Mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego nerek opisany tutaj składa się z prawej nefrektomii, która zapewnia tkankę kontrolną i zaciskania lewej szypułki nerki w celu wywołania niedokrwienia, które powoduje ostre uszkodzenie nerek. Model ten wykorzystuje laparotomię w linii środkowej, w której wszystkie kroki są wykonywane przez jedno nacięcie.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienia nerek: mysi model urazu i regeneracji
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienne nerek (IRI) jest częstą przyczyną ostrego uszkodzenia nerek (AKI) u pacjentów, a niedrożność przepływu krwi w nerkach jest nieunikniona podczas przeszczepu nerki. Modele eksperymentalne, które dokładnie i powtarzalnie podsumowują IRI nerek, mają kluczowe znaczenie w analizie patofizjologii AKI i opracowywaniu nowych środków terapeutycznych. Przedstawiono mysi model nerkowego IRI, który skutkuje odtwarzalnym AKI. Osiąga się to poprzez laparotomię w linii środkowej do operacji z jednym nacięciem, które umożliwia zarówno nefrektomię prawą, która zapewnia tkankę kontrolną, jak i zaciśnięcie lewej szypułki nerki w celu wywołania niedokrwienia lewej nerki. Dzięki dokładnemu monitorowaniu pozycji zacisku i temperatury ciała w okresie niedokrwienia, model ten osiąga powtarzalne uszkodzenia funkcjonalne i strukturalne. Myszy uśmiercone 24 godziny po operacji wykazują utratę funkcji nerek z podwyższeniem poziomu kreatyniny w surowicy lub osoczu, a także strukturalne uszkodzenie nerek z widoczną ostrą martwicą kanalików. Czynność nerek poprawia się, a ostre uszkodzenie tkanek ustępuje w ciągu 7 dni po IRI nerki, tak że model ten może być wykorzystany do badania regeneracji nerek. Ten model IRI nerek został wykorzystany do badania molekularnej i komórkowej patofizjologii AKI, a także do analizy późniejszej regeneracji nerek.
Wprowadzenie
Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienne (IRI) jest powszechnym rodzajem uszkodzenia wielu narządów, w tym nerek, serca i mózgu. IRI nerek może prowadzić do ostrego uszkodzenia nerek (AKI) u pacjentów i nie jest dostępne żadne specyficzne leczenie. AKI w wyniku IRI ma skomplikowaną patogenezę obejmującą zarówno wrodzoną, jak i nabytą odpowiedź immunologiczną1. Eksperymentalny model IRI nerek oferuje potencjał do analizy kluczowych komórek i mediatorów zaangażowanych w patogenezę AKI, a także późniejszą regenerację nerek, która następuje w ciągu kolejnych dni. Ponadto można ocenić wpływ nowych środków terapeutycznych na procesy chorobowe.
Ogólnym celem opisanego tutaj eksperymentalnego modelu IRI nerek jest wywołanie zarówno ostrego, funkcjonalnego, jak i strukturalnego uszkodzenia nerek. Niektórzy badacze wykorzystali model, który obejmuje indukcję obustronnego IRI2. Chociaż obustronny model IRI nerki jest użyteczny, jednostronny model IRI nerki ma tę zaletę, że nefrektomia prawa jest wykonywana w czasie operacji. Prawa tkanka nefrektomii służy jako cenna tkanka kontrolna w badaniach obejmujących etap leczenia wstępnego, który indukuje lub hamuje ekspresję genu lub białka. Na przykład użyliśmy tego modelu do oceny efektów wstępnego kondycjonowania wstrzyknięcia arginianu hemu (HA) na 24 godziny przed IRI3 nerki. Potwierdzono pomyślną indukcję enzymu cytoprotekcyjnego oksygenazy hemowej-1 (HO-1) przez HA przed IRI w prawej tkance kontrolnej nefrektomii4. HA zmniejszał IRI nerek u starszych myszy, częściowo poprzez mechanizm zależny od HO-1. Podobnie wykorzystaliśmy model w badaniach nad wyczerpaniem makrofagów, aby zbadać rolę makrofagów w nerkowym IRI5. Analiza immunohistochemiczna prawej tkanki nefrektomii może być wykorzystana do potwierdzenia skuteczności metodologii ablacji. Właściwa tkanka po nefrektomii może być zatem wykorzystana zarówno do potwierdzenia, jak i ilościowego określenia poziomu indukcji lub inhibicji cząsteczki będącej przedmiotem zainteresowania u każdego zwierzęcia doświadczalnego. Model ten będzie interesujący dla badaczy, którzy używają leków lub innych związków do modulowania ekspresji genów lub białek itp. przed indukcją nerkowego IRI.
Inne badania używały nacięć bocznych w celu uzyskania dostępu do nerek. Opisany tutaj model wykorzystuje pojedynczą operację jamy brzusznej w linii środkowej do wykonania zarówno nefrektomii prawej, jak i wywołania reperfuzji niedokrwiennej lewej nerki. To podejście chirurgiczne zapewnia doskonałą wizualizację pola operacyjnego, w tym szypułek nerek i zmian koloru, które następują po zaciśnięciu szypułki nerki. Nasze opublikowane doświadczenia z modelem4-6 wskazują, że myszy szybko wracają do zdrowia po operacji z prawie 100% wskaźnikiem przeżycia.
Na koniec, analiza kinetyczna modelu w okresie 7 dni wskazuje, że model ten wykazuje przywrócenie zarówno funkcji nerek, jak i integralności kanalików, ze znaczną proliferacją komórek kanalików.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
UWAGA: Eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi i przepisami nałożonymi przez Ustawę o zwierzętach (procedury naukowe) z 1986 roku. Zabiegi przeprowadzano przy użyciu sterylnych (autoklawowanych) narzędzi chirurgicznych i materiałów eksploatacyjnych. Podczas gdy prezentowany tutaj mysi model IRI nerki został przeprowadzony na 8-tygodniowym samcu myszy Balb/c, można go powtórzyć na różnych szczepach myszy obu płci, zwykle w wieku od 7 do 15 tygodni, przy czym optymalny wiek to 8 tygodni. Dane przedstawione w sekcji wyników reprezentatywnych uzyskano zarówno od myszy Balb/c, jak i FVB. Stosowanie podgrzanej soli fizjologicznej służy do utrzymywania wilgoci w jelitach i okolicy operacyjnej, ale powinno być dokładnie monitorowane i ograniczane do minimum, ponieważ nadmierne stosowanie płynów może prowadzić do sztucznego obniżenia poziomu kreatyniny w surowicy lub osoczu, co jest ważnym odczytem eksperymentalnym.
1. Przygotowanie zwierząt i laparotomia
- Znieczulić mysz chlorowodorkiem ketaminy (70 mg/kg) i chlorowodorkiem medetomidyny (1 mg/kg) dootrzewnowo i potwierdzić głębokość znieczulenia poprzez utratę odruchów, np. uszczypnięcie palca u nogi. Czas trwania powstałej płaszczyzny znieczulenia wynosi 4 godziny. Jest to wystarczające do wykonania całego zabiegu chirurgicznego i nie jest wymagane znieczulenie dodatkowe.
- Usuń włosy otaczające obszar nacięcia, upewnij się, że obszar jest wolny od luźnych włosów i zdezynfekuj skórę brzucha za pomocą rozcieńczonego roztworu chlorheksydyny.
- Umieść mysz na podgrzewanej podkładce chirurgicznej w pozycji leżącej na plecach i przymocuj kończyny górne i dolne do podkładki za pomocą taśmy klejącej o niskiej przyczepności. Upewnij się, że kończyny górne są utrzymywane w normalnej pozycji, aby zapobiec uciskowi płuc. Przez cały czas trwania procedury monitoruj mysz pod kątem oparzeń termicznych. Jeśli to możliwe, zaleca się stosowanie nieelektrycznego źródła ciepła.
- Przeciwbólowy chlorowodorek buprenorfiny (0,06 mg/kg) należy podawać podskórnie i nakładać na oczy lubrykant do oczu, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. Leki przeciwbólowe są podawane przedoperacyjnie w celu wspomożenia rekonwalescencji pooperacyjnej.
- Za pomocą nożyczek do separacji tkanek lub ostrza skalpela wykonaj nacięcie laparotomii w linii środkowej i tępo oddziel skórę od otrzewnej. Pozwala to na oddzielne zszycie skóry i otrzewnej podczas zamykania rany. Wykonuje się nacięcie beznaczyniowej linea alba dające dostęp do jamy otrzewnej.
- Aby uzyskać wyraźny widok obszaru operacyjnego, włóż retraktor i udrapuj mysz.
2. Podział moczowodu i nefrektomia prawa
- Delikatnie popchnij jelita w kierunku lewej strony jamy brzusznej za pomocą autoklawowanych, wysterylizowanych wacików zwilżonych solą fizjologiczną, aby odsłonić prawą nerkę i moczowód. Przykryj jelita zwilżonymi zasłonami, aby zapobiec wysuszeniu.
- Podnieś prawy moczowód za pomocą kleszczy kątowych. Podwiązywać prawy moczowód dwukrotnie za pomocą nici 6/0 z plecionego jedwabiu. W przypadku długoterminowych eksperymentów należy stosować szwy wchłanialne do wszystkich operacji jamy brzusznej.
- Podziel moczowód między szwy. Podczas gdy połączenie pęcherzowo-moczowodowe powinno zapobiegać wyciekaniu moczu do otrzewnej z pęcherza, moczowód jest podwiązany jako zabezpieczenie przed wyciekiem po operacji podczas długotrwałych eksperymentów.
- Aby umożliwić łatwiejszy dostęp podczas wykonywania prawej nefrektomii, delikatnie popchnij wątrobę w górę i w prawo za pomocą zwilżonego bawełnianego wacika i przytrzymaj w miejscu za pomocą zwilżonej gazy, aby odsłonić prawą tętnicę nerkową i żyłę.
- Tępo wypreparuj tkankę łączną i tłuszcz wzdłuż przyśrodkowej części prawej nerki aż do prawej tętnicy nerkowej i żyły.
- Utwórz kanał pod tętnicą nerkową i żyłą, ostrożnie wsuwając kątowe kleszcze pod naczynia krwionośne. Poprowadź kleszcze pod spodem z zamkniętymi końcówkami i delikatnie zdejmij przy otwartych końcówkach, aby ułatwić formowanie kanału.
- Powtarzaj krok 2.6, aż końcówki kleszczy będą widoczne przez tkanki łączne tuż nad tętnicą nerkową i żyłą. Gdy zobaczysz go, delikatnie pocieraj końcówki kleszczy o końcówki innego zestawu kleszczy ustawionych pod kątem, aby delikatnie rozbić tkankę łączną.
- Mając wyraźnie dostęp do tętnicy nerkowej i żyły nerkowej, można je teraz niedrożnie. Ostrożnie wsuń kleszczyki pod kąt pod tętnicę nerkową i żyłę z zamkniętymi końcówkami. Po umieszczeniu na miejscu otwórz końcówki kleszczyków i poprowadź aplikator z klipsem hemostatycznym między końcówkami i mocno przyłóż klips hemostatyczny do tętnicy nerkowej i żyły w pobliżu nerki. Alternatywnie tętnicę nerkową i żyłę można podwiązać za pomocą jedwabnego plecionego szwu 6/0.
- Podziel niedrożną tętnicę nerkową i żyłę w pobliżu nerki, którą można teraz usunąć wraz z pozostałą przylegającą tkanką łączną.
- Usuń gazę używaną do przytrzymywania wątroby i zastąp jelita wacikami.
3. Niedokrwienie lewej nerki i reperfuzja
- Delikatnie popchnij jelita w kierunku prawej strony jamy brzusznej za pomocą wacików, aby odsłonić lewą nerkę i moczowód i przykryj zwilżonymi zasłonami. W razie potrzeby trzustkę można odchylić zwilżoną gazą, aby umożliwić łatwiejszy dostęp.
- Użyj rozwarstwienia, aby delikatnie przerwać tkanki łączne z przodu i z tyłu lewej tętnicy nerkowej i żyły, a następnie utwórz kanał pod naczyniami w sposób podobny do opisanego w kroku 2.4 podziału moczowodu i nefrektomii prawej.
- Wywołać niedokrwienie lewej nerki poprzez nałożenie mikro serrafine clip na tętnicę nerkową i żyłę. Udane niedokrwienie można wizualnie potwierdzić poprzez stopniowe, równomierne ciemnienie nerki. Naczynia krwionośne oprócz lewej tętnicy nerkowej i żyły mogą czasami zaopatrywać nerkę. Jeśli są obecne, te dodatkowe naczynia krwionośne będą również musiały zostać zamknięte za pomocą klipsów z mikro serrafine, aby skutecznie wywołać niedokrwienie całej nerki.
- Wymień jelita i ostrożnie upewnij się, że nie ma nagłych skrętów, które mogą prowadzić do niedokrwienia jelit pogarszającego wyniki. Tymczasowo zamknij otrzewną pojedynczym szwem.
- Po indukcji niedokrwienia natychmiast umieść mysz na kocu homeotermicznym z termistorem doodbytniczym podłączonym do jednostki sterującej, która będzie utrzymywać temperaturę ciała na poziomie 37 °C przez wymagany czas trwania niedokrwienia. W celu określenia odpowiedniej długości niedokrwienia niezbędnego do wywołania pożądanego stopnia uszkodzenia nerek i niewydolności nerek zaleca się wykonanie miareczkowania dla każdego szczepu i operatora chirurgicznego.
- Na krótko przed końcem okresu niedokrwiennego ponownie otwórz otrzewną i ostrożnie ustaw jelita tak, aby umożliwić dostęp do klamry i zobaczyć nerkę. Wkładanie retraktora, jak pokazano na filmie, nie jest konieczne i zostało wykonane wyłącznie w celach prezentacyjnych.
- Zdjąć zacisk po zakończeniu okresu niedokrwienia. Natychmiast po usunięciu nerka szybko zmieni kolor z ciemnobordowego na zdrowy ciemnoróżowy, co wskazuje na udaną reperfuzję.
- Ponownie upewnij się, że jelita nie są skręcone przed zamknięciem otrzewnej ściegiem kocowym za pomocą plecionego jedwabnego szwu 6/0. Następnie zamknij skórę za pomocą metalowych spinek do skóry.
- Aby zminimalizować ryzyko infekcji pooperacyjnej, nałóż na obszar operacyjny środek antyseptyczny, taki jak roztwór jodu/alkoholu.
4. Rekonwalescencja i opieka pooperacyjna
- Częściowo odwrócić znieczulenie chlorowodorkiem atipamezolu (2 mg/kg) podskórnie i podać płyny za pomocą podskórnego wstrzyknięcia 1 ml podgrzanej soli fizjologicznej, aby zapobiec odwodnieniu po operacji.
- Uważnie monitoruj myszy, dopóki nie odzyskają przytomności, nie będą wyglądać czujnie i nie będą w stanie się wyprostować.
- Pozwól myszom dojść do siebie w ogrzewanym pudełku utrzymywanym w temperaturze 29 °C, umieszczonym w cichym otoczeniu, przez 24 godziny. Myszy będą miały upośledzoną zdolność do termoregulacji z powodu znieczulenia i dlatego ważne jest, aby były trzymane w podwyższonej temperaturze, aby umożliwić skuteczny powrót do zdrowia. Można również podawać zwilżone jedzenie, aby zachęcić do przyjmowania płynów i składników odżywczych.
- W przypadku długotrwałych eksperymentów rekonwalescencji należy zapewnić ciągłe leki przeciwbólowe i usunąć klipy skórne 7 dni po zabiegu.
5. Ocena funkcjonalnego i strukturalnego uszkodzenia i regeneracji nerek
- Krew może być pobrana z żyły ogonowej podczas doświadczeń lub przez nakłucie serca w czasie eutanazji na zakończenie doświadczenia. Zmierz czynność nerek za pomocą kreatyniny w surowicy, stosując metodę opartą na kreatynazie, i azotu mocznikowego we krwi (BUN) na biochemicznym analizatorze odśrodkowym, jak opisano wcześniej7. Czynność nerek u normalnych, zdrowych myszy musi być określona przed ustaleniem modelu niewydolności nerek, ponieważ może się ona znacznie różnić w zależności od zastosowanej metody analizy, np. Metoda pomiaru kreatyniny oparta na reakcji Jaffe'a i kreatynazie daje różne wyniki.
- Zbadaj strukturę nerek za pomocą histopatologii na skrawkach tkanki nerkowej zatopionej w parafinie wybarwionych hematoksyliną i eozyną (H&E) lub kwasem okresowym Schiffa (PAS). Uchwyć od 5 do 10 obrazów w 200-krotnym powiększeniu w zewnętrznym pasie zewnętrznego rdzenia (OSOM) dla każdej myszy. Oceń poziom uszkodzenia w OSOM, ponieważ ten obszar jest uszkodzony w tym modelu, ponieważ jest bardzo podatny na niedotlenienie.
- Użyj jednego z dwóch systemów punktacji opisanych poniżej, aby zmierzyć ostrą martwicę kanalików (ATN) lub regenerację. Reprezentatywną morfologię klasyfikacji stosowanych w tych systemach zilustrowano na rysunku 1.
- Użyj prostego systemu binarnego, aby ocenić ATN. Na podstawie integralności komórkowej i morfologii należy oznaczyć i policzyć kanaliki jako żywotne (nienaruszona morfologia komórek) lub martwicze (naruszona integralność komórki, nieprawidłowa morfologia komórek lub utrata komórek).
- Wyrazić liczbę kanalików martwiczych jako procent całkowitej liczby kanalików (kanalików martwiczych %).
- Klasyfikuj regenerację za pomocą innego systemu w oparciu o integralność komórki, morfologię i liczbę jąder. Oznacz i policz kanaliki jako zdrowe, martwicze, uszkodzone lub powracające do zdrowia zgodnie z kryteriami wymienionymi w poniższych krokach.
- Podobnie jak w przypadku systemu punktacji ATN (szczegółowo opisanego w kroku 5.4), kanaliki z nienaruszonymi normalnymi komórkami należy oznaczyć jako zdrowe, podczas gdy kanaliki wykazujące naruszoną integralność komórki, nieprawidłową morfologię komórek lub jawną utratę komórek należy ocenić jako martwice.
- Klasyfikuj kanaliki jako uszkodzone, jeśli mają rozrzedzoną cytoplazmę zawierającą kilka jąder. W przeciwieństwie do tego, oznacz kanaliki zawierające więcej jąder o bardziej normalnej morfologii komórki jako odzyskiwane.
- Wyraź każdą klasyfikację kanalików jako procent całkowitej liczby kanalików.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Uszkodzenie i regeneracja kanalików mogą być oceniane za pomocą barwienia H&E lub PAS przekrojów tkankowych po niedokrwieniu i reperfuzji (IRI) nerek. Kanaliki znajdujące się w obrębie OSOM są klasyfikowane jako zdrowe, uszkodzone, martwicze lub regenerujące w zależności od morfologii komórek, ich integralności oraz liczby jąder (Rycina 1). Uszkodzenie funkcjonalne i strukturalne w tym modelu zależy od czasu trwania niedokrwienia. Postępujący wzrost nasilenia dysfunkcji nerek, oceniany na podstawie p...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Nerkowa tęczówka nerkowa jest ważną przyczyną AKI, ponieważ nie jest dostępne specyficzne leczenie. Eksperymentalne badanie IRI nerek było bardzo pouczające, a wcześniejsze prace wykazały rolę makrofagów, komórek dendrytycznych, limfocytów, limfocytów regulatorowych T, a także innych komórek i mediatorów w indukcji zarówno ostrego urazu, jak i fazy gojenia5,8-16. Ponadto eksperymentalny IRI nerkowy został wykorzystany do oceny wpływu różnych środków terapeutycznych4,17-19.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konkurencyjnych ani sprzecznych interesów.
Podziękowania
Niniejsze badanie było wspierane przez granty z Kidney Research UK (ST4/2011), Cunningham Trust (CT11/14) i Mrs EA Hogg's Charitable Trust.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Nożyczki do tkanek | Fine Science Tools | 14072 - 10 | |
| kleszczy Micro-Adson (ząbkowane przez szczury) | Narzędzia do nauki o łagodzeniu | 11019 - 12 | |
| S& Kleszcze T JFA-5bTC - SuperGrip Kątowe | narzędzia do nauki o nauce | 00649-11 | |
| Retraktor Colibri | Fine Science Tools | 17000 - 04 | |
| Aplikator z mikroklipsami | Fine Science Tools | 18057-14 | |
| Mikro serrafiny | Fine Science Tools | 18055-04 | |
| Uchwyt na igły Olsen-Hegar | Fine Science Tools | 12002 - 12 | |
| Klipsy podwiązywalne Hemoclip Plus Mały | do ran Weck | 533837 | |
| Autoclip, | 9mm Harvard Apparatus | PY2 52-3748 | |
| Jedwabny pleciony szew, rozmiar 6-0 | Aparat Harvard | 723288 | |
| standardowym cieple Matowy | |||
| koc homeotermiczny & Jednostka sterująca | Aparatura | ||
| Harvard Lacri-Lube | Allergan | ||
| Vetasept Chlorheksydyna | AnimalCare | ||
| Vetalar : Chlorowodorek | 100 mg/ml roztwór | ||
| Domitor : chlorowodorek medetomidyny | 1 mg/ml | ||
| Vetergesic : chlorowodorek buprenorfiny | 0,3 mg/ml | ||
| Antysedan : Hydrochoryd | 5 mg / ml |
Bibliografia
- Kinsey, G. R., Li, L., Okusa, M. D. Inflammation in acute kidney injury. Nephron Exp Nephrol. 109, (2008).
- Wei, Q., Dong, Z. Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks. Am J Physiol Renal Physiol. 303, (2012).
- Ferenbach, D. A., Kluth, D. C., Hughes, J. Hemeoxygenase-1 and renal ischaemia-reperfusion injury. Nephron Exp Nephrol. 115, (2010).
- Ferenbach, D. A., et al. The induction of macrophage hemeoxygenase-1 is protective during acute kidney injury in aging mice. Kidney Int. 79, 966-976 (2011).
- Ferenbach, D. A., et al. Macrophage/monocyte depletion by clodronate, but not diphtheria toxin, improves renal ischemia/reperfusion injury in mice. Kidney Int. 82, 928-933 (2012).
- Ferenbach, D. A., et al. Macrophages expressing heme oxygenase-1 improve renal function in ischemia/reperfusion injury. Mol Ther. 18, 1706-1713 (2010).
- Keppler, A., et al. Plasma creatinine determination in mice and rats: an enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay. Kidney Int. 71, 74-78 (2007).
- Vinuesa, E., et al. Macrophage involvement in the kidney repair phase after ischaemia/reperfusion injury. J Pathol. 214, 104-113 (2008).
- Friedewald, J. J., Rabb, H. Inflammatory cells in ischemic acute renal failure. Kidney Int. 66, 486-491 (2004).
- Gandolfo, M. T., et al. Foxp3+ regulatory T cells participate in repair of ischemic acute kidney injury. Kidney Int. 76, 717-729 (2009).
- Burne, M. J., et al. Identification of the CD4+ T cell as a major pathogenic factor in ischemic acute renal failure. J Clin Invest. , 1283-1290 (2001).
- Burne-Taney, M. J., et al. B cell deficiency confers protection from renal ischemia reperfusion injury. J Immunol. 171, 3210-3215 (2003).
- Kinsey, G. R., et al. Regulatory T cells suppress innate immunity in kidney ischemia-reperfusion injury. J Am Soc Nephrol. 20, 1744-1753 (2009).
- Li, L., Okusa, M. D. Macrophages, dendritic cells, and kidney ischemia-reperfusion injury. Semin Nephrol. 30, 268-277 (2010).
- Lin, S. L., et al. Macrophage Wnt7b is critical for kidney repair and regeneration. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 4194-4199 (2010).
- Lee, S., et al. Distinct macrophage phenotypes contribute to kidney injury and repair. J Am Soc Nephrol. 22, 317-326 (2011).
- Kumar, S., et al. Dexamethasone ameliorates renal ischemia-reperfusion injury. J Am Soc Nephrol. 20, 2412-2425 (2009).
- Sharples, E. J., et al. Erythropoietin protects the kidney against the injury and dysfunction caused by ischemia-reperfusion. J Am Soc Nephrol. 15, 2115-2124 (2004).
- Gueler, F., et al. Statins attenuate ischemia-reperfusion injury by inducing heme oxygenase-1 in infiltrating macrophages. Am J Pathol. 170, 1192-1199 (2007).
- Delbridge, M. S., Shrestha, B. M., Raftery, A. T., ElNahas, A. M., Haylor, J. L. The effect of body temperature in a rat model of renal ischemia-reperfusion injury. Transplant Proc. 39, 2983-2985 (2007).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
