcieńczyć do 70% za pomocą wody miliporowej.
System oczyszczania wodyThermo Fisher Scientific, Inc.D11901Dostępny bezpośrednio od Thermo Fisher Scientific, Inc.
Optomechaniczne mocowania translacyjneThorlabsK6X6-osiowy kinematyczny uchwyt optyczny; produkt wycofany; nowy produkt (K6XS) dostępny bezpośrednio w Thorlabs
LaptopHewlett-PackardVP209AVLaptop HP Pavilion z systemem Windows 7
Taca na laptopa (sprężynowa)National Products, INC.RAM-234-3 Pamięć RAM Tough-Tray™. Może pomieścić laptopy o szerokości od 10 do 16 cali.
Rozgałęźnik USBConnectland Technology Limited3401167
Karty USB do akwizycji danych (8 wejść analogowych, 12 cyfrowych wejść/wyjść)National InstrumentsNI USB-600812-bitowe, 10 kS/s Ekonomiczne wielofunkcyjne
karty akwizycji danych DAQ USB (16 wejść analogowych, 32 cyfrowe wejścia/wyjścia)National InstrumentsNI USB-621616-bitowa, 400 kS/s izolowana seria M MIO DAQ, sterowanie zasilane z magistrali
/ oprogramowanie do akwizycjiNational InstrumentsLabVIEW 2009Niestandardowe kodowane instrumenty krajowe (NI) LabVIEW 
Oprogramowanie do modelowania brył 3D DassaultSystè mes SolidWorks Corp.SOLIDWORKS 2011
AUTODESKAutoCAD LT 2008
Pionowy stojak na sprzęt(dostarczony przez NASA)Nie dotyczy
Solidna aluminiowa płytka stykowa optycznaThorlabsMB242424 "x 24" x 1/2", 1/4"-20 Kranów; dostępne bezpośrednio w Thorlabs
Stal przemysłowa i utwardzaczFirmaJ-B WeldJ-B Weld Klej epoksydowy wzmocniony stalą
Kapilara mikrohematokryt Fisher Scientific22-362-574średnica wewnętrzna 1,1 do 1,2 mm
strzykawki 1 mlHenke-Sass, Wolf4010.200V0NORM-JECT®; dostawca: Grainger, Inc.
Innowacyjne badanianad ludzkimi krwinkami czerwonymiIPLA-WB3Przetestowane i uznane za negatywne przez dostawcę dla: HBsAg, HCV, HIV-1, HIV-2, HIV-1Ag lub HIV 1-NAT, AlAT i kiły metodami zatwierdzonymi przez FDA. Ponieważ żadne metody testowe nie gwarantują ze 100% pewnością braku czynnika zakaźnego, z produktami pochodzenia ludzkiego należy postępować zgodnie z zaleceniami zawartymi w Podręczniku Departamentu Zdrowia i Opieki Społecznej Stanów Zjednoczonych dotyczącym bezpieczeństwa biologicznego w laboratoriach mikrobiologicznych i biomedycznych dla potencjalnie zakaźnych próbek surowicy lub krwi
ludzkiej Koncentrat soli fizjologicznej buforowany fosforanamiP5493SIGMA10x; rozcieńczony do 1x
TweenP9416SIGMATWEEN® 20
WirówkaLW ScientificSTRAIGHT8-5KWirówka wychylna 8-miejscowa.  Dostępne u autoryzowanych dealerów.  Inne wirówki dostępne bezpośrednio w LW Scientific.
Rejestrator wideo HDSonyMHS-CM5
Pomarańczowa fluorescencyjna plama kwasu nukleinowegoInvitrogenS-11364SYTO® 83 Pomarańczowa fluorescencyjna plama kwasów nukleinowych.  Przechowywany w rozpuszczalniku DMSO. Zawsze noś zalecane środki ochrony osobistej. Nie jest wymagana żadna specjalna porada dotycząca obchodzenia się z
.
Koraliki fluorescencyjne do liczeniaInvitrogenMP 36950CountBright™ Koraliki do liczenia bezwzględnego.  Zawsze noś zalecane środki ochrony osobistej. Nie są wymagane żadne specjalne porady dotyczące obsługi.
Oprogramowanie do modelowania 2D

Bibliografia

  1. Thomas, R. A., Krishan, A., Robinson, D. M., Sams, C., Costa, F. NASA/American Cancer Society High-Resolution Flow Cytometry Project-I. Cytometry. 43, 2-11 (2001).
  2. Wen, J., Krishan, A., Thomas, R. A. NASA/American Cancer Society High-Resolution Flow Cytometry Project - II. Effect of pH and DAPI concentration on dual parametric analysis of DNA/DAPI fluorescence and electronic nuclear volume. Cytometry. 43, 12-15 (2001).
  3. Krishan, A., Wen, J., Thomas, R. A., Sridhar, K. S., Smith, W. I. NASA/American Cancer Society High-Resolution Flow Cytometry Project - III. Multiparametric analysis of DNA content and electronic nuclear volume in human solid tumors. Cytometry. 43, 16-22 (2001).
  4. Cram, L. S. Spin-offs from the NASA space program for tumor diagnosis. Cytometry. 43, 1(2001).
  5. Crucian, B., Sams, C. Reduced gravity evaluation of potential spaceflight-compatible flow cytometer technology. Cytometry B Clin. Cytom. 66 (1), 1-9 (2005).
  6. Shi, W., Kasdan, H. L., Fridge, A., Tai, Y. -C. Four-part differential leukocyte count using μflow cytometer. 2010 IEEE 23rd International Conference on Micro Electro Mechanical Systems. 13 (7), 1019-1022 (2010).
  7. Tai, Y. -C., Ho, C. -M., Kasdan, H. L. In-Flight Blood Analysis Technology for Astronaut Health Monitoring NASA Human Research Program Investigators’ Workshop. , Found at: http://www.dsls.usra.edu/meetings/hrp2010/pdf/ExMC/1018Tai.pdf (2010).
  8. Shi, W., Guo, L. W., Kasdan, H., Fridge, A., Tai, Y. -C. Leukocyte 5-part differential count using a microfluidic cytometer. 2011 16th International Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems Conference. , 2956-2959 (2011).
  9. Shi, W., Guo, L., Kasdan, H., Tai, Y. -C. Four-part leukocyte differential count based on sheathless microflow cytometer and fluorescent dye assay. Lab Chip. 13 (7), 1257-1265 (2013).
  10. Dubeau-Laramée, G., Rivière, C., Jean, I., Mermut, O., Cohen, L. Y. Microflow1, a sheathless fiber-optic flow cytometry biomedical platform: Demonstration onboard the international space station. Cytometry A. , (2013).
  11. NASA/JSC Aircraft Operations: C-9B Flight Trajectory. , Found at: http://jsc-aircraft-ops.jsc.nasa.gov/Reduced_Gravity/trajectory.html Forthcoming.
  12. Crucian, B., Quiriarte, H., Guess, T., Ploutz-Snyder, R., McMonigal, K., Sams, C. A Miniaturized Analyzer Capable of White-Blood-Cell and Differential Analyses During Spaceflight. Lab Medicine. 44 (4), 304-331 (2013).
  13. Rehnberg, L., Russomano, T., Falcão, F., Campos, F., Everts, S. N. Evaluation of a novel basic life support method in simulated microgravity. Aviat. Space. Environ. Med. 82 (2), 104-110 (2011).
  14. Pump, B., Videbaek, R., Gabrielsen, A., Norsk, P. Arterial pressure in humans during weightlessness induced by parabolic flights. J. Appl. Physiol. 87 (3), 928-932 (1999).
  15. Strauch, S. M., Richter, P., Schuster, M., Häder, D. The beating pattern of the flagellum of Euglena gracilis under altered gravity during parabolic flights. J. Plant Physiol. 167 (1), 41-46 (2010).
  16. Sams, C. F., Crucian, B. E., Clift, V. L., Meinelt, E. M. Development of a whole blood staining device for use during space shuttle flights. Cytometry. 37 (1), 74-80 (1999).
  17. Smith, S. M., Davis-Street, J. E., Fontenot, T. B., Lane, H. W. Assessment of a portable clinical blood analyzer during space flight. Clin. Chem. 43, 1056-1065 (1997).
  18. Weigl, B. H., Kriebel, J., Mayes, K. J., Bui, T., Yager, P. Whole Blood Diagnostics in Standard Gravity and Microgravity by Use of Microfluidic Structures (T-Sensors). Microchimica Acta. 131 (1-2), 75-83 (1999).
  19. Revolutionizing Medical Technology for Earth and Space. Canadian Space Agency. , Found at: http://www.asc-csa.gc.ca/eng/media/backgrounders/2012/0229.asp (2012).
  20. Peytavi, R. Microfluidic device for rapid (<15 min) automated microarray hybridization. Clin. Chem. 51, 1836-1844 (2005).
  21. Groemer, G. E. The feasibility of laryngoscope-guided tracheal intubation in microgravity during parabolic flight: a comparison of two techniques. Anesthesia and analgesia. 101 (5), 1533-1535 (2005).
  22. Johnston, S. L., Campbell, M. R., Billica, R. D., Gilmore, S. M. Cardiopulmonary resuscitation in microgravity: efficacy in the swine during parabolic flight. Aviat. Space Environ. Med. 75 (6), 546-550 (2004).
  23. Panait, L., Broderick, T., Rafiq, A., Speich, J., Doarn, C. R., Merrell, R. C. Measurement of laparoscopic skills in microgravity anticipates the space surgeon. Am. J. Surg. 188 (5), 549-552 (2004).
  24. Kirkpatrick, A. W. Intraperitoneal gas insufflation will be required for laparoscopic visualization in space: a comparison of laparoscopic techniques in weightlessness. J. Am. Coll. Surg. 209 (2), 233-241 (2009).
  25. Campbell, M. R. Endoscopic surgery in weightlessness: the investigation of basic principles for surgery in space. Surg. Endosc. 15 (12), 1413-1418 (2001).
  26. Caiani, E. G., Sugeng, L., Weinert, L., Capderou, A., Lang, R. M., Vaïda, P. Objective evaluation of changes in left ventricular and atrial volumes during parabolic flight using real-time three-dimensional echocardiography. J. Appl. Physiol. 101 (2), 460-468 (2006).
  27. Ansari, R., Manuel, F. K., Geiser, M., Moret, F., Messer, R. K., King, J. F., Suh, K. I. Measurement of choroidal blood flow in zero gravity. Ophthalmic technologies XII : 19-20 January 2002, San Jose, USA. Manns, F., S derberg, P. G., Ho, A. , SPIE. Bellingham, Wash. 177-184 (2002).
  28. Foldager, N. Central venous pressure in humans during microgravity. J. Appl. Physiol. 81 (1), 408-412 (1996).
  29. Hausmann, N. Cytosolic calcium, hydrogen peroxide and related gene expression and protein modulation in Arabidopsis thaliana cell cultures respond immediately to altered gravitation: parabolic flight data. Plant Biol. (Stuttg). 16 (1), 120-128 (2014).
  30. Thiel, C. S. Rapid alterations of cell cycle control proteins in human T lymphocytes in microgravity). Cell Commun. Signal. 10 (1), 1(2012).
  31. Tsuda, T., Kitagawa, S., Yamamoto, Y. Estimation of electrophoretic mobilities of red blood cells in 1-G and microgravity using a miniature capillary electrophoresis unit. Electrophoresis. 23, 2035-2039 (2002).
  32. Paul, A. -L., Manak, M. S., Mayfield, J. D., Reyes, M. F., Gurley, W. B., Ferl, R. J. Parabolic flight induces changes in gene expression patterns in Arabidopsis thaliana. Astrobiology. 11 (8), 743-758 (2011).
  33. Zeredo, J. L., Toda, K., Matsuura, M., Kumei, Y. Behavioral responses to partial-gravity conditions in rats. Neurosci. Lett. 529 (2), 108-111 (2012).
  34. Taube, J. S., Stackman, R. W., Calton, J. L., Oman, C. M. Rat head direction cell responses in zero-gravity parabolic flight. J. Neurophysiol. 92 (5), 2887-2897 (2004).
  35. Hilbig, R. Effects of altered gravity on the swimming behaviour of fish. Adv. Space Res. 30 (4), 835-841 (2002).
  36. FAST Flight Week. Nasa.gov: Office of the Chief Technologist. , Found at: http://www.nasa.gov/offices/oct/crosscutting_capability/flight_opportunities/fast/09_27_10_flight_week_feature.html Forthcoming.
  37. Deng, J. Harvard Center for Nanoscale Systems Standard Operating Procedure: SOP031 (SU-8 Photolithography Process). , Vers. 2.6, Found at: http://www.cns.fas.harvard.edu/facilities/docs/SOP031_r2_6_SU-8%20photolithography%20process.pdf (2010).
  38. Yang, J., Qi, L., Chen, Y., Ma, H. Design and Fabrication of a Three Dimensional Spiral Micromixer. Chinese J. Chem. 31, 209-214 (2013).
  39. Zhang, K. Realization of planar mixing by chaotic velocity in microfluidics. Microelectron. Eng. 88, 959-963 (2011).
  40. Liu, R. H. Passive mixing in a three-dimensional serpentine microchannel. J. Microelectromechanical Syst. 9, 190-197 (2000).
  41. Improved Whole-Blood-Staining Device. NASA Tech Briefs. , Found at: http://www.techbriefs.com/component/content/article/10-ntb/tech-briefs/bio-medical/13574 Forthcoming.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Testowanie w warunkach zredukowanej grawitacjilot parabolicznysystem fluidykioptyczne wykrywanie blokówdemonstracja ładowarki próbekkonstrukcja wsporcza urządzeniaelektroniczny mechanizm wyłączaniasystem sterowania zaworami
Demonstracje sprzętu o zmniejszonej grawitacji prototypu zminiaturyzowanego cytometru przepływowego i towarzyszącej technologii mieszania mikroprzepływowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.