Artykuł metodologiczny

Mikroprzepływowy biochip elektrochemiczny do bezznacznikowej analizy hybrydyzacji DNA

DOI:

10.3791/51797

⸱

10 września 2014

 ,  ,  ,  , 
1MEMS Sensors and Actuators Laboratory (MSAL), Department of Electrical and Computer Engineering, Institute for Systems Research, University of Maryland, 2Institute for Bioscience and Biotechnology Research, Fischell Department of Bioengineering, University of Maryland

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentujemy mikroprzepływowy biochip elektrochemiczny do wykrywania hybrydyzacji DNA. Po funkcjonalizacji sondy ssDNA bada się swoistość, czułość i granicę wykrywalności za pomocą komplementarnych i niekomplementarnych celów ssDNA. Wyniki ilustrują wpływ zdarzeń hybrydyzacji DNA na układ elektrochemiczny, przy granicy wykrywalności wynoszącej 3,8 nM.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Miniaturyzacja procedur analitycznych do mikroskali zapewnia znaczące korzyści w odniesieniu do czasu reakcji, kosztów i integracji etapów wstępnego przetwarzania. Wykorzystanie tych urządzeń do analizy zdarzeń hybrydyzacji DNA jest ważne, ponieważ oferuje technologię oceny biomarkerów w czasie rzeczywistym w miejscu opieki nad pacjentem w przypadku różnych chorób. Jednak wraz ze zmniejszaniem się powierzchni zajmowanej przez urządzenie zwiększa się dominacja różnych zjawisk fizycznych. Zjawiska te wpływają na precyzję wykonania i niezawodność działania urządzenia. Dlatego istnieje ogromna potrzeba dokładnego wytwarzania i obsługi tych urządzeń w powtarzalny sposób, aby poprawić ogólną wydajność. W tym miejscu opisujemy protokoły i metody stosowane do wytwarzania i działania biochipa elektrochemicznego opartego na mikroprzepływach do dokładnej analizy zdarzeń hybrydyzacji DNA. Biochip składa się z dwóch części: mikroprzepływowego chipa z trzema równoległymi mikrokanałami wykonanymi z polidimetylosiloksanu (PDMS) oraz mikrochipa elektrochemicznego o wymiarach 3 x 3. Zdarzenia hybrydyzacji DNA są wykrywane za pomocą analizy elektrochemicznej spektroskopii impedancyjnej (EIS). Analiza EIS umożliwia monitorowanie zmian właściwości układu elektrochemicznego, które są dominujące w tych skalach długości. Dzięki możliwości monitorowania zmian zarówno przenoszenia ładunku, jak i oporu dyfuzyjnego za pomocą biosensora, wykazujemy selektywność w stosunku do komplementarnych celów ssDNA, obliczoną granicę wykrywalności 3,8 nM i 13% reaktywność krzyżową z innymi niekomplementarnymi ssDNA po 20 minutach inkubacji. Metodologia ta może poprawić wydajność zminiaturyzowanych urządzeń poprzez wyjaśnienie zachowania dyfuzji w reżimie mikroskali oraz umożliwienie badania zdarzeń hybrydyzacji DNA.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroprzepływowe urządzenia lab-on-a-chip (LOC) zapewniają liczne korzyści w diagnostyce klinicznej, monitorowaniu środowiska i badaniach biomedycznych. Urządzenia te wykorzystują kanały mikroprzepływowe do kontrolowania przepływu płynu do obszarów chipa, w których mogą odbywać się różne procedury, w tym mieszanie odczynników, wiązanie oparte na powinowactwie, transdukcja sygnału i hodowla komórek1-4. Mikrofluidyka zapewnia wiele zalet w porównaniu z konwencjonalnymi klinicznymi narzędziami diagnostycznymi, takimi jak czytniki płytek mikrodołkowych lub elektroforetyczne testy przesunięcia żelu. Urządzenia mikroprzepływowe wymagają od 2 do 3 rzędów wielkości (nanolitrów w przeciwieństwie do mikrolitrów) mniej odczynników do wykonania podobnych testów. Urządzenia te mogą również zwiększyć szybkość, o jaką zachodzą niektóre zdarzenia biologiczne ze względu na mniejsze ograniczenie gatunków w kanałach5,6. Po trzecie, czujniki można zintegrować z urządzeniami mikroprzepływowymi przy użyciu technik litografii i trawienia, które mogą zapewnić wykrywanie bez etykiet. Wreszcie, urządzenia te są niedrogie w produkcji i wymagają niewielkiego nakładu pracy ze strony technika do obsługi7-10.

Wykrywanie bez etykiet zazwyczaj odbywa się za pomocą przetwornika optycznego lub elektrycznego. Urządzenia optyczne mogą charakteryzować się lepszą wydajnością wykrywania ze względu na mniejsze zakłócenia z analitami w próbce. Niemniej jednak ich wydajność jest zagrożona w przypadkach, gdy tło próbki ma taką samą długość fali rezonansowej jak czujnik11. Wykorzystanie sygnałów elektrycznych do detekcji biologicznej i chemicznej w układach mikroprzepływowych ma wiele zalet. Produkcja jest z natury mniej skomplikowana, ponieważ czujniki te zazwyczaj wymagają do działania tylko elektrod wzorzystych. Ponadto sygnały elektryczne mogą być bezpośrednio połączone z większością urządzeń pomiarowych, podczas gdy inne modalności sygnału mogą wymagać przetwornika do konwersji sygnału12-15. Czujniki elektryczne zwykle mierzą zmiany impedancji16,17, pojemności18 lub aktywności redoks19. Jednak wraz z miniaturyzacją tych systemów pojawiają się nowe wyzwania. Do najważniejszych wyzwań, które należy pokonać, należą: przygotowanie próbki i mieszanie płynów (ze względu na małą objętość próbki i liczbę Reynoldsa), skutki fizyczne i chemiczne (w tym siły kapilarne, chropowatość powierzchni, interakcje chemiczne między materiałami konstrukcyjnymi a analitami), niski stosunek sygnału do szumu (wytwarzany przez zmniejszoną powierzchnię i objętość)20-23 oraz potencjalna interferencja ze strony analitów elektroaktywnych w złożonych próbkach biologicznych (np., krew i ślina). Dalsze badania nad tymi efektami zaowocują wytycznymi dotyczącymi dokładnej produkcji i obsługi tych urządzeń w powtarzalny sposób, który poprawi ich ogólną wydajność.

Wykrywanie hybrydyzacji DNA jest szeroko stosowane do diagnozowania zaburzeń genetycznych24,25 i różnych form raka26. Każdego roku u pacjentów identyfikuje się wiele szczepów grypy na podstawie wyników technik hybrydyzacji DNA27. Sam wirus grypy odpowiada za 36 000 zgonów każdego roku w Stanach Zjednoczonych28. Takim przykładom może przynieść korzyści laboratoryjne urządzenie mikroprzepływowe, które może wykonywać te same techniki testowania, co czytnik płytek lub test z przesunięciem żelowym, przy małej objętości próbki i za ułamek kosztów bez poświęcania czułości lub swoistości. Ze względu na wiele zalet bezznacznikowego wykrywania elektrochemicznego, jest ono szeroko stosowane do wykrywania zdarzeń hybrydyzacji DNA29,30. Konfiguracja, w której elektrody w skali makro (w zakresie milimetrów) są zanurzane w zlewkach z roztworem będącym przedmiotem zainteresowania, może być wykorzystana do dostarczenia bardzo czułych danych dotyczących kinetyki wiązania jednoniciowych sekwencji DNA z ich pasującymi sekwencjami komplementarnymi. Ostatnio poczyniono kilka postępów we włączaniu detekcji elektrochemicznej do mikrofluidyki do hybrydyzacji DNA. Przeprowadzono badania dotyczące kinetyki hybrydyzacji31 i integracji czujników do detekcji15 w kanałach mikroprzepływowych. Jednak nadal istnieje zapotrzebowanie na szybkie, wysokowydajne urządzenie mikroprzepływowe, które może analizować zdarzenia hybrydyzacji DNA równolegle bez skomplikowanych etapów przygotowania próbki.

Urządzenie przedstawione w tej pracy dostarcza platformę, która pozwala na równoległe badanie wielu interakcji bez skomplikowanych etapów przygotowania próbki. Nasz protokół pokazuje, w jaki sposób biochipy elektrochemiczne oparte na mikroprzepływach są mikrowytwarzane za pomocą technologii systemów mikroelektromechanicznych (MEMS)32,33. Opisujemy proces wytwarzania zarówno chipa mikroprzepływowego, wykonanego z polidimetylosiloksanu (PDMS), jak i chipa elektrochemicznego, składającego się z szeregu elektrod. Zajęto się również funkcjonalizacją chemiczną biochipa za pomocą sond ssDNA. Na koniec zademonstrowano zdolność biosensora do specyficznego wykrywania i analizowania celów ssDNA. Ogólnie rzecz biorąc, biochip elektrochemiczny oparty na mikroprzepływach jest szybką i wysokowydajną techniką analizy. Może być używany do badania interakcji między cząsteczkami biologicznymi a przetwornikami przewodzącymi i może być wykorzystywany w różnych zastosowaniach typu lab-on-a-chip.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Mikrofabrykacja chipa mikroprzepływowego

  1. Przygotuj chip elektrochemiczny
    1. Wzór złotych elektrod
      1. Opłucz pustą 4-calową płytkę silikonową (najwyższej jakości) acetonem, metanolem i izopropanolem ("AMI" czysty). Wypłucz izopropanol z płytki wodą dejonizowaną (DI), a następnie wysusz pistoletemN2.
      2. Wyhoduj warstwę pasywacyjną SiO2 o grubości 1 μm za pomocą narzędzia do chemicznego osadzania z fazy gazowej wspomaganej plazmą (PECVD). Umieść warstwę chromu o grubości 200 A, a następnie warstwę złota o grubości 2 000 A za pomocą narzędzia do napylania prądem stałym.
      3. Fotorezystor dodatni "PR1" wirować (parametry wirowania: 3 000 obr./min, 1 000 obr./s, 30 s) w celu uzyskania jednolitej warstwy o grubości ~1,6 μm. Piecz wafel przez 1 minutę w temperaturze 100 °C na gorącej płycie.
      4. Naświetl płytkę z ciśnieniem 190 mJ/cm2 przy długości fali 405 nm przez fotomaskę. Rozwijaj wafel przez 30 sekund w wywoływaczu 352 i opłucz wafel za pomocą DI i wysusz pistoletem N2.
      5. Wytrawiaj złoto wytrawiaczem do złota przez 1,5 min. Wytrawiaj chrom wytrawiaczem chromowym przez ~30 sek. Opłucz wafel za pomocą DI i wysusz pistoletem N2.
      6. Usuń fotorezystor za pomocą procedury czyszczenia "AMI".
        UWAGA: SILNY UTLENIACZ I POTENCJALNIE WYBUCHOWY.
      7. Wyczyść wafel mieszanką 4:1 H2SO4:H2O2 ("Piranha" czysta) przez 1 min. Opłucz wafel za pomocą DI i osusz pistoletem N2.
    2. Wzór Elektrody platynowe
      1. Fotorezystor dodatni "PR2" o parametrach wirowania: 3 000 obr./min, 1 000 obr./min, 30 sek.) w celu uzyskania jednolitej warstwy o grubości ~1,4 μm. Piecz wafel przez 1 minutę w temperaturze 100 °C na gorącej płycie.
      2. Naświetlić płytkę o ciśnieniu 30 mJ/cm2 przy długości fali 405 nm przez fotomaskę. Piecz wafelek przez 45 sekund w temperaturze 125 °C na gorącej płycie. Powódź naświetlić płytkę z 1,000 mJ/cm2 przy długości fali 405 nm bez fotomaski. Rozwijaj wafel przez 2 minuty w wywoływaczu 6:1 AZ400K i opłucz wafel za pomocą DI i wysusz pistoletemN2.
      3. Umieść warstwę tytanu o grubości 400 A, a następnie warstwę platyny o grubości 1 600 A za pomocą systemu odparowywania wiązki elektronów.
      4. Zdjąć fotorezystor w ultradźwiękowej kąpieli acetonowej na 5 minut, a następnie spłukać acetonem i izopropanolem. Opłucz wafel za pomocą DI i osusz pistoletemN2.
  2. Przygotowanie kanałów testowych
    1. Przygotuj formę do kanałów testowych
      1. Wypłucz pustą 4-calową płytkę silikonową (jakość testowa) za pomocą procedury czyszczenia "AMI". Wypłucz izopropanol z wafla za pomocą DI, a następnie wysusz pistoletemN2.
      2. Fotorezystor ujemny "PR3" (2-stopniowe parametry wirowania: krok pierwszy - 600 obr./min, 120 obr./min, 10 sek. Krok drugi – 1 150 obr./min, 383 obr./min, 27 sek.), aby uzyskać jednolitą powłokę o grubości ~100 μm. Wstępnie upiecz wafel na gorącej płycie (2-stopniowe parametry pieczenia: krok pierwszy – zwiększenie temperatury pokojowej do 65 °C przy 300 °C/h i utrzymanie temperatury przez 10 minut. Krok 2 – zwiększenie do 95 °C przy 300 °C/h i utrzymanie temperatury przez 30 min).
      3. Naświetlić płytkę z ciśnieniem 2,500 mJ/cm2 przy długości fali 405 nm przez fotomaskę. Po upieczeniu wafla rozgrzej do 95 °C przy 300 °C/h i utrzymuj temperaturę przez 10 minut na gorącej płycie. Rozwijaj wafel przez 10 minut w wywoływaczu octanu eteru monometylowego glikolu propylenowego (PGMEA). Opłucz wafel izopropanolem i osusz pistoletemN2.
    2. Wytwarzanie kanałów testowych
      1. Przygotować mieszaninę polidimetylosiloksanu (PDMS) w stosunku 10:1 (20 g elastomeru, 2 g utwardzacza) i całkowicie odgazować w komorze próżniowej przez 20 minut.
      2. Zdefiniuj obudowę wokół płytki formy folią aluminiową i powoli wylej nieutwardzony PDMS na formę.
      3. Upiecz formę z PDMS w piecu skrzynkowym (2-stopniowe parametry pieczenia: krok pierwszy – 5 minut zwiększanie temperatury pokojowej do 80 °C. Krok 2 – utrzymywanie w temperaturze 80 °C przez 17 minut).
      4. Oderwij PDMS od formy i umieść na folii aluminiowej. Wytnij wióry testowe nożem chirurgicznym, nakreśl otwory za pomocą narzędzia do wykrawania biopsji.

2. Złóż urządzenie

  1. Ręcznie wyrównaj kanały testowe PDMS z elektrodami roboczymi na chipie elektrochemicznym. PDMS dobrze przylega do układu elektrochemicznego, uszczelniając kanały i zapobiegając wyciekom.
  2. Podłącz elastyczną rurkę (OD 0,087 '' i ID 0,015 '') do plastikowego kolanka lub prostego łącznika za pomocą krótkiej elastycznej rurki jako adaptera (OD 0,1875 '' i ID 0,0625 ''). Podłącz złącza do każdego z otworów wlotowych w urządzeniu.
  3. Podłączyć strzykawkę na drugim końcu rurki i umieścić strzykawkę w pompie strzykawkowej. Na przemian zmieniać zestaw strzykawki, rurki i łącznika zgodnie z wymaganym krokiem procedury w sekcji 3 i odpowiadającym mu roztworem.

3. Analizuj hybrydyzację DNA

UWAGA: Wprowadzaj każdy roztwór powoli do kanału z prędkością przepływu 200 μl/h, aż cały kanał zostanie wypełniony.

  1. Funkcjonalizuj każdy pionowy mikrokanał za pomocą innej sekwencji sondy ssDNA (wykonaj równolegle do 3 oddzielnych pionowych mikrokanałów):
    1. Napełnij każdy mikrokanał innym roztworem do inkubacji sondy ssDNA (10 mM bufor fosforanowy, 100 mM NaCl, 10 μM tris(2-karboksetylo)fosfiny (TCEP) i 1 μM sonda ssDNA) i inkubuj przez 1 godzinę, a następnie przepłucz mikrokanał PBS.
    2. Napełnij mikrokanał roztworem zawierającym 1 mM 6-merkapto-1-heksanolu (MCH) w buforze 10 mM PBS, 100 mM NaCl i 1,395 mM TCEP i inkubuj przez 1 godzinę, a następnie przepłucz mikrokanał PBS.
  2. Zdejmij PDMS, obróć o 90° do orientacji poziomej i ułóż w dół, aby odsłonić oddzielne rzędy komór reakcyjnych, z których każdy zawiera unikalną elektrodę licznikową i referencyjną (rysunek S1).
  3. Napełnić mikrokanaliki kontrolnym roztworem pomiarowym 4x stężonego buforu soli fizjologiczno-cytrynianowej (SSC) i inkubować przez 20 minut.
  4. Pomiar tła: Wypełnić mikrokanaliki żelazocyjankiem 5 mM / żelazocyjankiem 5 mM w roztworze PBS i zapisać wartości impedancji układu elektrochemicznego dla różnych częstotliwości (elektrochemiczna spektroskopia impedancyjna; EIS) za pomocą potencjostatu połączonego z elektrodą roboczą, licznikową i referencyjną (parametry EIS: zakres częstotliwości od 1 MHz do 0,1 Hz, 10 punktów danych częstotliwości na dekadę, amplituda 25 mV, polaryzacja 5 mV w stosunku do elektrody odniesienia). Powtórz ten pomiar dla każdej elektrody roboczej w mikrokanałach.
  5. Zmierz hybrydyzację DNA (wykonaj dla każdego niekomplementarnego i komplementarnego celu ssDNA).
    1. Wypełnić mikrokanaliki docelowym roztworem pomiarowym ssDNA składającym się z 4x stężonego buforu SSC zawierającego 1 μM docelowego ssDNA i inkubować przez 20 minut. Zmierzyć DNA zgodnie z krokiem 3.4.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kontrolowany i precyzyjny proces wytwarzania urządzenia eksperymentalnego jest niezbędny w badaniach. Pozwala on badaczom na uzyskanie powtarzalnych wyników i przeprowadzanie eksperymentów o wysokiej przepustowości. W niniejszej pracy zaprezentowano proces mikrofabrykacji biochipu elektrochemicznego opartego na mikroprzepływach, charakteryzujący się wysoką wydajnością i powtarzalnością (Rycina 1). Dzięki niskiej częstotliwości występowania błędów, jedynie w niewielu urządzeniach zaobserwowano problemy z ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nasze procedury demonstrują produkcję biochipa elektrochemicznego opartego na mikroprzepływach i jego wykorzystanie do analizy zdarzeń hybrydyzacji DNA. Dzięki wysokowydajnemu, kontrolowanemu procesowi mikroprodukcji opracowujemy urządzenie składające się z mikrokanałów zintegrowanych z szeregiem przetworników elektrochemicznych. Opracowaliśmy kontrolowane parametry przetwarzania dla procedury fotolitograficznej chipa elektrochemicznego i formy kanału mikroprzepływowego za pomocą podejścia iteracyjnego. Kroki te stanowią...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Fundacji Roberta W. Deutscha, Agencji Redukcji Zagrożeń Obronnych (DTRA) oraz Narodowej Fundacji Nauki Emerging Frontiers in Research and Innovation (EFRI) za wsparcie finansowe. Autorzy dziękują również Maryland Nanocenter i jego Fablabowi za wsparcie w zakresie pomieszczeń czystych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4-calowy wafel silikonowyUltrasil4-5664Jednostronnie polerowany; Typ P; Domieszkowany borem; Orientacja 1-0-0; Grubość 500 mikronów; Rezystancja 10-20 omów i middot; cm
Fotorezystor Shipley 1813 ("PR1")Fotorezystor mikrochemiczny
AZ5214 fotorezystor ("PR2")FotorezystorHoechst Celanse
SU-8 50 fotorezystu ("PR3")Fotorezystor ujemnymikrochemiczny
Złoty wytrawiaczTransenTFABez rozcieńczenia
Wytrawiacz chromuTransene1020ACBez rozcieńczenia
elastomer PDMSDow Corning3097366 1004
PDMS utwardzaczDow Corning3097358 1004
Narzędzie do wykrawania biopsjiHealthlinkBP20
Tygon elastyczna rurkaCole Parmer Adapter elastyczny R 36030,015"
TygonCole Parmer 06417-410,0625"
1 mlBeckton-Dickenson301025
Jednozasadowy fosforan potasuFluka1551139
Fosforan potasu dwuzasadowy bezwodnySigmaRES20765-A7
Chlorek soduSigma-AldrichS7653
tris(2-karboksyetylo)fosfinaAldrichC4706
6-merkapto-1-heksanolAldrich451088
20x skoncentrowany bufor solno-sodowy cytrynianuSigma93017
Heksacyjanożelazian(III)Aldrich455946
Komplementarne ssDNA #1Zintegrowane technologie DNA (IDT)100 nmole DNA oligo5'-GGGACGTCCACGGAGCGCTA
TCGGAGCTTT-3'
Docelowe ssDNA #2Zintegrowane technologie DNA (IDT)100 nmole DNA oligo5'-/5ThioMC6-D/ACGCGTCAGGTCATTGACGA
ATCGATGAGT-3'
Komplementarne ssDNA #2Zintegrowane technologie DNA (IDT)100 nmole DNA oligo5'-ACTCATCGATTCGTCAATGA
CCTGACCCGT-3'
Target ssDNA #3Zintegrowane technologie DNA (IDT)100 nmole DNA oligo5'-/5ThioMC6-D/ACCTAGATCCAGTAGTTAGA
CCCATGATGA-3'
Komplementarne ssDNA #3Zintegrowane technologie DNA (IDT)100 nmole DNA oligo5'-TCATCATGGGTCTAACTACT
GGATCTAGGT-3'
Instrument
Plasma Enhanced Chemical Vapor Deposition (PECVD)Oxford InstrumentsPlasmaLab System 100Ciśnienie w komorze 1,000 mTorr, Tempreture 200 ° C, moc RF 20 W, Gazy: a) Natężenie przepływu N2O 710 sccm; b) skład 5% SiH4 i 95% N2 natężenie przepływu gazów 170 sccm, szybkość wzrostu SiO2 690 Å/min.
Napylacz prądu stałegoAJA InternationalATC 1800-VDo chromu: Ciśnienie w komorze 10 mTorr, Natężenie przepływu argonu 20 sccm, Zasilanie prądem stałym 200 W, Szybkość napylania 10 nm/min. Dla złota: Ciśnienie w komorze 10 mTorr, Natężenie przepływu argonu 20 sccm, Dostarczana moc prądu stałego 200 W, Szybkość napylania 36 nm/min.
System odparowywania wiązką elektronicznaDentonZbudowany na zamówienieDla tytanu: Ciśnienie w komorze < 2 x 10-6 Torr, Moc dostarczana do pistoletu elektrycznego 7,5 kW, Prąd żarnika 150-200 mA, Szybkość parowania 6-10 Å/sek. Dla platyny: Ciśnienie w komorze < 2 x 10-6 Torr, Zasilanie pistoletu elektrycznego 7,5 kW, Prąd żarzenia 150-200 mA, Szybkość parowania 2-3 Å/sek.
PotencjostatCH Instruments660D
Pompa strzykawkowaKD ScientificKDS230
dodatni dodatni Strzykawka sodu

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hong, J., Edel, J. B., deMello, A. J. Micro- and nanofluidic systems for high-throughput biological screening. Drug Discov. Today. 14, 134-146 (2009).
  2. Sun, Y., Kwok, Y. C. Polymeric microfluidic system for DNA analysis. Anal. Chim. Acta. 556, 80-96 (2006).
  3. Xu, Y., Yang, X., Wang, E. Review: aptamers in microfluidic chips. Anal. Chim. Acta. 683, 12-20 (2010).
  4. Yang, W., Woolley, A. T. Integrated multiprocess microfluidic systems for automating analysis. J. Lab. Automat. 15, 198-209 (2010).
  5. Gervais, T., Jensen, K. F. Mass transport and surface reactions in microfluidic systems. Chem. Eng. Sci. 61, 1102-1121 (2006).
  6. Song, H., Ismagilov, R. F. Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents. J. Am. Chem. Soc. 125, 14613-14619 (2003).
  7. Jiang, H., Weng, X. A., Li, D. Q. Microfluidic whole-blood immunoassays. Microfluid. Nanofluid. 10, 941-964 (2011).
  8. Dutse, S. W., Yusof, N. A. Microfluidics-based lab-on-chip systems in DNA-based biosensing: an overview. Sensors. 11, 5754-5768 (2011).
  9. Dittrich, P. S., Manz, A. Lab-on-a-chip: microfluidics in drug discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 5, 210-218 (2006).
  10. Craighead, H. Future lab-on-a-chip technologies for interrogating individual molecules. Nature. 442, 387-393 (2006).
  11. Hunt, H. K., Armani, A. M. Label-free biological and chemical sensors. Nanoscale. 2, 1544-1559 (2010).
  12. Dukkipati, V. R., Pang, S. W. Integrated microfluidic system for DNA analysis. IEEE-NANO 2006. Sixth IEEE Conference on Nanotechnology. 1, 162-165 (2006).
  13. Fang, T. H., et al. Real-time PCR microfluidic devices with concurrent electrochemical detection. Biosens. Bioelectron. 24, 2131-2136 (2009).
  14. Pavlovic, E., et al. Microfluidic device architecture for electrochemical patterning and detection of multiple DNA sequences. Langmuir. 24, 1102-1107 (2008).
  15. Xu, X., Zhang, S., Chen, H., Kong, J. Integration of electrochemistry in micro-total analysis systems for biochemical assays: recent developments. Talanta. 80, 8-18 (2009).
  16. Cai, H., Lee, T. M. -H., Hsing, I. M. Label-free protein recognition using an aptamer-based impedance measurement assay. Sensor. Actuat. B-Chem. 114, 433-437 (2006).
  17. Iliescu, C., Poenar, D. P., Carp, M., Loe, F. C. A Microfluidic device for impedance spectroscopy analysis of biological samples. Sensor. Actuat. B-Chem. 123, 168-176 (2007).
  18. Prakash, S. B., Abshire, P. Tracking cancer cell proliferation on a CMOS capacitance sensor chip. Biosens. Bioelectron. 23, 1449-1457 (2008).
  19. Yamaguchi, A., et al. Rapid fabrication of electrochemical enzyme sensor chip using polydimethylsiloxane microfluidic channel. Anal. Chim. Acta. 468, 143-152 (2002).
  20. Beebe, D. J., Mensing, G. A., Walker, G. M. Physics and applications of microfluidics in biology. Annu. Rev. Biomed. Eng. 4, 261-286 (2002).
  21. Mariella, R. Sample preparation: the weak link in microfluidics-based biodetection. Biomed. Microdevices. 10, 777-784 (2008).
  22. Bhushan, B. Springer handbook of nanotechnology. , 3rd ed, Springer. (2010).
  23. Ghallab, Y. H., Badawy, W. Lab-on-a-chip: Techniques, circuits, and biomedical applications. , Artech House. (2010).
  24. Chee, M., et al. Accessing genetic information with high-density DNA arrays. Science. 25, 610-614 (1996).
  25. Ma, K. -S., Zhou, H., Zoval, J., Madou, M. DNA hybridization detection by label free versus impedance amplifying label with impedance spectroscopy. Sensor. Actuat. B-Chem. 114, 58-64 (2006).
  26. Ito, T., Hosokawa, K., Maeda, M. Detection of single-base mismatch at distal end of DNA duplex by electrochemical impedance spectroscopy. Biosens. Bioelectron. 22, 1816-1819 (2007).
  27. Kao, L. T. -H., et al. Multiplexed detection and differentiation of the DNA strains for influenza A (H1N1 2009) using a silicon-based microfluidic system. Biosens. Bioelectron. 26, 2006-2011 (2011).
  28. Li, J., Chen, S., Evans, D. H. Typing and subtyping influenza virus using DNA microarrays and multiplex reverse transcriptase PCR. J. Clin. Microbiol. 39, 696-704 (2001).
  29. Gautier, C., et al. Hybridization-induced interfacial changes detected by non-faradaic impedimetric measurements compared to faradaic approach. J. Electroanal. Chem. 610, 227-233 (2007).
  30. Ma, Y., Jiao, K., Yang, T., Sun, D. Sensitive PAT gene sequence detection by nano-SiO2/p-aminothiophenol self-assembled films DNA electrochemical biosensor based on impedance measurement. Sensor. Actuat. B-Chem. 131, 565-571 (2008).
  31. Kim, J. H. -S., Marafie, A., Jia, X. -Y., Zoval, J. V., Madou, M. J. Characterization of DNA hybridization kinetics in a microfluidic flow channel. Sensor. Actuat. B-Chem. 113, 281-289 (2006).
  32. Dykstra, P. H., Roy, V., Byrd, C., Bentley, W. E., Ghodssi, R. Microfluidic electrochemical sensor array for characterizing protein interactions with various functionalized surfaces. Anal. Chem. 83, 5920-5927 (2011).
  33. Ben-Yoav, H., Dykstra, P. H., Bentley, W. E., Ghodssi, R. A Microfluidic-based electrochemical biochip for label-free diffusion-restricted DNA hybridization analysis. Biosens. Bioelectron. 38, 114-120 (2012).
  34. Wink, T., van Zuilen, S. J., Bult, A., van Bennekom, W. P. Self-assembled monolayers for biosensors. Analyst. 122, 43R-50R (1997).
  35. McEwen, G. D., Chen, F., Zhou, A. Immobilization, hybridization, and oxidation of synthetic DNA on gold surface: Electron transfer investigated by electrochemistry and scanning tunneling microscopy. Anal. Chim. Acta. 643, 26-37 (2009).
  36. Arinaga, K., Rant, U., Tornow, M., Fujita, S., Abstreiter, G., Yokoyama, N. The role of surface charging during the coadsorption of mercaptohexanol to DNA layers on gold: Direct observation of desorption and layer reorientation. Langmuir. 22, 5560-5562 (2006).
  37. Katz, E., Willner, I. Probing biomolecular interactions at conductive and semiconductive surfaces by impedance spectroscopy: Routes to impedimetric immunosensors, DNA-sensors, and enzyme biosensors. Electroanalysis. 15, 913-947 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Mikroprzep ywowy biochip elektrochemicznyspektroskopia impedancji elektrochemicznejmikrokana y z polidimetylosiloksanuwytwarzanie elektrod z otychosadzanie elektrod platynowychjednoniciowe sondy DNAop r przeniesienia adunkugranica detekcji biosensoradiagnostyka w punkcie opieki Point of Care

Powiązane artykuły