Artykuł metodologiczny

Lateralizowany model uczenia się zapachu u nowonarodzonych szczurów do analizy obwodów neuronalnych leżących u podstaw tworzenia pamięci

8.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51808

⸱

18 sierpnia 2014

 ,  ,  , 
1Division of Biomedical Sciences, Faculty of Medicine, Memorial University, 2Division of Medical Sciences, University of Victoria

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół wprowadza lateralizowane wczesne uczenie się preferencji zapachowych u szczurów za pomocą ostrej pojedynczej okluzji naris. Lateralizowane uczenie się pozwala na badanie wyników behawioralnych i leżących u podstaw mechanizmów biologicznych u tych samych zwierząt, zmniejszając wariancję wywołaną przez projekty międzyzwierzęce. Protokół ten może być wykorzystany do zbadania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw wczesnego uczenia się zapachów.

Streszczenie

Szczenięta szczurów w krytycznym okresie poporodowym (≤ 10 dni) łatwo preferują zapach, który jest związany z bodźcami naśladującymi matczyną opiekę. Taka pamięć preferencji może trwać od kilku godzin, do dni, a nawet przez całe życie, w zależności od parametrów treningowych. Wczesne uczenie się preferencji zapachowych dostarcza nam modelu, w którym krytyczne zmiany dla naturalnej formy uczenia się zachodzą w obwodach węchowych. Dodatkową cechą, która sprawia, że jest to potężne narzędzie do analizy procesów pamięciowych, jest to, że wczesne uczenie się preferencji zapachowych może być lateralizowane poprzez pojedynczą okluzję naris w okresie krytycznym. Wynika to z braku dojrzałych przednich połączeń spoidłowych półkul węchowych w tak młodym wieku. W tej pracy przedstawiono protokoły behawioralne do lateralizowanego uczenia się zapachów za pomocą zatyczek do nosa. Ostra, odwracalna okluzja naris minimalizuje uszkodzenia tkanek i neuronów związane z długotrwałą okluzją i bardziej agresywnymi metodami, takimi jak kauteryzacja. Lateralizowany model uczenia się zapachów pozwala na porównanie wewnątrz zwierząt, co znacznie zmniejsza wariancję w porównaniu z projektami międzyzwierzęcymi. Metoda ta została z powodzeniem wykorzystana do badania zmian w obwodzie w układzie węchowym wywołanych przez trening. Przyszłe kierunki obejmują badanie molekularnych podstaw pamięci zapachowej przy użyciu tego zlateralizowanego modelu uczenia się; i korelacja zmian fizjologicznych z siłą pamięci i czasem trwania.

Wprowadzenie

Węch jest podstawową modalnością sensoryczną u gryzoni, bez której nie byłyby one w stanie skutecznie nawigować ani przetrwać w swoim środowisku. Jest to szczególnie ważne dla nowonarodzonych szczeniąt, które nie widzą ani nie słyszą w pierwszym tygodniu po urodzeniu, aby używać węchu w celu zlokalizowania matki do karmienia1. W rezultacie nowonarodzone młode szczurów mogą być uwarunkowane tak, aby preferowały zapachy za pomocą prostych manipulacji eksperymentalnych. Różnorodne bodźce zostały wykorzystane jako bodziec bezwarunkowy (UCS) w celu wywołania uwarunkowanych reakcji na nowe zapachy (bodziec warunkowy, CS) u noworodków, w tym środowisko gniazdowania2,3, ssanie mleka4-6, głaskanie lub stymulacja dotykowa7-12, szczypanie ogona13, ślina matki13, łagodny wstrząs stopy14-18 i wewnątrzczaszkowa stymulacja mózgu19. W niniejszym badaniu wykorzystano dobrze ugruntowany paradygmat wczesnej preferencji zapachowej, w którym zapach, w tym przypadku mięty pieprzowej, łączy się ze stymulacją dotykową w celu wywołania preferencji dla mięty pieprzowej 24 godziny później10,11,20. Te wspomnienia zapachów są zależne od nienaruszonych obwodów węchowych, w tym przede wszystkim opuszki węchowej (OB)21-23 i przedniej kory gruszkowatej (aPC)24,25.

Eksperymentalne badania wczesnego uczenia się preferencji zapachowych pogłębiły i poszerzyły nasze zrozumienie molekularnych i fizjologicznych podstaw pamięci ssaków. Ten model ssaków ma kilka zalet w badaniu mechanizmów pamięci. Po pierwsze, zidentyfikowano neuronalne źródła sygnału UCS. Różne bodźce, jak wspomniano powyżej, stymulują uwalnianie noradrenaliny w miejscu sinawym26, co z kolei aktywuje wiele adrenergicznych w OB i aPC, powodując efekty komórkowe i fizjologiczne, które wspierają uczenie się22,27,28. Po drugie, mechanizmy wspomagające pamięć zachodzą w dobrze zdefiniowanych laminarnych strukturach nerwowych. Prostota obwodów węchowych u nowonarodzonych szczurów zapewnia naukowcom idealne ramy do odkrycia skomplikowanych procesów związanych z plastycznością synaptyczną. Węchowe neurony czuciowe (OSN) w nabłonku węchowym rzutują na komórki mitralne / kępkowe w OB, a te komórki mitralne / kępkowe z kolei rzutują ipsilateralnie do kory gruszkowatej (PC) przez boczny przewód węchowy (LOT), wśród innych struktur29. Zarówno synapsy OSN w OB30,31, jak i synapsy LOT24,25 w aPC zostały zidentyfikowane jako krytyczne loci dla zmian synaptycznych, które wspierają uczenie się i pamięć. Po trzecie, we wczesnym wieku u szczurów bodźce węchowe mogą być łatwo zlateralizowane. Każdy aPC ma dostęp do obustronnych informacji o zapachu za pośrednictwem spoidła przedniego, gdy ta istota biała jest w pełni uformowana w 12. dniu po urodzeniu (PD12)32. Przed PD 12 wejście zapachu można odizolować do ipisilateralnego OB i aPC poprzez pojedynczą okluzję naris24,25,31,33,34. Pojedyncza okluzja naris pozwala na tworzenie pamięci zapachowej z otwartego naris i zapobiega tej samej pamięci z okluzji naris przed PD 1233. Pamięć zapachowa jest izolowana do półkuli ipsilateralnej, w tym zarówno OB, jak i aPC. Dlatego każde szczenię szczura może być swoją własną kontrolą do uczenia się i wspierania fizjologii.

W niniejszym badaniu wprowadzono zlateralizowany protokół wczesnego uczenia się preferencji zapachowych. Metoda ta służy jako potężne narzędzie do badania mechanizmów neuronalnych leżących u podstaw uczenia się zapachu poprzez zapewnienie kontroli wewnątrzzwierzęcej24,25,31 , zmniejszając w ten sposób zarówno liczbę wymaganych zwierząt, jak i ogólną zmienność. Okluzja Naris jest odwracalna, ponieważ smar lub zatyczkę do nosa można nakładać i usuwać przy minimalnym stresie lub uszkodzeniu zwierzęcia. W tym miejscu opisano najpierw szczegółowe procedury wczesnego treningu i testowania preferencji zapachowych, ze szczególnym uwzględnieniem protokołu lateralizowanego z wykorzystaniem pojedynczej okluzji naris z zatyczką nosową. Następnie przedstawiono wyniki w celu wykazania skuteczności pojedynczej okluzji naris w izolowaniu wejścia zapachu i tworzeniu lateralizowanej pamięci zapachowej. Na koniec omówiono potencjał wykorzystania tego lateralizowanego modelu uczenia się do badania zmian fizjologicznych w układzie węchowym, które zarówno generują uczenie się, jak i wspierają ekspresję pamięci.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wykorzystano młode szczury linii Sprague Dawley (Charles River) obu płci. W dniu PD1 (przyjmując, że narodziny to PD0) lęgi zostały zredukowane do 12 osobników. Samice utrzymywano w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność z dostępem ad libitum do pokarmu i wody. Procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care Committee Uniwersytetu Memorial.

1. Konstrukcja zatyczki do nosa

UWAGA: Procedura ta została zaadaptowana i zmodyfikowana na podstawie pracy Cummings et al. (1997)35.

  1. Należy przygotować rurkę polietylenową-20 oraz jedwabną nić chirurgiczną 3-0.
  2. Odciąć mały fragment rurki polietylenowej-20 o długości około 0,8 mm.
  3. Przeciągnąć nić jedwabną przez przygotowaną rurkę w taki sposób, aby nić wystawała z obu stron fragmentu rurki.
  4. Na jednym końcu nici, poza obszarem rurki, zawiązać węzeł.
  5. Nasunąć fragment rurki na zawiązany węzeł, tak aby węzeł znalazł się wewnątrz rurki.
  6. Przyciąć oba końce nici w taki sposób, aby z jednego końca rurki wystawało około 2 mm nici (patrz Rycina 1A).

2. Zamknięcie nozdrzy przed treningiem

  1. Oddziel szczenię od matki i umieść je w bezpiecznym naczyniu wyłożonym zwykłą ściółką.
  2. Za pomocą aplikatora z bawełnianym końcem nanieś miejscowy żel znieczulający, 2% Xylocaine, na nozdrze, które ma zostać zamknięte.
  3. Pozostaw szczenię w naczyniu na około 3 min.
  4. Przytrzymaj szczenię delikatnie, ale pewnie w niedominującej dłoni.
  5. Używając dominującej dłoni, weź zatyczkę do nosa i nanieś ten sam miejscowy żel znieczulający wokół końcówki, z której nie wystaje nitka. Będzie ona służyć zarówno jako środek znieczulający przy niewielkim bólu związanym z wprowadzaniem zatyczki, jak i jako lubrykant wewnątrz nozdrza. UWAGA: Działanie Xylocaine zaczyna się w ciągu kilku minut i trwa od 20 do 30 min. Szczenięta zazwyczaj dobrze tolerują wprowadzanie zatyczki po zastosowaniu żelu Xylocaine (minimalna walka i wokalizacja).
  6. Delikatnie wprowadź zatyczkę do nosa, pewnie trzymając szczenię i powoli obracając zatyczkę przy bardzo delikatnym nacisku, aż zostanie ona całkowicie wprowadzona, a z nozdrza będzie wystawać jedynie 2 mm nitki (patrz Rycina 1B). W trakcie tego procesu nie powinno dojść do krwawienia z żadnego z nozdzrzy. Szczenięta, u których wystąpi krwawienie podczas wprowadzania zatyczki, są wykluczane i wracają do matek.
  7. Pozostaw zwierzę w naczyniu na 5 min w celu habituacji do zatyczki.
  8. Wyjmij szczenię z naczynia do habituacji i rozpocznij paradygmat warunkowania24.

Przycinanie wibrysów gryzoni; metody deprywacji sensorycznej; zawiera schemat i przykłady.
Rysunek 1. Konstrukcja czopa do nozdrza. A) Schematy przedstawiające etapy wykonania czopa do nozdrza. Nitkę przeciąga się przez rurkę polietylenową; zawiązuje się węzeł i przesuwa go do środka rurki w celu jej zablokowania; oba końce są odcinane, pozostawiając 2 mm nitki poza rurką na jednym z końców. B) Widok z przodu i z boku szczura z czopem w jednym nozdrzu.

3. Przygotowanie pachnącej ściółki

  1. Zakładając nowe rękawiczki i pracując w dygestorium, aby zapobiec kontaminacji zapachowej, umieścić 500 ml ściółki z trocin w plastikowym worku.
  2. Za pomocą strzykawki pobrać 0,3 ml ekstraktu z miętowej i rozpylić go na ściółkę w plastikowym worku.
  3. Związać worek, energicznie nim potrząsnąć i pozostawić ściółkę w worku na 5 min.
  4. Umieścić pachnącą ściółkę w przezroczystym, płytkim, akrylowym pudełku treningowym (20 x 20 x 5 cm3, Rycina 2A) bez przykrycia w dygestorium na 5 min przed użyciem. Po przygotowaniu ściółki należy wyrzucić rękawiczki i dopilnować, aby nie miały one kontaktu ze zwierzętami.
  5. Umieścić bezzapachową ściółkę w identycznym przezroczystym plastikowym pudełku, dbając o to, aby nie miała ona kontaktu z pachnącą ściółką ani używanymi rękawiczkami.

4. Paradygmat warunkowania zapachowego (Patrz: obraz na Ryc. 2A)

Szczenięta przechodzą albo pojedynczą sesję warunkowania, w PD 6, albo wielokrotne sesje próbne (jedna sesja dziennie, PD 3-6).

  1. Umieść oswojone szczenię na pachnącej ściółce. W przypadku szczeniąt z grupy kontrolnej (tylko zapach, O/S-), pozostaw je na ściółce przez 10 min, a następnie przejdź do kroku 4.5. W przypadku szczeniąt z grupy eksperymentalnej (zapach + głaskanie, O/S+), kontynuuj zgodnie z poniższymi krokami w tej sekcji.
  2. Głaszcz szczenię przez 30 sec za pomocą małego pędzla. Wykonuj szybkie okrężne ruchy, głównie w tylnej części ciała szczenięcia.
  3. Pozostaw szczenię do odpoczynku na 30 sec.
  4. Powtarzaj kroki 4.2 i 4.3 przez łącznie 10 min (tzn. 10 parowań głaskania + zapachu).
  5. Wyjmij szczenię z komory warunkowania, usuń zatyczkę do nosa i zwróć szczenię do matki.

5. Testy lateralizacji preferencji zapachowych (patrz zdjęcie na rysunku 2B)

Testy przeprowadzane są w różnych punktach czasowych (np. 24 lub 48 hr) po ostatniej sesji treningowej. Testy odbywają się w stalowej komorze testowej (30 x 20 x 18 cm3), która jest umieszczona na dwóch skrzynkach treningowych (skrzynka treningowa została opisana w 3.4), oddzielonych 2 cm strefą neutralną. Jedna skrzynka treningowa zawiera ściółkę o zapachu mięty, natomiast druga zawiera czystą, bezzapachową ściółkę. Podłoga komory testowej stanowi metalowa kratka, która następnie zostaje przykryta usuwalnym arkuszem plastikowej siatki (Rycina 2B).

  1. Przygotować jedną ściółkę o zapachu miętowym i jedną bezzapachową zgodnie z Sekcją 3, a następnie umieścić oba pudełka pod przeciwległymi stronami komory testowej w odstępie 2 cm. Położyć plastikową siatkę na metalowej kratownicy dna komory testowej.
  2. Odebrać szczenię od matki i nałożyć niewielką ilość bezzapachowego smaru silikonowego na nozdrze, które zostanie zamknięte podczas treningu. Ponawiać aplikację smaru w miarę potrzeb w trakcie pierwszej procedury testowej. UWAGA: W celu uniknięcia błędu systematycznego można zastosować losowy wybór nozdrza do zamknięcia podczas treningu i testów.
  3. Umieścić szczenię w strefie neutralnej komory testowej.
  4. Pozwolić szczenięciu eksplorować komorę przez 1 min, rejestrując czas spędzony nad obiema stronami komory (t.j. nad ściółką miętową lub neutralną zapachowo).
  5. Pozwolić szczenięciu odpocząć przez 1 min w przykrytej, plastikowej komorze przetrzymującej.
  6. Powtórzyć kroki 5.2 i 5.3 przez łącznie 10 min (t.j. 5 prób testowych przedzielonych 5 przerwami na odpoczynek), zmieniając początkową orientację szczenięcia w komorze w celu wyeliminowania preferencji kierunkowych.
  7. Niezwłocznie po zakończeniu testów usunąć smar z nozdrza.
  8. Wprowadzić polietylenowy zatyczkę do nosa do przeciwległego nozdrza zgodnie z sekcją 2 i pozwolić zwierzęciu odpocząć przez 10 min.
  9. Przeprowadzić test szczenięcia ponownie zgodnie z punktami 5.3–5.6, usunąć zatyczkę i oddać szczenię matce. Zdjąć plastikową siatkę z komory testowej, oczyścić ją 95% etanolem i pozwolić cieczy odparować. Przed przetestowaniem kolejnego szczenięcia ponownie umieścić siatkę w komorze.
    UWAGA: Zastosowanie smaru silikonowego podczas pierwszego zamknięcia nozdrza w trakcie testów zapobiega ryzyku krwawienia i stresu związanego z wprowadzaniem zatyczki do nosa.

Układ do trenowania i testowania zachowania myszy w eksperymencie wyboru ściółki z miętą.
Rycina 2. Wstępne trenowanie i testowanie preferencji zapachowych. A) Wstępne trenowanie preferencji zapachowych z wykorzystaniem paradygmatu zapach + głaskanie. B) Test preferencji zapachowych z dwoma wyborami, gdzie po jednej stronie znajduje się ściółka z miętą, a po przeciwnej kontrolna ściółka bezzapachowa. Pomiędzy nimi umieszczono neutralną strefę o szerokości 2 cm.

6. Badanie skuteczności zamykania jednej nozdrzy

Niniejszy eksperyment jest przeprowadzany w celu ustalenia, czy jednostronna okluzja nozdrza prowadzi do lateralizowanej aktywacji układu węchowego.

  1. Wykonaj jednostronne zamknięcie nozdrzy u szczeniąt w 6. lub 7. dniu po urodzeniu (PD 6 lub 7) zgodnie z opisem w sekcji 2.
  2. Po około 5 min habituacji umieść szczenię w przykrytym plastikowym pojemniku i wystaw je na działanie 30 µl czystego olejku miętowego nasączonego kawałkiem chusteczki przez 10 min.
  3. Bezpośrednio po ekspozycji na zapach mięty wstrzyknij szczenięciu do jamy otrzewnej (i.p.) chloral hydrat (400 mg/kg) jako środek znieczulający ogólny lub pentobarbital (150 mg/kg).
  4. Po pełnym znieczuleniu (braku reakcji na uciśnięcie ogona lub łapy) przeprowadź perfuzję transkardialną szczenięcia lodowatym roztworem soli fizjologicznej (0,9%) przez około 1 min, a następnie paraformaldehydem (4%, rozpuszczonym w 0,1 M roztworze buforu fosforanowego, PBS).
  5. Po 10 min perfuzji paraformaldehydem pobierz mózg i umieść go w paraformaldehydzie na noc w temperaturze 4 °C, a następnie przenieś mózg do roztworu sacharozy (20% w PBS) na kolejne 24 h.
  6. Za pomocą kriotomu wykonaj koronalne przekroje mózgu o grubości 30 μm. Pobierz przekroje OB i PC, a następnie osadź je na szkiełkach powlekanych żelatyną i przeprowadź standardowe barwienie immunohistochemiczne przeciwciałem przeciwko pCREB21,25,30.

7. Badanie odwracalności jednostronnej okluzji nozdrza

W tym doświadczeniu badano, czy efekt blokowania jest odwracalny po 24 h od usunięcia zatyczki do nosa.

  1. Wykonaj jednostronną okluzję nozdrza u szczeniąt w 6. lub 7. dniu postnatalnym (PD 6 lub 7) zgodnie z opisem w sekcji 2.
  2. Po 15 min (co odpowiada czasowi trwania okluzji nozdrza podczas treningu – 5 min habituacji + 10 min treningu), usuń zatyczkę z nosa i zwróć szczenię do matki.
  3. Po 24 hr wystaw szczenię na zapach mięty w przykrytym plastikowym pojemniku przez 10 min, zgodnie z opisem w sekcji 6.2.
  4. Postępuj zgodnie z tymi samymi krokami opisanymi w sekcjach 6.3-6.6.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym opracowaniu analizujemy niektóre z wcześniej uzyskanych wyników24, aby wykazać skuteczność okluzji nozdrzy w izolowaniu bodźców zapachowych oraz procesu uczenia się w jednej półkuli, a także odwracalność tej metody.

Jednostronna okluzja nozdrza podczas wczesnego treningu preferencji zapachowych prowadzi do lateralizacji pamięci zapachowej24. Pamięć ta jest ograniczona do nozdrza nieokluzyjnego (Rycina 3). Gdy szczenięta są testowane pod kątem...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Lateralizowany model uczenia się i pamięci zapachu u szczeniąt szczurów w krytycznym oknie czasowym został po raz pierwszy ustalony przez Halla i współpracowników. W serii badań33,34,36 wykazali, że pamięć preferencji zapachowych może być lateralizowana przez parowanie zapach + mleko do jednego naris przy PD 6 u szczeniąt szczurów. Pamięć preferencji była solidna, gdy ten sam naris był otwarty podczas trenowania i testowania, ale nie obserwowano, gdy zamknięty naris był odblokowany i testowany. Jednak w PD 12,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została wsparta przez grant operacyjny CIHR (MOP-102624) dla Q. Y. Dziękujemy dr Carolyn Harley za pomocne dyskusje podczas całego badania, dr Qinlong Hou, Amin Shakhawat i Andrei Darby-King za wsparcie techniczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rurki z polietylenu 20Intramedic427406Nienieprzepuszczające promieni rentgenowskich, nietoksyczne
3-0 Nić do szwów jedwabnychSynetureSofsilkNienasiąkliwy
smar silikonowyWarner Instrument64-0378Bezwonny
2% żel XylocaineAstraZenecaProd. Nr 061Galaretka chlorowodorku lidokainy, zakupiona w lokalnej aptece
PędzelDynasty206RPodobny rozmiar / inne marki też działają
Ekstrakt z mięty pieprzowejSigma-AldrichW284807Inne marki też powinny być w porządku
Pudełko treningoweWykonane na zamówienieNie dotyczyPudełko akrylowe (20 x 20 x 5 cm3), patrz Rysunek 2A. Parametry i materiał na pudełko nie są krytyczne i mogą być modyfikowane. Użyty materiał powinien być bezwonny i nie pochłaniać zapachów
Komora testowaWykonane na zamówienieNie dotyczyStal nierdzewna (30 x 20 x 18 cm3), patrz Rysunek 2B. Parametry i materiał na komorę nie są krytyczne i mogą być modyfikowane. Na przykład można użyć komory akrylowej zamiast komory ze stali nierdzewnej
pCREBSygnalizacja komórkowa9198Ser 133 (87G3) MAb królika
Hydrat chloraluSigma-AldrichC8383N/A
ParaformaldehypeSigma-AldrichP6148N/A
SacharozaSigma-AldrichS9378N/A
przeciwciało

Bibliografia

  1. Gregory, E. H., Pfaff, D. W. Development of olfactory-guided behavior in infant rats. Physiol Behav. 6, 573-576 (1971).
  2. Alberts, J. R., May, B. Nonnutritive, thermotactile induction of filial huddling in rat pups. Dev Psychobiol. 17, 161-181 (1984).
  3. Galef, B. G., Kaner, H. C. Establishment and maintenance of preference for natural and artificial olfactory stimuli in juvenile rats. J Comp Physiol Psychol. 94, 588-595 (1980).
  4. Johanson, I. B., Hall, W. G. Appetitive learning in 1-day-old rat pups. Science. 205, 419-421 (1979).
  5. Johanson, I. B., Hall, W. G. Appetitive conditioning in neonatal rats: conditioned orientation to a novel odor. Dev Psychobiol. 15, 379-397 (1982).
  6. Johanson, I. B., Teicher, M. H. Classical conditioning of an odor preference in 3-day-old rats. Behav Neural Biol. 29, 132-136 (1980).
  7. McLean, J. H., Darby-King, A., Sullivan, R. M., King, S. R. Serotonergic influence on olfactory learning in the neonate rat. Behav Neural Biol. 60, 152-162 (1993).
  8. Moore, C. L., Power, K. L. Variation in maternal care and individual differences in play, exploration, and grooming of juvenile Norway rat offspring. Dev Psychobiol. 25, 165-182 (1992).
  9. Pedersen, P. E., Williams, C. L., Blass, E. M. Activation and odor conditioning of suckling behavior in 3-day-old albino rats. J Exp Psychol Anim Behav Process. 8, 329-341 (1982).
  10. Sullivan, R. M., Hall, W. G. Reinforcers in infancy: classical conditioning using stroking or intra-oral infusions of milk as UCS. Dev Psychobiol. 21, 215-223 (1988).
  11. Sullivan, R. M., Leon, M. Early olfactory learning induces an enhanced olfactory bulb response in young rats. Brain Res. 392, 278-282 (1986).
  12. Weldon, D. A., Travis, M. L., Kennedy, D. A. Posttraining D1 receptor blockade impairs odor conditioning in neonatal rats. Behav Neurosci. 105, 450-458 (1991).
  13. Sullivan, R. M., Hofer, M. A., Brake, S. C. Olfactory-guided orientation in neonatal rats is enhanced by a conditioned change in behavioral state. Dev Psychobiol. 19, 615-623 (1986).
  14. Camp, L. L., Rudy, J. W. Changes in the categorization of appetitive and aversive events during postnatal development of the rat. Dev Psychobiol. 21, 25-42 (1988).
  15. Moriceau, S., Wilson, D. A., Levine, S., Sullivan, R. M. Dual circuitry for odor-shock conditioning during infancy: corticosterone switches between fear and attraction via amygdala. J Neurosci. 26, 6737-6748 (2006).
  16. Roth, T. L., Sullivan, R. M. Endogenous opioids and their role in odor preference acquisition and consolidation following odor-shock conditioning in infant rats. Dev Psychobiol. 39, 188-198 (2001).
  17. Roth, T. L., Sullivan, R. M. Consolidation and expression of a shock-induced odor preference in rat pups is facilitated by opioids. Physiol Behav. 78, 135-142 (2003).
  18. Sullivan, R. M. Developing a sense of safety: the neurobiology of neonatal attachment. Ann N Y Acad Sci. 1008, 122-131 (2003).
  19. Wilson, D. A., Sullivan, R. M. Olfactory associative conditioning in infant rats with brain stimulation as reward. I. Neurobehavioral consequences. Brain Res Dev Brain Res. 53, 215-221 (1990).
  20. Sullivan, R. M., Wilson, D. A., Leon, M. Associative Processes in Early Olfactory Preference Acquisition: Neural and Behavioral Consequences. Psychobiology. , 29-33 (1989).
  21. McLean, J. H., Harley, C. W., Darby-King, A., Yuan, Q. pCREB in the neonate rat olfactory bulb is selectively and transiently increased by odor preference-conditioned training. Learn Mem. 6, 608-618 (1999).
  22. Sullivan, R. M., Stackenwalt, G., Nasr, F., Lemon, C., Wilson, D. A. Association of an odor with activation of olfactory bulb noradrenergic beta-receptors or locus coeruleus stimulation is sufficient to produce learned approach responses to that odor in neonatal rats. Behav Neurosci. 114, 957-962 (2000).
  23. Yuan, Q., Harley, C. W., McLean, J. H. Mitral cell beta1 and 5-HT2A receptor colocalization and cAMP coregulation: a new model of norepinephrine-induced learning in the olfactory bulb. Learn Mem. 10, 5-15 (2003).
  24. Fontaine, C. J., Harley, C. W., Yuan, Q. Lateralized odor preference training in rat pups reveals an enhanced network response in anterior piriform cortex to olfactory input that parallels extended memory. J Neurosci. 33, 15126-15131 (2013).
  25. Morrison, G. L., Fontaine, C. J., Harley, C. W., Yuan, Q. A role for the anterior piriform cortex in early odor preference learning: evidence for multiple olfactory learning structures in the rat pup. J Neurophysiol. 110, 141-152 (2013).
  26. Nakamura, S., Kimura, F., Sakaguchi, T. Postnatal development of electrical activity in the locus ceruleus. J Neurophysiol. 58, 510-524 (1987).
  27. Harley, C. W., Darby-King, A., McCann, J., McLean, J. H. Beta1-adrenoceptor or alpha1-adrenoceptor activation initiates early odor preference learning in rat pups: support for the mitral cell/cAMP model of odor preference learning. Learn Mem. 13, 8-13 (2006).
  28. Shakhawat, A. M., Harley, C. W., Yuan, Q. Olfactory bulb alpha2-adrenoceptor activation promotes rat pup odor-preference learning via a cAMP-independent mechanism. Learn Mem. 19, 499-502 (2012).
  29. Isaacson, J. S. Odor representations in mammalian cortical circuits. Curr Opin Neurobiol. 20, 328-331 (2010).
  30. Lethbridge, R., Hou, Q., Harley, C. W., Yuan, Q. Olfactory bulb glomerular NMDA receptors mediate olfactory nerve potentiation and odor preference learning in the neonate rat. PLoS One. 7, e35024 (2012).
  31. Yuan, Q., Harley, C. W. What a nostril knows: olfactory nerve-evoked AMPA responses increase while NMDA responses decrease at 24-h post-training for lateralized odor preference memory in neonate rat. Learn Mem. 19, 50-53 (2012).
  32. Schwob, J. E., Price, J. L. The development of axonal connections in the central olfactory system of rats. J Comp Neurol. 223, 177-202 (1984).
  33. Kucharski, D., Hall, W. G. New routes to early memories. Science. 238, 786-788 (1987).
  34. Kucharski, D., Johanson, I. B., Hall, W. G. Unilateral olfactory conditioning in 6-day-old rat pups. Behav Neural Biol. 46, 472-490 (1986).
  35. Cummings, D. M., Henning, H. E., Brunjes, P. C. Olfactory bulb recovery after early sensory deprivation. J Neurosci. 17, 7433-7440 (1997).
  36. Kucharski, D., Hall, W. G. Developmental change in the access to olfactory memories. Behav Neurosci. 102, 340-348 (1988).
  37. Brunjes, P. C. Unilateral odor deprivation: time course of changes in laminar volume. Brain Res Bull. 14, 233-237 (1985).
  38. Kass, M. D., Pottackal, J., Turkel, D. J., McGann, J. P. Changes in the neural representation of odorants after olfactory deprivation in the adult mouse olfactory bulb. Chem Senses. 38, 77-89 (2013).
  39. Kim, H. H., Puche, A. C., Margolis, F. L. Odorant deprivation reversibly modulates transsynaptic changes in the NR2B-mediated CREB pathway in mouse piriform cortex. J Neurosci. 26, 9548-9559 (2006).
  40. Korol, D. L., Brunjes, P. C. Rapid changes in 2-deoxyglucose uptake and amino acid incorporation following unilateral odor deprivation: a laminar analysis. Brain Res Dev Brain Res. 52, 75-84 (1990).
  41. Leung, C. H., Wilson, D. A. Trans-neuronal regulation of cortical apoptosis in the adult rat olfactory system. Brain Res. 984, 182-188 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Jednostronne zamkni cie nozdrzakonstrukcja zatyczki do nosatrening z u yciem aromatyzowanej ci kitest dwuwybiernyanaliza immunohistochemicznadetekcja fosforylowanego bia ka CREBaktywacja opuszki w chowejprzednia kora piriformy

Powiązane artykuły