Dostęp naczyniowy do pomiaru hemodynamiki, dostarczania płynów i pobierania próbek krwi jest ważny dla każdego badania na małym modelu zwierzęcym. Przedstawiamy technikę wszczepiania cewników do tętnicy szyjnej i żyły szyjnej wspólnej u znieczulonego szczura w celu podłączenia do systemu w celu przeprowadzenia monitorowania, infuzji i pobierania próbek.
Artykuł metodologiczny
Cewnikowanie tętnicy szyjnej i żyły szyjnej w celu wykonania pomiarów hemodynamicznych, infuzji i pobierania próbek krwi w świadomym modelu szczurzym
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Sukces małego modelu zwierzęcego do badania krytycznych chorób jest częściowo zależny od zdolności modelu do symulowania kondycji ludzkiej. Inokulacja dotchawicza znanej ilości bakterii została z powodzeniem wykorzystana do odtworzenia patogenezy zapalenia płuc, która następnie rozwija się w sepsę. Monitorowanie parametrów hemodynamicznych i zapewnienie standardowego leczenia klinicznego, w tym infuzji antybiotyków, płynów i leków w celu utrzymania ciśnienia krwi, ma kluczowe znaczenie dla symulacji rutynowej opieki wspomagającej w tym modelu, ale wymaga to zarówno dostępu tętniczego, jak i żylnego. Film szczegółowo opisuje technikę chirurgiczną wszczepiania cewników do tętnicy szyjnej i żyły szyjnej wspólnej u znieczulonego szczura. Po 72-godzinnym okresie rekonwalescencji zwierzęta zostaną ponownie znieczulone i podłączone do zestawu uwięzi i krętlika przymocowanego do obudowy gryzonia, który łączy wszczepione cewniki z hemodynamicznym systemem monitorowania. Taka konfiguracja umożliwia swobodne poruszanie się szczura podczas badania przy jednoczesnym ciągłym monitorowaniu ciśnienia, podawaniu płynów i leków (antybiotyków, leków wazopresyjnych) oraz wykonywaniu pobierania próbek krwi.
Wprowadzenie
Cewnikowanie tętnicze i żylne szczurów jest od dawna stosowane w badaniach laboratoryjnych. 1, 2 Cewnikowanie może być stosowane do monitorowania parametrów hemodynamicznych, w tym skurczowego, rozkurczowego i średniego ciśnienia tętniczego (MAP), tętna (HR) i centralnego ciśnienia żylnego (CVP). 3,4 Ponadto cewniki te umożliwiają infuzję standardowych metod leczenia lub potencjalnych terapii, a także pobieranie próbek krwi w celu dalszej analizy mechanizmu leżącego u podstaw choroby lub leczenia. Dlatego dostęp naczyniowy w modelu małego zwierzęcia ma kluczowe znaczenie dla badania wskaźników skuteczności klinicznej i efektów leczenia.
Aby zbadać podstawowe przyczyny krytycznej choroby, ważne jest, aby najpierw opracować model symulujący kondycję ludzką. Inokulacja dotchawicza znanej ilości bakterii została z powodzeniem zastosowana do odtworzenia patogenezy zapalenia płuc, ciężkiej infekcji płuc, która następnie przekształca się w sepsę. 3, 5 Monitorowanie pomiarów hemodynamicznych i zapewnienie standardowego leczenia klinicznego ma kluczowe znaczenie dla symulacji rutynowej opieki wspomagającej. Standardowe leczenie kliniczne obejmuje wlew antybiotyków, który pomaga w usunięciu podstawowej infekcji oraz podawanie płynów i leków wazopresyjnych, dwóch terapii stosowanych u pacjentów z sepsą w celu utrzymania ciśnienia krwi. 5-7 Dostęp naczyniowy, a w szczególności implantacja cewników patentowych, jest szczególnie ważna, gdy badamy eksperymentalne terapie sepsy.
Przez wiele lat, możliwość podawania standardowego leczenia klinicznego gryzoniom była ograniczona przez dostępność materiałów o właściwościach potrzebnych do budowy wszczepialnych cewników oraz zdolność technologii infuzyjnej do precyzyjnego dostarczania małych objętości w czasie. Ponadto zdolność do wywołania infuzji w odpowiedzi na ciągłe monitorowanie określonego pomiaru hemodynamicznego pozwala na spójny i powtarzalny standardowy model leczenia przy użyciu większych rozmiarów próbek, typowych dla badań na gryzoniach. 8, 9 Te ograniczenia technologiczne w zakresie materiałów i precyzyjnego sprzętu zostały przezwyciężone, ale aby jednocześnie zapewnić rutynowe terapie przy jednoczesnym monitorowaniu parametrów hemodynamicznych, musi być dostępny zarówno dostęp tętniczy, jak i żylny.
Film szczegółowo opisuje technikę chirurgiczną wszczepiania cewników do tętnicy szyjnej i żyły szyjnej u znieczulonego szczura. Po 72-godzinnym okresie rekonwalescencji zwierzęta zostaną ponownie znieczulone i podłączone do zestawu uwięzi i krętlika przymocowanego do obudowy gryzoni służącego do łączenia wszczepionych cewników z hemodynamicznym systemem monitorowania. Podczas badania system pozwala na infuzję płynu w oparciu o dostarczanie określonej objętości infuzji lub zautomatyzowany system, który dostarcza szybkość infuzji w zależności od wykrytego średniego ciśnienia tętniczego w celu utrzymania danego zakresu ciśnienia. System infuzji płynów wykorzystuje programowalne pompy strzykawkowe, które łączą się z wyjściami cyfrowymi systemu akwizycji danych i są sterowane przez oprogramowanie monitorujące MAP. Układ uwięzi i krętlika umożliwia swobodne poruszanie się szczura podczas badania podczas monitorowania ciśnienia, podawania płynów i leków wazopresyjnych oraz pobierania próbek krwi bez konieczności manipulowania zwierzętami. Jednoczesne monitorowanie do 12 oprzyrządowanych zwierząt z 2 cewnikami każdy (w naszej konfiguracji) ze sprzętem z możliwością rozbudowy do monitorowania 24 oprzyrządowanych zwierząt pozwala na dużą elastyczność w badaniu wielu warstwowych grup w każdym eksperymencie.
Ta procedura cewnikowania może być korzystna dla ośrodków badawczych, które używają podobnych modeli gryzoni wymagających dostępu naczyniowego do monitorowania, pobierania próbek i leczenia przez okres do 11 dni. Jeśli placówka badawcza rozważająca tę procedurę ma doświadczenie z gryzoniami i odpowiednią strukturę wsparcia do utrzymania tych zwierząt, rozwijanie tych umiejętności może zapewnić znaczne oszczędności, zmniejszając całkowity koszt na cewnikowanego szczura z ponad 180 USD do mniej niż 50 USD (w tym naiwny szczur, składniki cewnika i koszty techniczne) oraz zwiększając elastyczność planowania (naiwne szczury są łatwo dostępne w porównaniu z harmonogramem dostaw wszczepionych szczurów). Powodzenie tej procedury zależy od umiejętności osoby wykonującej cewnikowanie. Zwierzęta treningowe wymagane do osiągnięcia biegłości w tej procedurze wahały się od 20 do 40 szczurów, a wynikający z tego wskaźnik drożności cewnika wynosił >90%.
Protokół
Procedury opisane poniżej zostały wykonane jako część protokołu zatwierdzonego przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Centrum Klinicznego w National Institutes of Health.
1. Przygotowanie do operacji
- Cewniki i narzędzia do sterylizacji gazowej.
2. Przygotuj cewniki
.- Przepłukać cewniki heparynizowanym glicerolem (250 j.m. heparyny/1 ml glicerolu), aby zapewnić drożność i uniknąć wycieku. Zatkać końcówkę cewnika metalowym korkiem (20 ga, 15 mm), aby zatrzymać heparynizowany glicerol.
3. Przygotuj aseptyczną stację roboczą
- Użyj 70% alkoholu do spryskania stacji roboczej i tac na instrumenty. Użyj sterylnej serwety, aby przykryć stół operacyjny i tace na narzędzia, a następnie umieść instrumenty na tacy.
4. Przygotowanie szczurów do operacji
- Umieść szczura pojedynczo w komorze Lucite i wystaw na działanie środka znieczulającego; izofluranu (3-5%) zmieszanego z tlenem, aż do utraty przytomności. Usuń szczura z komory i ogol futro z przedniej i tylnej części szyi. Nałóż maść nawilżającą na oczy.
5. Implantacja cewnika
- Umieścić znieczulonego szczura (potwierdzonego uszczypnięciem palca u nogi) na podgrzewanym stole chirurgicznym w pozycji brzusznej; umieścić jego nos w stożku nosa, aby utrzymać znieczulenie przy spontanicznych oddechach (izofluran; 3,5%). Delikatnie wyszoruj obszar operowany 3 razy, stosując na przemian Betadine i 70% alkoholu. Wykonaj 0,5 cm nacięcie skóry w linii środkowej między łopatkami za pomocą nożyczek chirurgicznych.
- Ustaw szczura w pozycji grzbietowej; delikatnie przymocuj nogi po obu stronach stołu za pomocą gumek; utrzymuj znieczulenie. Umieść dwie zwinięte sterylne gazy 4x4 pod szyją, aby lekko się rozciągnąć, aby uzyskać lepszą ekspozycję. Wykonaj 2 cm brzuszne nacięcie skóry szyjki macicy na prawo od linii środkowej szyi na poziomie obojczyka za pomocą skalpela.
6. Cewnikowanie prawej żyły szyjnej
- Za pomocą hemostatu tępo wypreparuj prawą żyłę szyjną, oddziel tkanki ślinowe i limfatyczne, aby uwidocznić i wyizolować 5-milimetrowy odcinek naczynia. Używając jedwabnego szwu 4-0, umieść luźny krawat zarówno na czaszkowym, jak i ogonowym końcu naczynia, aby zmaksymalizować odsłonięcie naczynia. Za pomocą mikronożyczek chirurgicznych wykonaj nacięcie wystarczająco duże, aby przejść przez cewnik, w linii z naczyniem między dwiema ligaturami i zawiąż ligaturę czaszkową wokół naczynia.
- Wprowadzić cewnik żylny do naczynia w kierunku serca za pomocą haka do mikropreparowania i kleszczy, a następnie przesuwać cewnik, aż cały segment PU 3F znajdzie się w naczyniu. Użyj ligatur na końcach czaszki i ogona, aby przymocować cewnik do naczynia.
7. Cewnikowanie lewej tętnicy szyjnej
- Za pomocą hemostatu tępo wypreparuj mięsień omohyoidalny, aby odsłonić lewą tętnicę szyjną i wyizolować 5-milimetrowy odcinek naczynia. Upewnij się, że nerw błędny (koloru białego) jest całkowicie oddzielony od tętnicy. Uważaj, aby nie rozerwać ani nie złamać nerwu.
- Używając jedwabnego szwu 4-0, umieść luźny krawat na ogonowym końcu naczynia, zawiąż czaszkowy koniec naczynia i umieść zacisk buldoga doogonowo nad szwem, aby zatrzymać przepływ krwi po nacięciu. Za pomocą mikronożyczek chirurgicznych wykonaj nacięcie wystarczająco duże, aby przejść przez cewnik, w jednej linii z naczyniem między dwoma ligaturami. Wprowadzić cewnik tętniczy w kierunku serca za pomocą haka do mikropreparowania i kleszczy.
- Użyj gładkiego uchwytu na igłę bez blokady, aby mocno przytrzymać część cewnika wewnątrz naczynia przed zdjęciem zacisku bulldog. Przesuń cewnik za pomocą kleszczy, powoli poluzowując uchwyt igły, aż cały segment cewnika PU 2F znajdzie się w naczyniu. Zawiąż luźną więzadło ogonowe wokół cewnika i naczynia, aby zabezpieczyć, ale nie tak mocno, aby zatkać cewnik.
8. Za pomocą prostego hemostatu przeprowadź tunel 5 cm rurki z tyłu podskórnie za uchem i przez nacięcie między łopatkami. Zewnętrznie przeprowadź cewniki przez rurkę i wyjmij rurkę.
9. Zamknij nacięcie brzuszne trzema klipsami ze stali nierdzewnej, a nacięcie grzbietowe jedwabnymi szwami 4-0, aby zabezpieczyć zewnętrzne cewniki na miejscu.
10. Monitorowanie i opieka pooperacyjna
- Po cewnikowaniu zakończ znieczulenie i odzyskaj szczura w bocznej pozycji odleżynowej w klatce z podłożu celulozowym. Obserwuj szczury w odstępach 2-godzinnych przez co najmniej 4 godziny lub do momentu, gdy nie pojawią się żadne oznaki bólu, a następnie raz dziennie. Podawaj Ketoprofen [5 mg/kg, wstrzyknięcie podskórne (SQ)] natychmiast po zabiegu i co 12 godzin, jeśli szczur wykazuje oznaki bólu lub niepokoju. Z naszego doświadczenia wynika, że żadne szczury nie wymagały dodatkowego środka przeciwbólowego z powodu bólu po pierwszym wstrzyknięciu. Zaobserwowane cechy, które skłoniłyby do rozważenia dodatkowych dawek środka przeciwbólowego, obejmują między innymi; nieprawidłowa postawa; zwiększenie/zmniejszenie częstości oddechów, niegospodarność/nieutrzymanie, zakażenie/zapalenie miejsca nacięcia, wydzielina z oka, piloerekcja ("kolczasta sierść"), zmniejszenie aktywności w odpowiedzi na bodźce dźwiękowe lub dotykowe.
UWAGA: Szczury, które odzyskały zdrowie przez 72 godziny, które przybierają na wadze >10 g z masy ciała przed cewnikowaniem, zostaną włączone do badania.
11. Połączenie z systemem hemodynamicznym
- Po wyzdrowieniu należy włączyć do badania zdrowe szczury (przyrost masy ciała > 10 g). Umieść szczury w komorze Lucite i znieczulenie zgodnie z wcześniejszym opisem.
- Umieść sterylną serwetkę na stole operacyjnym ze sterylnym hemostatem, mikrokleszkami, strzykawkami 1 ml z dołączoną igłą.
UWAGA: Końcówki hemostatu powinny być pokryte gumą, aby uniknąć uszkodzenia cewnika. Umieść znieczulonego szczura na stole operacyjnym w pozycji brzusznej i umieść nos w stożku nosa, aby utrzymać znieczulenie (3-5%) przy spontanicznych oddechach. - Zacisnąć cewniki tętnicze i żylne za pomocą pary hemostatów z gumową nasadką tuż pod metalowymi kołkami zatyczki. Za pomocą kleszczy usuń metalową szpilkę na końcu cewnika i przymocuj strzykawkę o pojemności 1 ml wypełnioną solą fizjologiczną heparyny z dołączoną igłą. Z kolei usuń hemostatyki i odjęj 0,1 ml, aby upewnić się, że cewniki są opatentowane.
- Ponownie zaciśnij cewniki, wyjmij igłę i przymocuj ten koniec do dłuższego cewnika (wstępnie przepłukanego solą fizjologiczną z heparyny), który jest podłączony do krętlika i przymocowany do górnej części klatki pudełka po butach. Podłącz te cewniki do przetworników w celu gromadzenia i rejestrowania danych, pobierania próbek lub infuzji.
UWAGA: Wszystkie cewniki są zabezpieczone zwiniętymi przewodami sprężynowymi wystarczająco długimi, aby umożliwić zwierzęciu pełny zakres ruchu w klatce. - Po podłączeniu cewnika zakończ znieczulenie i odzyskaj zwierzęta w pozycji mostkowej w klatce z ściółką celulozową. Aby utrzymać drożność cewnika tętniczego, należy ręcznie przepłukiwać linie 0,05 ml soli fizjologicznej z heparyny (50 j.m./ml) co 1 godzinę przez 24 godziny, co zbiega się z regularnymi ocenami zwierząt.
12. Pobieranie krwi, monitorowanie ciśnienia i podawanie leków
- Podłączyć pustą strzykawkę do kurka podłączonego do cewnika tętniczego i pobrać 0,6 ml płynu do spłukiwania w linii. Podłączyć strzykawkę z próbką, pobrać próbkę i zwrócić 0,6 ml płynu do płukania w linii, a następnie 0,7 ml płukania roztworem soli fizjologicznej w kolorze heparyny.
- Korzystaj ze sprzętu i oprogramowania do akwizycji danych, aby w sposób ciągły mierzyć i rejestrować MAP i tętno.
- Podłączyć automatyczny system dostarczania leków (ADDS) do cewnika żylnego.
UWAGA: ADDS dostosowuje szybkość infuzji leku wazopresyjnego (wysoka, niska lub 0 dawka) w oparciu o wykryty MAP do utrzymywanego ciśnienia w normalnym zakresie fizjologicznym.
Wyniki
Zmiany ciśnienia naczyniowego są przenoszone przez wypełnione płynem cewniki (Rycina 1) i przekształcane w sygnały elektryczne reprezentowane przez przebiegi hemodynamiczne (Ryciny 2, 3). Bez dostępu naczyniowego wykonanie tych pomiarów nie byłoby możliwe. Streaming przebiegów w czasie rzeczywistym umożliwia detekcję i analizę zmian w skali każdego pojedynczego uderzenia serca (Rycina 2). Zmniejszenie skali czasu przebiegów pozwala na ilościowe określenie zmian zachodzących w dłuższych odstępach czasu (od minut do dni) (Rycina 3, górne 4 przebiegi), co można skorelować ze zmianami w tempie infuzji leków wazopresyjnych (Rycina 3, dolne 4 przebiegi).
Rysunek 1. Projekt cewnika: Szczegóły komponentów cewników tętniczych i żylnych. PU, poliuretan; PE, polietylen (długość segmentu) Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.
Rycina 2. Przebiegi MAP w czasie rzeczywistym u 4 typowych gryzoni 7 dni po cewnikowaniu w okresie 7 s. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 3. Skompresowane w czasie przebiegi MAP u 4 typowych gryzoni (4 górne przebiegi) 7 dni po cewnikowaniu w ciągu 1 h. Gdy MAP zostanie uśredniony (4 dolne przebiegi), wartość ta jest wykorzystywana do wyzwalania odpowiedzi pompy infuzyjnej ADDS: zwiększenia przepływu (high, < 90 mmHg), zmniejszenia przepływu (low, <100 mmHg) lub zatrzymania przepływu (stop, >110). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dyskusja
Badanie podejść terapeutycznych do klinicznego modelu choroby wymaga możliwości dokładnego monitorowania hemodynamicznego, co wymaga dostępu naczyniowego. W naszym modelu sepsy cewnikowanie tętnicze zapewnia ogólnoustrojowe monitorowanie ciśnienia, a cewnikowanie żylne pozwala na zastosowanie standardowej terapii klinicznej. Standardowa terapia sepsy obejmuje wlew antybiotyków w leczeniu infekcji bakteryjnych oraz wlew płynów i leków wazopresyjnych w celu utrzymania ciśnienia tętniczego w pożądanym zakresie. Oba cewniki służą do pobierania próbek krwi. W tym projekcie zastosowanie programowalnych pomp infuzyjnych z automatycznym wyzwalaniem szybkości infuzji wazopresora w oparciu o średnie ciśnienie tętnicze w czasie rzeczywistym stanowi postęp w stosunku do warunków klinicznych, które wymagają ręcznego miareczkowania przez personel medyczny, a w warunkach przedklinicznych umożliwia zastosowanie tej metody leczenia do badania dużej liczby zwierząt.
Pewne komplikacje wystąpiły na wczesnym etapie opracowywania modelu. Obejmowały one częściową niedrożność cewników tętniczych i żylnych z powodu nadmiernego zaciśnięcia, wiązania na składnikach PU2 i PU3 (1-2%); niewłaściwe umieszczenie cewnika żylnego szyjnego w małej gałęzi (<1%); niewyjaśniony nagły zgon po wyzdrowieniu (brak widocznego zakrzepu w płucach lub innego uszkodzenia narządu), (1-2%) ustąpiony przez utrzymanie stężenia izofluranu na poziomie 2-3,5% przy natężeniu przepływuO2 wynoszącym 2 l/min. Nie obserwowano innych częstych powikłań chirurgicznych, takich jak krwotok, miejscowe zakażenie i samookaleczenie. Po osiągnięciu biegłości chirurgicznej każdy zabieg powinien być w stanie wykonać w czasie nie dłuższym niż 15 minut. Można oczekiwać, że wskaźnik sukcesu mierzony jako zdrowy powrót do zdrowia i opatentowanie cewników przekroczy 90% po pełnym przeszkoleniu. W każdym badaniu uwzględnia się dodatkowe zwierzę, aby zminimalizować utratę danych i całkowitą liczbę potrzebnych zwierząt oraz uwzględnić nieudany cewnik, który może być "tylko infuzją" lub śmiertelnością z powodu powikłań.
Najważniejszym krokiem w tej procedurze jest zaprojektowanie i umieszczenie cewników. Materiały muszą być miękkie na końcu, aby nie przebijać ścianki naczynia bez zbyt łatwego zaciskania. Korpus cewnika musi być sztywniejszy (niż końcówka), aby mógł wystarczająco wsunąć się do naczynia i być zamocowany na miejscu. Rysunek 1 przedstawia 3 średnice rurek, które są połączone z cewnikiem tętniczym i 2 rurki o różnej średnicy połączone z cewnikami żylnymi. Elementy te są wsuwane jeden w drugi, aby zmniejszyć średnicę cewnika na końcówce i są sklejane ze sobą za pomocą dodanych kotew, aby zapewnić utrzymanie umieszczenia cewnika w naczyniu lub sercu.
Po odzyskaniu i połączeniu z krętlikiem i linką, przebiegi MAP i CVP powinny wyglądać podobnie do danych przedstawionych na rysunku 2. Aby utrzymać drożność cewnika tętniczego podczas monitorowania, należy wykonywać cogodzinne płukanie roztworem soli fizjologicznej heparyny (0,05 ml). Ciągły wlew utrzymuje drożność cewnika żylnego. Podczas podłączania i spłukiwania linii należy zwrócić szczególną uwagę, aby upewnić się, że w przewodzie nie ma pęcherzyków powietrza. Pęcherzyk powietrza o pojemności ≥0,1 ml może spowodować zator w płucach, mózgu lub innych narządach. Przebiegi hemodynamiczne są rejestrowane i analizowane w trakcie badania. Podczas kompresji czasu w osi x, rycina 3 przedstawia zmiany MAP i CVP w ciągu 1 godziny, a także zmiany szybkości i efektu infuzji wazopresora.
Procedura ma kilka potencjalnych ograniczeń. W naszych badaniach cewniki pozostają opatentowane przez okres do 11 dni. Nie wiadomo, jak długo cewniki pozostaną opatentowane po upływie tego okresu. Aby dopasować cewniki zgodnie z opisem, istnieje minimalny rozmiar naczyń krwionośnych, który w przybliżeniu koreluje z masą gryzoni, co wymaga, aby zwierzęta włączone do tego badania ważyły więcej niż 200 g. Zastosowanie cewnika o mniejszej średnicy spowodowałoby zwiększenie oporów przepływu, zmniejszając drożność. Uzyskanie pomiaru ciśnienia w żyle centralnej wymaga precyzyjnego umieszczenia cewnika w przedsionku wystarczającym do uwzględnienia wielkości i wzrostu w okresie badania i może stanowić wyzwanie.
Po opanowaniu, cewnikowanie tętnicze i naczyniowe może stanowić podstawę dla szerokiej gamy modeli gryzoni wymagających monitorowania hemodynamicznego, pobierania próbek krwi i infuzji płynów lub terapii, jednocześnie minimalizując ból i niepokój podczas instrumentacji lub obsługi po wyzdrowieniu. W rzeczywistości, w połączeniu z poprzednią publikacją JOVE10 opisującą cewnikowanie żyły udowej, z powodzeniem wykonaliśmy ten model z 3 wszczepionymi cewnikami.
Oświadczenia
Autorzy nie mają potencjalnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Intramural NIH program wspierał rozwój tego modelu. Wsparcie wydawnicze zapewniły Harvard Apparatus Inc. i ADInstruments Inc. Praca autorów została wykonana w ramach badań finansowanych przez rząd USA; jednak wyrażone opinie niekoniecznie są opiniami National Institutes of Health.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Proste mikrokleszcze preparacyjne | chirurgiczne | Roboz | RS-8102 |
| Delikatne proste kleszcze hemostatyczne | Narzędzie chirurgiczne | Roboz | RS-7114 |
| Delikatne zakrzywione kleszcze hemostatyczne | Miltex | Instrument | chirurgiczny |
| Serrefine zakrzywiony, bardzo delikatny mikro zacisk | Roboz | RS-5471 | instrument chirurgiczny |
| Hak do mikropreparacji | Instrument chirurgiczny | Miltex | 19-220 |
| Kątowe na krawędzi nożyczki sprężynowe do mikro preparacji | Roboz | RS-5618 | instrument chirurgiczny |
| Lekkie nożyczki operacyjne | Roboz | RS-6750 | instrument chirurgiczny |
| Rękojeść i ostrze skalpela (#10) | Chirurgiczny | instrument chirurgiczny | Cincinnati RS-9843 |
| Zestaw jedwabnych szwów 4-0 z zakrzywioną igłą | Instrument chirurgiczny | Ethicon | FS-2 |
| Prosty uchwyt na igłę do mikroszycia | Instrument chirurgiczny | Roboz | RS-6410 |
| Klips do ran | Instrument chirurgiczny | Stoelting | 59027 |
| Sterylna gaza 2"x2" | Dynarex | 3362 | gaza eksploatacyjna |
| 4"x4" | Covidien | 2556 | materiały eksploatacyjne |
| Waporyzator anestezjologiczny | Sprzęt | do V703001 chirurgicznego | |
| Pudełko Lucite | Wyposażenie niestandardowe | ||
| Sprzęt Isoflurane | Baxter | ||
| Stół zstępujący Sprzęt | |||
| Stołowa platforma chirurgiczna | Sprzęt | ||
| Cewnik tętniczy | na zamówienie - Scientific Commodities Inc. | Standardowy | |
| cewnik dożylny | - Scientific Commodities Inc. | materiały eksploatacyjne | |
| System akwizycji danych | Sprzęt ADInstruments | Powerlab 16/30 | |
| Oprogramowanie do analizy danych | ADInstruments | LabChart v7.3 | |
| Sprzęt Programowalne pompy infuzyjne | Aparatura Harvarda | Sprzęt PHD Ultra |
Bibliografia
- Buckingham, R. E. Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat. J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).
- Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat. J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).
- Solomon, S. B., et al. Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection. J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).
- Cui, X., et al. Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model. Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).
- Quezado, Z. M., Natanson, C. Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock. Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).
- Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis. J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).
- Qiu, P., et al. The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model. Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).
- Cui, X., et al. Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model. J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).
- Karzai, W., et al. Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats. Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).
- Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496(2012).
Przedruki i uprawnienia
