Endoskopia mysia do multimodalnego obrazowania in vivo kancerogenezy i oceny gojenia się ran jelitowych i stanów zapalnych

Modele zwierzęce znacznie wzbogaciły nasze zrozumienie licznych patologii jelitowych. Mysz laboratoryjna (Mus musculus) stała się głównym modelem zwierzęcym w badaniach biomedycznych ze względu na obfitość informacji genetycznych i genomicznych i jest łatwo dostępna w szczepach transgenicznych i nokautowych. Oprócz lepszego zrozumienia patogenezy chorób, modele zwierzęce są również wykorzystywane do testowania kandydatów na leki, a także do przedklinicznych interwencji diagnostycznych lub terapeutycznych. Jednak pomimo różnorodności modeli mysich naśladujących chorobę ludzką, wiele opcji diagnostycznych i interwencyjnych, które są rutynowo stosowane w opiece nad pacjentem, nie jest dostępnych dla myszy. W związku z tym strategie nadzoru mające na celu monitorowanie przebiegu choroby mysiej lub skutków interwencji terapeutycznych są często ograniczone do pośrednich obserwacji lub analiz pośmiertnych. Chociaż istnieją nieinwazyjne procedury monitorowania żywotności myszy, takie jak wskaźniki aktywności choroby, kwantyfikacja utraty lub przyrostu masy ciała, analizy krwi, moczu i kału, są to tylko wskaźniki pośrednie i są obciążone zmiennością międzyosobniczą. Ponadto analizy pośmiertne zapobiegają obserwacjom podłużnym w powtarzających się punktach czasowych. Zaawansowane techniki obrazowania do monitorowania aktywności choroby u myszy zostały wprowadzone dopiero ^{niedawno 1,2}. Chociaż te techniki obrazowania pozwalają na powtarzalne analizy, zapewniają jedynie opisowy i często nieprecyzyjny obraz jelit, nie umożliwiają bezpośredniej wizualizacji błony śluzowej ani nie umożliwiają interwencji diagnostycznych lub terapeutycznych, takich jak pobieranie biopsji lub miejscowe i dośluzówkowe stosowanie kandydatów na leki.

Ostatnio opracowano systemy endoskopowe o wysokiej rozdzielczości do stosowania u żywych myszy ^3,4. Po raz pierwszy te techniki endoskopowe umożliwiają bezpośrednią wizualizację patologii choroby jelita grubego, takich jak gojenie się ran lub zapalenie jelit, zapewniając obiektywny stan w czasie rzeczywistym, umożliwiając badania podłużne na tym samym zwierzęciu w powtarzających się punktach czasowych. Oprócz umożliwienia wielokrotnych biopsji u pojedynczej myszy, systemy endoskopowe mogą być również stosowane do terapeutycznego wpływania na odrębny guz lub zlokalizowany stan zapalny poprzez umożliwienie bezpośredniego zastosowania substancji w obszarze zainteresowania. Ponadto, ponieważ substancje terapeutyczne i kontrolne mogą być dostarczane bezpośrednio do obszaru zainteresowania, można to zrobić za pomocą tej samej myszy, z wyłączeniem zmienności międzyosobniczej. Systemy te zostały obecnie wykorzystane do oceny stanu zapalnego jelita grubego, gojenia się ran, laparoskopowych biopsji wątroby i ortotopowej indukcji guzów wątroby ⁸ i rozwoju guza przy użyciu różnych systemów punktacji, takich jak mysi endoskopowy wskaźnik nasilenia zapalenia jelita grubego (MEICS) ^5-7. MEICS składa się z pięciu parametrów do oceny stanu zapalnego: pogrubienie ściany jelita grubego, zmiany wzoru naczyniowego, obecność fibryny, ziarnistość powierzchni błony śluzowej i konsystencja stolca.

W tym protokole opisujemy zastosowanie sztywnej endoskopii w mysich modelach gojenia się ran jelitowych, stanów zapalnych i raka jelita grubego. Po pierwsze, pokazujemy endoskopową ocenę gojenia się ran i zapalenia okrężnicy, a także podłużną ocenę aktywności zapalenia jelita grubego i badanie rakogenezy w jelicie grubym. Poza opisowym zastosowaniem endoskopii mysiej podajemy szczegółowe instrukcje dotyczące korzystania z oprzyrządowania endoskopowego do uzyskiwania biopsji oraz miejscowego i dośluzówkowego stosowania różnych składników będących przedmiotem zainteresowania (np. kandydatów na leki lub komórek nowotworowych). Na koniec demonstrujemy zastosowanie mysiej endoskopii fluorescencyjnej, która wykorzystuje wyrafinowane techniki obrazowania molekularnego, w leczeniu guzów jelita grubego.

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) zgodnie z niemiecką ustawą o ochronie zwierząt.

1. Materiały i konfiguracja eksperymentalna

1. Opieka nad zwierzętami
   1. Używaj samic lub samców myszy dowolnego szczepu o wadze od 20 do 25 g i trzymaj je w pomieszczeniach zgodnie z lokalnymi przepisami dotyczącymi opieki nad zwierzętami.
   2. Nakarm myszy specjalną karmą dla gryzoni i zastosuj karmę bez lucerny co najmniej trzy dni przed badaniami fluorescencyjnymi, aby zminimalizować autofluorescencję endoluminalną.
   3. Dostarczyć autoklawowaną wodę pitną ad libitum.
2. Indukcja ostrego zapalenia jelita grubego wywołanego przez DSS
   1. Przygotować 3% (w/v) roztwór siarczanu dekstranu sodu (DSS, masa cząsteczkowa: 36 000–50 000 Da), rozpuszczając 3 g DSS w 100 ml autoklawowanej wody. Oferuj ten roztwór jako wyłączną wodę pitną dla myszy ad libitum i oblicz 5 ml roztworu DSS na mysz dziennie. Karm myszy kontrolne wodą w autoklawie bez DSS ad libitum⁹.
3. Indukcja raka jelita grubego
   1. Rozpuścić mutagenny azoksymetan (AOM) (UWAGA! Może powodować raka i uszkodzenia genetyczne!) w sterylnym izotonicznym roztworze soli fizjologicznej do uzyskania końcowego stężenia 1 mg/ml. Jednorazową dawkę 10 mg AOM na kg masy ciała należy stosować dootrzewnowo za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml (30 G)¹⁰.
   2. Myszy prowokacyjne (z wyłączeniem myszy kontrolnych) z powtarzającymi się cyklami 3% (w/v) DSS od dnia 0 do 7, dnia 14 do 21, dnia 28 do 35 i dnia 42 do 49 w celu wywołania zapalnej rakotwórczości jelita grubego. Karm myszy autoklawowaną wodą tylko pomiędzy tymi wyzwaniami (patrz rysunek 4A, aby uzyskać szczegółowy harmonogram). Karm myszy kontrolne autoklawowaną wodą przez cały czas trwania eksperymentu.
4. Przygotowanie endoskopii fluorescencyjnej (FE)
   1. Użyj Fluoresceina-Izotiocyjanat (FITC) - dekstran (masa cząsteczkowa 70 000 Da; FITC: Glukoza = 1:250) do wykrywania gruczolaka okrężnicy poprzez wizualne wzmocnienie wzorca naczyniowego związanego z dysplazją.
   2. Podać 60 mg dekstranu sprzężonego z FITC rozcieńczonego w 100 μl PBS dożylnie na 5 minut przed fluorescencyjnym badaniem endoskopowym.
5. znieczulenie
   1. Zapewnić ciągły dopływ izofluranu do znieczulenia (1,5 l_O2/min; 1,5–2% obj. izofluranu [2-chloro-2-(difluorometoksy)-1,1,1-trifluoro-etan]). Używaj specjalnego weterynaryjnego sprzętu anestezjologicznego z maską na twarz, aby ściśle kontrolować znieczulenie.
6. Przygotowanie lewatywy
   1. Wkroplić 2 ml płynnej lewatywy (zawartość: wodorofosforan disodowy 1,5% (w/v) i diwodorofosforan sodu 11% (w/v)) do jelita grubego, jeśli podejrzewa się znaczne obciążenie kałem, które może zasłaniać widok.

2. Wyposażenie techniczne

1. Używaj endoskopowej weterynaryjnej stacji roboczej, która została opracowana i zatwierdzona do stosowania endoskopii małych zwierząt. Podłącz stację roboczą do kamery, ksenonowego źródła światła, pompy powietrza i do konwencjonalnego monitora PC w celu endoskopii światła białego. Następnie połącz kamerę z miniaturowym sztywnym teleskopem (średnica zewnętrzna 1,9 mm, długość 10 cm; Rysunek 5).
2. Użyj osłonki endoskopu z kanałem roboczym (ryc. 5D) do aplikacji kleszczyków biopsyjnych lub rurki iniekcyjnej. Osłonkę bez kanału roboczego należy stosować do kolonoskopii diagnostycznej.
3. Skonfiguruj ustawienia źródła światła dla endoskopii fluorescencyjnej, aby wzbudzić używane znaczniki (np. 490 nm dla dekstranu sprzężonego z FITC). Dodatkowo należy zintegrować odpowiedni filtr pasmowoprzepustowy między teleskopem a kamerą (np. 525 nm dla dekstranu sprzężonego z FITC).
4. Wprowadzić elastyczne kleszczyki do biopsji (3 Charr., 28 cm) przez kanał roboczy endoskopu, aby uzyskać biopsje.
5. Wprowadzić elastyczną rurkę iniekcyjną (0,96 mm) przez kanał roboczy do miejscowego, dośluzówkowego lub endoluminalnego podawania środków diagnostycznych lub terapeutycznych.
6. Używać podgrzewanego stołu do badań o temperaturze 42 °C. Zapobiega to hipotermii myszy podczas badania.

3. Znieczulenie zwierząt

1. Umieść mysz w małym, ale szczelnym pudełku i podaj izofluran (100% (v/v), 5 vol%, 3 l/min). Poczekaj, aż mysz straci przytomność.
2. Przenieś mysz na stół do badań w celu endoskopii. Kontynuować inhalację izofluranu przez maskę na twarz w dawce 100% v/v, 1,5 obj., 1,5 l/min. Zawsze nakładaj maść na oczy, aby zapobiec wysuszeniu oczu podczas znieczulenia.
3. Oceń skuteczność znieczulenia, sprawdzając odruchy. Sprawdź "odruch odwrócenia się": po odpowiednim znieczuleniu mysz leżąca na grzbiecie nie powinna się odwracać. Sprawdź "odruch palców u stóp": gdy znieczulenie jest odpowiednie, delikatne szczypanie między palcami zwierzęcia nie powinno prowadzić do wycofania nogi (etap tolerancji chirurgicznej).

4. Kolonoskopia

1. Połóż znieczuloną mysz na brzuchu / na plecach na stole do badań.
2. Podać 2 ml lewatywy przez zapinaną kaniulę do okrężnicy, jeśli podejrzewa się znaczne obciążenie kałem, które może zasłaniać widok. Poczekaj, aż myszy wypróżnią się po podaniu lewatywy. Włóż endoskop bardzo ostrożnie, aby uniknąć perforacji.
3. Otwórz oba zawory osłony, z których jeden jest podłączony do pompy powietrza. Uszczelnij drugi zawór palcem wskazującym, aby dozować powietrze. Napompuj okrężnicę powietrzem, powoli i ostrożnie, szczególnie w przypadku biopsji lub wstrzyknięcia.
4. Endoskop należy przesunąć tylko do prawego zgięcia okrężnicy, aby uniknąć perforacji (4–5 cm od odbytu).
5. Kolonoskopia diagnostyczna
   1. Zbadaj błonę śluzową pod kątem zmian zapalnych lub złośliwych, jednocześnie odciągając endoskop. Odciągnij się powoli, aby ocenić cały obwód jelita. Oceń patologie śródświetlne przy użyciu odpowiednich, ustalonych systemów punktacji, zgodnie z wymaganiami.
   2. Aby zagwarantować identyczną pozycję endoskopową do uzyskania obrazu podczas powtarzających się wizualizacji obszarów rany, należy zwrócić uwagę na odległość między mysim odbytem a zmianą błony śluzowej. Ponadto należy użyć końcówki kleszczyków biopsyjnych jako elementu dystansowego, aby uzyskać identyczną odległość między endoskopem a obszarem rany podczas pozyskiwania obrazu. Rozmiar rany jest związany z rozmiarem osłonki endoskopu, która składa się z 3 mm.
      UWAGA: Umieść endoskop w identycznej pozycji poprzez porównanie optyczne z dokumentacją zdjęciową poprzednich badań. Zmierz zmiany pod tym samym kątem i w tej samej odległości przy każdym kontrolnym badaniu endoskopowym.
6. Procedura biopsji
   1. Wykonaj biopsje z pomocą dwóch badaczy. Ostrożnie wprowadzić kleszcze do biopsji przez kanał roboczy, aż końcówka kleszczy będzie widoczna na monitorze dla drugiego badacza. Ostrożnie otwieraj i zamykaj kleszcze, aby uniknąć perforacji.
   2. Przenieś kleszcze na miejsce patologii.
7. Procedura iniekcji
   1. Wykonaj procedurę iniekcji z pomocą dwóch badaczy. Wstępnie napełnij elastyczną rurkę iniekcyjną (0,96 mm) całkowicie podawanym środkiem. Przepchnij rurkę przez kanał roboczy, aż kaniula (30 G) będzie widoczna na monitorze dla drugiego badacza. Przygotować cienką strzykawkę i delikatnie podać żądaną ilość środka diagnostycznego lub terapeutycznego. Objętość iniekcji powinna wynosić maksymalnie 50 μl.
   2. Włóż igłę do submocosy pod kątem 15–30 stopni. Skieruj skos w kierunku błony śluzowej. Błona śluzowa wykazuje charakterystyczny objaw liftingu po udanym wstrzyknięciu.
8. Endoskopia fluorescencyjna (FE)
   1. Przed fluorescencyjnym badaniem endoskopowym podać 60 mg dekstranu sprzężonego z FITC rozcieńczonego w 100 μl PBS.
   2. Sprawdź optymalny punkt czasowy między wstrzyknięciem znacznika znakowanego fluorescencyjnie a procedurą obrazowania, która jest zależna od farmakologii znacznika. Skonfiguruj ustawienia systemu filtrów pasmowo-przepustowych zgodnie z długością fali wzbudzenia i emisji zastosowanego znacznika. Wykonaj endoskopię fluorescencyjną w celu uzyskania niespecyficznych znaczników objętości krwi (np. FITC) natychmiast po dożylnym wstrzyknięciu barwnika fluorescencyjnego, aby ocenić wzór naczyniowy powierzchni błony śluzowej.
   3. Rozważ obrazowanie kilka godzin po zastosowaniu znacznika w przypadku ukierunkowanych znaczników lub "inteligentnych sond", aby zapewnić lepszy stosunek celu do tła.
   4. Wykonaj dokumentację fotograficzną i filmową wyników.

5. Po kolonoskopii

1. Oddziel mysz w pustej klatce i połóż ją na ręczniku papierowym, aby chronić mysz przed zasysaniem ściółki. Ogrzej mysz lampą czerwonego światła, aby zapobiec hipotermii. Obserwuj mysz i nie pozostawiaj jej bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Gdy będziesz całkowicie świadomy, umieść mysz z powrotem w odpowiedniej klatce.
2. Pod koniec eksperymentu umieść mysz w małym, ale szczelnym pudełku i podaj CO₂ (100% (v/v), 100 vol%, 3 l/min). Poczekaj, aż mysz straci całkowitą przytomność i przestanie oddychać. Wyślij mysz przez złamanie szyi. Wykonaj laparotomię brzuszną i eksplantację jelita grubego. Otwórz okrężnicę wzdłużnie i umyj ją w celu dalszej oceny histologicznej lub molekularnej.

Monitorowanie in vivo gojenia się ran jelitowych
Podczas rutynowej endoskopii rany błony śluzowej indukowano mechanicznie za pomocą miniaturowych kleszczyków biopsyjnych o średnicy 3 French (równej 1 mm; Rysunek 1A). Następnie gojenie się ran monitorowano za pomocą codziennych badań endoskopowych i określano ilościowo poprzez pomiar resztkowej powierzchni rany za pomocą oprogramowania do edycji obrazu, np. ImageJ (ryc. 1B). Indywidualne zamknięcie rany w czasie jest wyrażone ilorazem rzeczywistej powierzchni rany / początkowej powierzchni rany. Na przykład w 3. dniu po powstaniu rany wyleczono 41% ± 4,1% powierzchni rany, podczas gdy w 7. dniu rana była zwykle całkowicie zagojona (ryc. 1C). Dodatkowo, pod koniec eksperymentu, rany mogą zostać wycięte w celu oceny histologicznej ex vivo. Przedstawiono reprezentatywne obrazy łożysk ran barwionych hematoksyliną i eozyną (H&E) w dniu 0 i 5 (ryc. 1D).

Endoskopowa terapia iniekcyjna dośluzówkowa
W celu dośluzówkowego podawania środków farmakologicznych do kanału roboczego endoskopu wprowadzono elastyczną rurkę (średnica 0,96 mm) z kaniulą przymocowaną do końca (30 G) (ryc. 2A). Po dośluzówkowym umieszczeniu igły ostrożnie wstrzyknięto maksymalnie 50 μl. Wskazując na skuteczne zastosowanie dośluzówkowe, uniesienie błony śluzowej okrężnicy można łatwo zaobserwować makroskopowo (ryc. 2B, C).

Ocena in vivo eksperymentalnego zapalenia jelita grubego
Po indukcji zapalenia jelita grubego myszy wykazywały utratę masy ciała od dnia 3, przy czym maksymalna utrata masy ciała o 19% wystąpiła w dniu 7 (ryc. 3A). Oprócz codziennego pomiaru masy ciała, aktywność choroby monitorowano za pomocą powtarzalnych endoskopii i makroskopowej kwantyfikacji stanu zapalnego za pomocą mysiego endoskopowego wskaźnika nasilenia zapalenia jelita grubego (MEICS). Zgodnie z utratą masy ciała, wynik MEICS został zwiększony w dniu 7 po rozpoczęciu DSS, co wskazuje na masywne uszkodzenie zapalne błony śluzowej okrężnicy, które uległo złagodzeniu w dniu 13 (Figura 3B). W celu korelacji ex vivo uszkodzeń histologicznych określono ilościowo zmiany zapalne odcinków okrężnicy wybarwionych H&E zgodnie z 11 punktacją Dielemana. W dniu 7 po rozpoczęciu DSS uszkodzenie histologiczne było znacznie wyższe u myszy leczonych DSS w porównaniu z grupą kontrolną, co znalazło odzwierciedlenie w denudacji nabłonka, owrzodzeniach błony śluzowej, a także zwiększonym nacieku neutrofili i uległo znacznej poprawie w dniu 13 (Figura 3C, E). Ponadto ocena histologiczna biopsji błony śluzowej, rutynowo uzyskiwana podczas badań endoskopowych, potwierdziła zaawansowany etap zapalenia jelita grubego w dniu 7 (ryc. 3F-H).

Endoskopia fluorescencyjna guzów jelita grubego
Około 80 dni po indukcji guza przez OZUŚ i trzech cyklach DSS (ryc. 4A) endoskopowo obserwowano mnogie guzy okrężnicy (ryc. 4C), a także makroskopowe objawy przewlekłego stanu zapalnego, takie jak ziarnista błona śluzowa (ryc. 4B) 10. Ocena histologiczna guzów jelita grubego za pomocą barwienia H&E ujawniła gruczolaki z neoplazją śródnabłonkową o wysokim stopniu złośliwości i bez niej. W związku z tym model AOM-DSS przypomina doskonały model do badania molekularnych procesów kancerogenezy 12, a także do oceny nowych urządzeń diagnostycznych13. Obrazowanie fluorescencyjne ukierunkowane na określone cząsteczki umożliwia obrazowanie molekularne in vivo za pomocą "metod fotograficznych" 14,15. Aby wykazać wykonalność FE, użyliśmy FITC, powszechnie stosowanego fluorochromu. W celu specyficznej detekcji FITC system filtrów pasmowoprzepustowych w połączeniu ze źródłem światła zapewniał określoną długość fali wzbudzenia (490 nm; Rysunek 4D). W celu dokładnego wykrycia właściwej dla FITC długości fali emisji (525 nm), drugi filtr pasmowoprzepustowy został umieszczony między głowicą kamery a endoskopem (rysunek 4E). FE bez aplikacji znacznika nie wykrył żadnego specyficznego sygnału i nie miał interakcji z tkanką okrężnicy lub autofluorescencją kału (Figura 4F, G). W przeciwieństwie do tego, bezpośrednio po dożylnym zastosowaniu FITC-dextran, fluorochrom można zaobserwować na błonie śluzowej okrężnicy i można go wykorzystać do oceny zwiększonego unaczynienia w obszarach przewlekłego stanu zapalnego (ryc. 4H), a także złośliwej błony śluzowej (ryc. 4I). W związku z tym kwantyfikacja intensywności fluorescencji za pomocą oprogramowania do edycji obrazu wykazała znacznie zwiększony wychwyt fluorochromu w tkance złośliwej w porównaniu z niedotkniętą błoną śluzową okrężnicy (Figura 4K).

Rysunek 1. Endoskopowe monitorowanie gojenia się ran nabłonkowych in vivo oraz ilościowa i histologiczna ocena gojenia się ran. Po wytworzeniu ran okrężnicy można łatwo wykryć granicę rany i zamknięcie rany. Obszar rany (białe strzałki) jest oceniany podczas codziennych endoskopii kontrolnych w celu ilościowego śledzenia gojenia się rany nabłonkowej (A-C). Ex vivo rany zostały wycięte i wybarwione H&E w celu analizy histologicznej gojenia się ran (D). Skale są definiowane przez przedstawiony pasek podziałki. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rycina 2. Terapia iniekcyjna dośluzówkowa pod kontrolą endoskopii. Pod kontrolą wzrokową końcówkę igły (A) miękko umieszcza się w błonie śluzowej okrężnicy i wstrzykuje 50 μl rozpuszczonych substancji (B). Następnie można rozpoznać wyraźny lifting błony śluzowej (gwiazdka) bez żadnych oznak ostrego krwawienia (C). Skale są definiowane przez przedstawiony pasek podziałki. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rycina 3. Endoskopowa ocena przebiegu eksperymentalnego zapalenia jelita grubego DSS. Przebieg zapalenia jelita grubego oceniano na podstawie zmian masy ciała, badań endoskopowych, a także analizy histologicznej zapalnych odcinków jelita grubego i biopsji endoskopowych. Wraz z masywną utratą masy ciała i zaawansowanym uszkodzeniem histologicznym w 7 dniu (A, C, E; powiększenie 10X), badania endoskopowe i ocena histologiczna uzyskanych biopsji wykazały oznaki ciężkiego stanu zapalnego (B, D, G, H; powiększenie 5X i 10X), natomiast w 13 dobie po rozpoczęciu DSS zmiany zapalne uległy znacznej poprawie. Skale są definiowane przez przedstawiony pasek podziałki. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rycina 4. FE guzów jelita grubego. Po indukcji rakotwórczości jelita grubego przez OZUŚ i cyklicznym podawaniu DSS przez 11 tygodni (A), endoskopia światłem białym wykryła ziarnistą błonę śluzową wskazującą na przewlekłe zapalenie jelita grubego (B) i liczne zmiany w obrębie promienia środkowego (C), które zostały zdiagnozowane jako gruczolaki z neoplazją śródnabłonkową wysokiego stopnia za pomocą barwienia H&E ex vivo (G). Podczas gdy wizualizacja przewlekłego stanu zapalnego (H) i guzów (I) była łatwo możliwa przy użyciu ukierunkowanego na FE FITC, FE bez aplikacji znacznika nie pozwalała na ostateczne wykrycie guza (F, G). W związku z tym kwantyfikacja intensywności fluorescencji była znacznie zwiększona w obrębie tkanki nowotworowej w porównaniu z niedotkniętą błoną śluzową okrężnicy, co wykazano za pomocą profili skali szarości (E, F). Aby przełączyć się w tryb fluorescencji podczas kolonoskopii światłem białym, do źródła zimnego światła dodatkowo podłącza się specjalny filtr pasmowoprzepustowy, aby zapewnić określoną długość fali wzbudzenia (np. 490 nm dla FITC; Filtr ten ułatwia przełączanie (biała strzałka) między trybem światła białego a trybem fluorescencji (D). Aby uchwycić określoną długość fali emisji (np. 525 nm dla FITC), drugi filtr pasmowo-przepustowy jest umieszczany między endoskopem a głowicą kamery za pomocą złącza bagnetowego (E). Skale są definiowane przez przedstawiony pasek skali. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 5. Eksperymentalne ustawienie endoskopowego stanowiska roboczego. Endoskopowe stanowisko robocze (A) składa się z następujących elementów: teleskopu prostego (0°, średnica: 1,9 mm, długość: 10 cm; B), osłona endoskopowa (9 Charr.) bez (C) i z kanałem roboczym (D), kamerą (E) i kleszczami biopsyjnymi (F). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.