Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Endoskopia mysia do multimodalnego obrazowania in vivo kancerogenezy i oceny gojenia się ran jelitowych i stanów zapalnych

18.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51875

⸱

26 sierpnia 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medicine B, University Hospital Münster, 2Department of Pediatric Rheumatology and Immunology, University Children's Hospital Münster

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Techniki obrazowania małych zwierząt pozwalają na seryjne badania diagnostyczne i interwencje terapeutyczne in vivo. W ostatnim czasie zakres zastosowań znacznie się poszerzył i obecnie obejmuje ocenę rozwoju guza jelita grubego, gojenie się ran oraz monitorowanie stanu zapalnego. Protokół ten ilustruje te różnorodne potencjalne zastosowania endoskopii mysiej skóry.

Streszczenie

Modele mysie są powszechnie używane do badania patogenezy chorób człowieka oraz do oceny procedur diagnostycznych, jak również interwencji terapeutycznych przedklinicznie. Jednak prawidłowa ocena zmian patologicznych często wymaga analizy histologicznej, a gdy jest wykonywana ex vivo, wymaga śmierci zwierzęcia. Dlatego w konwencjonalnych warunkach eksperymentalnych rzadko możliwe są wewnątrzindywidualne badania kontrolne. W ten sposób rozwój endoskopii mysiej u żywych myszy umożliwia badaczom po raz pierwszy zarówno bezpośrednią wizualizację błony śluzowej przewodu pokarmowego, jak i powtórzenie procedury w celu monitorowania zmian. Istnieje wiele zastosowań endoskopii mysiej in vivo, w tym badanie stanów zapalnych jelit lub gojenia się ran, wielokrotne wykonywanie biopsji błony śluzowej oraz miejscowe podawanie środków diagnostycznych lub terapeutycznych za pomocą miniaturowych cewników iniekcyjnych. Ostatnio obrazowanie molekularne rozszerzyło możliwości obrazowania diagnostycznego, umożliwiając specyficzne wykrywanie różnych cząsteczek docelowych za pomocą specjalnych fotosond. Podsumowując, endoskopia mysia stała się nowatorską, najnowocześniejszą technologią diagnostycznego eksperymentalnego obrazowania in vivo i może znacząco wpłynąć na badania przedkliniczne w różnych dziedzinach.

Wprowadzenie

Modele zwierzęce znacznie wzbogaciły nasze zrozumienie licznych patologii jelitowych. Mysz laboratoryjna (Mus musculus) stała się głównym modelem zwierzęcym w badaniach biomedycznych ze względu na obfitość informacji genetycznych i genomicznych i jest łatwo dostępna w szczepach transgenicznych i nokautowych. Oprócz lepszego zrozumienia patogenezy chorób, modele zwierzęce są również wykorzystywane do testowania kandydatów na leki, a także do przedklinicznych interwencji diagnostycznych lub terapeutycznych. Jednak pomimo różnorodności modeli mysich naśladujących chorobę ludzką, wiele opcji diagnostycznych i interwencyjnych, które są rutynowo stosowane w opiece nad pacjentem, nie jest dostępnych dla myszy. W związku z tym strategie nadzoru mające na celu monitorowanie przebiegu choroby mysiej lub skutków interwencji terapeutycznych są często ograniczone do pośrednich obserwacji lub analiz pośmiertnych. Chociaż istnieją nieinwazyjne procedury monitorowania żywotności myszy, takie jak wskaźniki aktywności choroby, kwantyfikacja utraty lub przyrostu masy ciała, analizy krwi, moczu i kału, są to tylko wskaźniki pośrednie i są obciążone zmiennością międzyosobniczą. Ponadto analizy pośmiertne zapobiegają obserwacjom podłużnym w powtarzających się punktach czasowych. Zaawansowane techniki obrazowania do monitorowania aktywności choroby u myszy zostały wprowadzone dopiero niedawno 1,2. Chociaż te techniki obrazowania pozwalają na powtarzalne analizy, zapewniają jedynie opisowy i często nieprecyzyjny obraz jelit, nie umożliwiają bezpośredniej wizualizacji błony śluzowej ani nie umożliwiają interwencji diagnostycznych lub terapeutycznych, takich jak pobieranie biopsji lub miejscowe i dośluzówkowe stosowanie kandydatów na leki.

Ostatnio opracowano systemy endoskopowe o wysokiej rozdzielczości do stosowania u żywych myszy 3,4. Po raz pierwszy te techniki endoskopowe umożliwiają bezpośrednią wizualizację patologii choroby jelita grubego, takich jak gojenie się ran lub zapalenie jelit, zapewniając obiektywny stan w czasie rzeczywistym, umożliwiając badania podłużne na tym samym zwierzęciu w powtarzających się punktach czasowych. Oprócz umożliwienia wielokrotnych biopsji u pojedynczej myszy, systemy endoskopowe mogą być również stosowane do terapeutycznego wpływania na odrębny guz lub zlokalizowany stan zapalny poprzez umożliwienie bezpośredniego zastosowania substancji w obszarze zainteresowania. Ponadto, ponieważ substancje terapeutyczne i kontrolne mogą być dostarczane bezpośrednio do obszaru zainteresowania, można to zrobić za pomocą tej samej myszy, z wyłączeniem zmienności międzyosobniczej. Systemy te zostały obecnie wykorzystane do oceny stanu zapalnego jelita grubego, gojenia się ran, laparoskopowych biopsji wątroby i ortotopowej indukcji guzów wątroby 8 i rozwoju guza przy użyciu różnych systemów punktacji, takich jak mysi endoskopowy wskaźnik nasilenia zapalenia jelita grubego (MEICS) 5-7. MEICS składa się z pięciu parametrów do oceny stanu zapalnego: pogrubienie ściany jelita grubego, zmiany wzoru naczyniowego, obecność fibryny, ziarnistość powierzchni błony śluzowej i konsystencja stolca.

W tym protokole opisujemy zastosowanie sztywnej endoskopii w mysich modelach gojenia się ran jelitowych, stanów zapalnych i raka jelita grubego. Po pierwsze, pokazujemy endoskopową ocenę gojenia się ran i zapalenia okrężnicy, a także podłużną ocenę aktywności zapalenia jelita grubego i badanie rakogenezy w jelicie grubym. Poza opisowym zastosowaniem endoskopii mysiej podajemy szczegółowe instrukcje dotyczące korzystania z oprzyrządowania endoskopowego do uzyskiwania biopsji oraz miejscowego i dośluzówkowego stosowania różnych składników będących przedmiotem zainteresowania (np. kandydatów na leki lub komórek nowotworowych). Na koniec demonstrujemy zastosowanie mysiej endoskopii fluorescencyjnej, która wykorzystuje wyrafinowane techniki obrazowania molekularnego, w leczeniu guzów jelita grubego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) zgodnie z niemiecką ustawą o ochronie zwierząt.

1. Materiały i konfiguracja eksperymentalna

  1. Opieka nad zwierzętami
    1. Używaj samic lub samców myszy dowolnego szczepu o wadze od 20 do 25 g i trzymaj je w pomieszczeniach zgodnie z lokalnymi przepisami dotyczącymi opieki nad zwierzętami.
    2. Nakarm myszy specjalną karmą dla gryzoni i zastosuj karmę bez lucerny co najmniej trzy dni przed badaniami fluorescencyjnymi, aby zminimalizować autofluorescencję endoluminalną.
    3. Dostarczyć autoklawowaną wodę pitną ad libitum.
  2. Indukcja ostrego zapalenia jelita grubego wywołanego przez DSS
    1. Przygotować 3% (w/v) roztwór siarczanu dekstranu sodu (DSS, masa cząsteczkowa: 36 000–50 000 Da), rozpuszczając 3 g DSS w 100 ml autoklawowanej wody. Oferuj ten roztwór jako wyłączną wodę pitną dla myszy ad libitum i oblicz 5 ml roztworu DSS na mysz dziennie. Karm myszy kontrolne wodą w autoklawie bez DSS ad libitum9.
  3. Indukcja raka jelita grubego
    1. Rozpuścić mutagenny azoksymetan (AOM) (UWAGA! Może powodować raka i uszkodzenia genetyczne!) w sterylnym izotonicznym roztworze soli fizjologicznej do uzyskania końcowego stężenia 1 mg/ml. Jednorazową dawkę 10 mg AOM na kg masy ciała należy stosować dootrzewnowo za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml (30 G)10.
    2. Myszy prowokacyjne (z wyłączeniem myszy kontrolnych) z powtarzającymi się cyklami 3% (w/v) DSS od dnia 0 do 7, dnia 14 do 21, dnia 28 do 35 i dnia 42 do 49 w celu wywołania zapalnej rakotwórczości jelita grubego. Karm myszy autoklawowaną wodą tylko pomiędzy tymi wyzwaniami (patrz rysunek 4A, aby uzyskać szczegółowy harmonogram). Karm myszy kontrolne autoklawowaną wodą przez cały czas trwania eksperymentu.
  4. Przygotowanie endoskopii fluorescencyjnej (FE)
    1. Użyj Fluoresceina-Izotiocyjanat (FITC) - dekstran (masa cząsteczkowa 70 000 Da; FITC: Glukoza = 1:250) do wykrywania gruczolaka okrężnicy poprzez wizualne wzmocnienie wzorca naczyniowego związanego z dysplazją.
    2. Podać 60 mg dekstranu sprzężonego z FITC rozcieńczonego w 100 μl PBS dożylnie na 5 minut przed fluorescencyjnym badaniem endoskopowym.
  5. znieczulenie
    1. Zapewnić ciągły dopływ izofluranu do znieczulenia (1,5 lO2/min; 1,5–2% obj. izofluranu [2-chloro-2-(difluorometoksy)-1,1,1-trifluoro-etan]). Używaj specjalnego weterynaryjnego sprzętu anestezjologicznego z maską na twarz, aby ściśle kontrolować znieczulenie.
  6. Przygotowanie lewatywy
    1. Wkroplić 2 ml płynnej lewatywy (zawartość: wodorofosforan disodowy 1,5% (w/v) i diwodorofosforan sodu 11% (w/v)) do jelita grubego, jeśli podejrzewa się znaczne obciążenie kałem, które może zasłaniać widok.

2. Wyposażenie techniczne

  1. Używaj endoskopowej weterynaryjnej stacji roboczej, która została opracowana i zatwierdzona do stosowania endoskopii małych zwierząt. Podłącz stację roboczą do kamery, ksenonowego źródła światła, pompy powietrza i do konwencjonalnego monitora PC w celu endoskopii światła białego. Następnie połącz kamerę z miniaturowym sztywnym teleskopem (średnica zewnętrzna 1,9 mm, długość 10 cm; Rysunek 5).
  2. Użyj osłonki endoskopu z kanałem roboczym (ryc. 5D) do aplikacji kleszczyków biopsyjnych lub rurki iniekcyjnej. Osłonkę bez kanału roboczego należy stosować do kolonoskopii diagnostycznej.
  3. Skonfiguruj ustawienia źródła światła dla endoskopii fluorescencyjnej, aby wzbudzić używane znaczniki (np. 490 nm dla dekstranu sprzężonego z FITC). Dodatkowo należy zintegrować odpowiedni filtr pasmowoprzepustowy między teleskopem a kamerą (np. 525 nm dla dekstranu sprzężonego z FITC).
  4. Wprowadzić elastyczne kleszczyki do biopsji (3 Charr., 28 cm) przez kanał roboczy endoskopu, aby uzyskać biopsje.
  5. Wprowadzić elastyczną rurkę iniekcyjną (0,96 mm) przez kanał roboczy do miejscowego, dośluzówkowego lub endoluminalnego podawania środków diagnostycznych lub terapeutycznych.
  6. Używać podgrzewanego stołu do badań o temperaturze 42 °C. Zapobiega to hipotermii myszy podczas badania.

3. Znieczulenie zwierząt

  1. Umieść mysz w małym, ale szczelnym pudełku i podaj izofluran (100% (v/v), 5 vol%, 3 l/min). Poczekaj, aż mysz straci przytomność.
  2. Przenieś mysz na stół do badań w celu endoskopii. Kontynuować inhalację izofluranu przez maskę na twarz w dawce 100% v/v, 1,5 obj., 1,5 l/min. Zawsze nakładaj maść na oczy, aby zapobiec wysuszeniu oczu podczas znieczulenia.
  3. Oceń skuteczność znieczulenia, sprawdzając odruchy. Sprawdź "odruch odwrócenia się": po odpowiednim znieczuleniu mysz leżąca na grzbiecie nie powinna się odwracać. Sprawdź "odruch palców u stóp": gdy znieczulenie jest odpowiednie, delikatne szczypanie między palcami zwierzęcia nie powinno prowadzić do wycofania nogi (etap tolerancji chirurgicznej).

4. Kolonoskopia

  1. Połóż znieczuloną mysz na brzuchu / na plecach na stole do badań.
  2. Podać 2 ml lewatywy przez zapinaną kaniulę do okrężnicy, jeśli podejrzewa się znaczne obciążenie kałem, które może zasłaniać widok. Poczekaj, aż myszy wypróżnią się po podaniu lewatywy. Włóż endoskop bardzo ostrożnie, aby uniknąć perforacji.
  3. Otwórz oba zawory osłony, z których jeden jest podłączony do pompy powietrza. Uszczelnij drugi zawór palcem wskazującym, aby dozować powietrze. Napompuj okrężnicę powietrzem, powoli i ostrożnie, szczególnie w przypadku biopsji lub wstrzyknięcia.
  4. Endoskop należy przesunąć tylko do prawego zgięcia okrężnicy, aby uniknąć perforacji (4–5 cm od odbytu).
  5. Kolonoskopia diagnostyczna
    1. Zbadaj błonę śluzową pod kątem zmian zapalnych lub złośliwych, jednocześnie odciągając endoskop. Odciągnij się powoli, aby ocenić cały obwód jelita. Oceń patologie śródświetlne przy użyciu odpowiednich, ustalonych systemów punktacji, zgodnie z wymaganiami.
    2. Aby zagwarantować identyczną pozycję endoskopową do uzyskania obrazu podczas powtarzających się wizualizacji obszarów rany, należy zwrócić uwagę na odległość między mysim odbytem a zmianą błony śluzowej. Ponadto należy użyć końcówki kleszczyków biopsyjnych jako elementu dystansowego, aby uzyskać identyczną odległość między endoskopem a obszarem rany podczas pozyskiwania obrazu. Rozmiar rany jest związany z rozmiarem osłonki endoskopu, która składa się z 3 mm.
      UWAGA: Umieść endoskop w identycznej pozycji poprzez porównanie optyczne z dokumentacją zdjęciową poprzednich badań. Zmierz zmiany pod tym samym kątem i w tej samej odległości przy każdym kontrolnym badaniu endoskopowym.
  6. Procedura biopsji
    1. Wykonaj biopsje z pomocą dwóch badaczy. Ostrożnie wprowadzić kleszcze do biopsji przez kanał roboczy, aż końcówka kleszczy będzie widoczna na monitorze dla drugiego badacza. Ostrożnie otwieraj i zamykaj kleszcze, aby uniknąć perforacji.
    2. Przenieś kleszcze na miejsce patologii.
  7. Procedura iniekcji
    1. Wykonaj procedurę iniekcji z pomocą dwóch badaczy. Wstępnie napełnij elastyczną rurkę iniekcyjną (0,96 mm) całkowicie podawanym środkiem. Przepchnij rurkę przez kanał roboczy, aż kaniula (30 G) będzie widoczna na monitorze dla drugiego badacza. Przygotować cienką strzykawkę i delikatnie podać żądaną ilość środka diagnostycznego lub terapeutycznego. Objętość iniekcji powinna wynosić maksymalnie 50 μl.
    2. Włóż igłę do submocosy pod kątem 15–30 stopni. Skieruj skos w kierunku błony śluzowej. Błona śluzowa wykazuje charakterystyczny objaw liftingu po udanym wstrzyknięciu.
  8. Endoskopia fluorescencyjna (FE)
    1. Przed fluorescencyjnym badaniem endoskopowym podać 60 mg dekstranu sprzężonego z FITC rozcieńczonego w 100 μl PBS.
    2. Sprawdź optymalny punkt czasowy między wstrzyknięciem znacznika znakowanego fluorescencyjnie a procedurą obrazowania, która jest zależna od farmakologii znacznika. Skonfiguruj ustawienia systemu filtrów pasmowo-przepustowych zgodnie z długością fali wzbudzenia i emisji zastosowanego znacznika. Wykonaj endoskopię fluorescencyjną w celu uzyskania niespecyficznych znaczników objętości krwi (np. FITC) natychmiast po dożylnym wstrzyknięciu barwnika fluorescencyjnego, aby ocenić wzór naczyniowy powierzchni błony śluzowej.
    3. Rozważ obrazowanie kilka godzin po zastosowaniu znacznika w przypadku ukierunkowanych znaczników lub "inteligentnych sond", aby zapewnić lepszy stosunek celu do tła.
    4. Wykonaj dokumentację fotograficzną i filmową wyników.

5. Po kolonoskopii

  1. Oddziel mysz w pustej klatce i połóż ją na ręczniku papierowym, aby chronić mysz przed zasysaniem ściółki. Ogrzej mysz lampą czerwonego światła, aby zapobiec hipotermii. Obserwuj mysz i nie pozostawiaj jej bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Gdy będziesz całkowicie świadomy, umieść mysz z powrotem w odpowiedniej klatce.
  2. Pod koniec eksperymentu umieść mysz w małym, ale szczelnym pudełku i podaj CO2 (100% (v/v), 100 vol%, 3 l/min). Poczekaj, aż mysz straci całkowitą przytomność i przestanie oddychać. Wyślij mysz przez złamanie szyi. Wykonaj laparotomię brzuszną i eksplantację jelita grubego. Otwórz okrężnicę wzdłużnie i umyj ją w celu dalszej oceny histologicznej lub molekularnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

In vivo monitorowanie gojenia ran jelitowych
Podczas rutynowej endoskopii rany błony śluzowej indukowano mechanicznie za pomocą miniaturowych kleszczyków biopsyjnych o średnicy 3 French (równowartość 1 mm; Rycina 1A). Następnie gojenie ran monitorowano poprzez codzienne badania endoskopowe, a następnie ilościowo określano poprzez pomiar pozostałej powierzchni rany z wykorzystaniem oprogramowania do edycji obrazów, np. ImageJ (Rycina 1B

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Gojenie się ran nabłonkowych jest procesem ciągłym. Następuje ciągłe fizjologiczne złuszczanie komórek powierzchniowych w obrębie błony śluzowej przewodu pokarmowego, co wymaga częstej regeneracji komórek nabłonka 16. W związku z tym upośledzone gojenie się ran ma ogromny wpływ na wiele chorób, w tym wrzody przewodu pokarmowego i 17 nieszczelność zespolenia 18. Ocena tła molekularnego, jak również potencjalnych kandydatów na leki stymulujące gojenie nabłonka, może być przeprowadzona tylko...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Sonji Dufentester i Elke Weber za fachową pomoc techniczną. Dziękujemy Faekah Gohar za korektę manuskryptu i Stefanowi Brücknerowi za wsparcie w zakresie informatyki medycznej. Prace te zostały wsparte interdyscyplinarnym grantem Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_A94). D. Bettenworth był stypendystą naukowym na Wydziale Lekarskim Westfälische Wilhelms-Universität Münster. M. Brückner był wspierany przez rotacyjną pozycję "Gerok" Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG SFB1009B8). Dziękujemy Heike Blum za ilustrację kreskówki z myszką.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Odczynniki
Dieta bez lucernyHarlan Laboritories, Madison, USA2014
Azoksymetan (AOM)Sigma-Aldrich, Deisenhofen, NiemcyA5486
Maść do oczu BepanthenBayer, Leverkusen, Niemcy80469764
Siarczan dekstranu sodu (DSS)TdB Konsulatancje, Uppsala, SzwecjaDB001
EosinSigma-Aldrich, Deisenhofen, NiemcyE 4382
Kwas etylenodiaminotetraoctowy (EDTA)Sigma-Aldrich, Deisenhofen, NiemcyE 9884
Probówka Falcon 50 mlBD Biosciences, Erembodegem, Belgia352070
Florene 100 V/VAbbott, Wiesbaden, NiemcyB506
HaematoxylinSigma-Aldrich, Deisenhofen, NiemcyHHS32-1L
Izopentan (2-metylobutan)Sigma-Aldrich, Deisenhofen, NiemcyM32631-1L
Błękit metylenowyMerck, Darmstadt, Niemcy1159430025
O.C.T. Tissue Tek compound                                                                 Sakura, Zoeterwonde, Holandia4583
Omnican F - canulaBraun, Melsungen, Niemcy9161502
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami, PBSLonza, Verviers, Belgia4629
Chlorek sodu 0,9%Braun, Melsungen, Niemcy5/12211095/0411
Dieta standardowaAltromin, Lage, Niemcy1320
Tissue-Tek CryomoldSakura, Leiden, Holandia4566
Vitro – Clud                                                                                                                             R. Langenbrinck, Teningen, Niemcy04-0002 
Sprzęt
AIDA ControlKarl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy20 096020
Filtr pasmowo-przepustowySemrock, Rochester, Stany ZjednoczoneHC 716/40
Filtr pasmowo-przepustowySemrock, Rochester, Stany ZjednoczoneHC 809/81
Kleszcze do biopsji, 3 Fr., 28 cmKarl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy61071ZJ
Dell MonitorDell, Frankfurt nad Menem, NiemcyU2412Mb
Osłona egzaminacyjna, 9 Fr.KarlStorz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy61029D
Osłona egzaminacyjna, 9 Fr.KarlStorz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy61029C
, 3.5 mmKarl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy69495NL
Fluorescein Blue System filtracyjnyKarl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy20100032
Filtr barierowy fluoresceinowyKarl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy20100033
Przełącznik nożnyKarl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy20010430
Teleskop HOPKINS, 1,9 mm, długość 10 cmKarl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy1830231
SCB D-light P Karl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy20 133720
SCB tricam SL IIKarl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy20 2230 20
Zestaw przewodów VETPUMP IIKarl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy69811
Tricam PDD PALKarl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy20221037
UniVet PortaGroppler Medizintechnik, Deggendorf, NiemcyBKGM 0451
Vetpump 2Karl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Niemcy69321620
światłowodowy

Bibliografia

  1. Bettenworth, D., et al. Translational 18F-FDG PET/CT imaging to monitor lesion activity in intestinal inflammation. Journal of nuclear medicine : official publication, Society of Nuclear Medicine. 54, 748-755 (2013).
  2. Lewis, J. S., Achilefu, S., Garbow, J. R., Laforest, R., Welch, M. J. Small animal imaging. current technology and perspectives for oncological imaging. European journal of cancer. 38, 2173-2188 (2002).
  3. Huang, E. H., et al. Colonoscopy in mice. Surgical endoscopy. 16, 22-24 (2002).
  4. Becker, C., et al. In vivo imaging of colitis and colon cancer development in mice using high resolution chromoendoscopy. Gut. 54, 950-954 (2005).
  5. Becker, C., Fantini, M. C., Neurath, M. F. High resolution colonoscopy in live mice. Nature protocols. 1, 2900-2904 (2006).
  6. Neurath, M. F., et al. Assessment of tumor development and wound healing using endoscopic techniques in mice. Gastroenterology. 139, 1837-1843 (2010).
  7. Pickert, G., et al. STAT3 links IL-22 signaling in intestinal epithelial cells to mucosal wound healing. The Journal of experimental medicine. 206, 1465-1472 (2009).
  8. Shapira, Y., et al. Utilization of murine laparoscopy for continuous in-vivo assessment of the liver in multiple disease models. Plos one. 4, e4776(2009).
  9. Wirtz, S., Neufert, C., Weigmann, B., Neurath, M. F. Chemically induced mouse models of intestinal inflammation. Nature protocols. 2, 541-546 (2007).
  10. Neufert, C., Becker, C., Neurath, M. F. An inducible mouse model of colon carcinogenesis for the analysis of sporadic and inflammation-driven tumor progression. Nature protocols. 2, 1998-2004 (2007).
  11. Dieleman, L. A., et al. Chronic experimental colitis induced by dextran sulphate sodium (DSS) is characterized by Th1 and Th2 cytokines. Clinical and experimental immunology. 114, 385-391 (1998).
  12. Gao, Y., et al. Colitis-accelerated colorectal cancer and metabolic dysregulation in a mouse model. Carcinogenesis. 34, 1861-1869 (2013).
  13. Foersch, S., Neufert, C., Neurath, M. F., Waldner, M. J. Endomicroscopic Imaging of COX-2 Activity in Murine Sporadic and Colitis-Associated Colorectal Cancer. Diagnostic and therapeutic endoscopy. 2013, 250641(2013).
  14. Bremer, C., Ntziachristos, V., Weissleder, R. Optical-based molecular imaging: contrast agents and potential medical applications. European radiology. 13, 231-243 (2003).
  15. Keller, R., Winde, G., Terpe, H. J., Foerster, E. C., Domschke, W. Fluorescence endoscopy using a fluorescein-labeled monoclonal antibody against carcinoembryonic antigen in patients with colorectal carcinoma and adenoma. Endoscopy. 34, 801-807 (2002).
  16. Jones, M. K., Tomikawa, M., Mohajer, B., Tarnawski, A. S. Gastrointestinal mucosal regeneration: role of growth factors. Frontiers in bioscience : a journal and virtual library. 4, 303-309 (1999).
  17. Mertz, H. R., Walsh, J. H. Peptic ulcer pathophysiology. The Medical clinics of North America. 75, 799-814 (1991).
  18. Pantelis, D., et al. The effect of sealing with a fixed combination of collagen matrix-bound coagulation factors on the healing of colonic anastomoses in experimental high-risk mice models. Langenbeck's archives of surgery / Deutsche Gesellschaft fur Chirurgie. 395, 1039-1048 (2010).
  19. Burk, R. R. A factor from a transformed cell line that affects cell migration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 70, 369-372 (1973).
  20. Msaki, A., et al. The role of RelA (p65) threonine 505 phosphorylation in the regulation of cell growth, survival, and migration. Molecular biology of the cell. 22, 3032-3040 (2011).
  21. Zigmond, E., et al. Utilization of murine colonoscopy for orthotopic implantation of colorectal cancer. PloS one. 6, e28858(2011).
  22. Foersch, S., et al. Molecular imaging of VEGF in gastrointestinal cancer in vivo using confocal laser endomicroscopy. Gut. 59, 1046-1055 (2010).
  23. Mitsunaga, M., et al. Fluorescence endoscopic detection of murine colitis-associated colon cancer by topically applied enzymatically rapid-activatable probe. Gut. 62, 1179-1186 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

obrazowanie in vivomodel zapalenia jelita grubegoendoskopia fluorescencyjnagojenie ran b ony luzowejzapalenie jelitrak jelita grubegobiopsja endoskopowaleczenie DSSznacznik fluorescencyjny
Endoskopia mysia do multimodalnego obrazowania in vivo kancerogenezy i oceny gojenia się ran jelitowych i stanów zapalnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.