Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przygotowanie tkanki dawcy rogówki do keratoplastyki śródbłonka błony Descemeta

15K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51919

⸱

17 września 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, University of Michigan, 2MidWest Eye Banks

W tym artykule

Podsumowanie

Śródbłonkowa keratoplastyka jest techniką chirurgiczną, która stale ewoluuje, ponieważ postęp prowadzi do przeszczepu cieńszych przeszczepów z każdym kolejnymkrokiem 1. W tym miejscu przedstawiamy technikę kontrolowanego ręcznego preparowania tkanek, która umożliwia bezpieczne i powtarzalne oddzielenie śródbłonka i błon Descemeta od guzików twardówkowych dawcy do przeszczepu2.

Streszczenie

Keratoplastyka śródbłonkowa Descemeta (DMEK) to forma przeszczepu rogówki, w której tylko pojedyncza warstwa komórkowa, śródbłonek rogówki, wraz z jej błoną podstawną (błona Descemeta) jest wprowadzana do tylnego zrębu biorcy3. W przeciwieństwie do zautomatyzowanej keratoplastyki śródbłonka (DSAEK) firmy Descemet, w której wprowadzany jest dodatkowy zrąb dawcy, nie powstaje nienaturalne połączenie zrębu do zrębu. W rezultacie naturalna anatomia rogówki zostaje zachowana w jak największym stopniu, co pozwala na skrócenie czasu rekonwalescencji i poprawę ostrości wzroku4. Keratoplastyka śródbłonka (EK) jest zabiegiem z wyboru w leczeniu dysfunkcji śródbłonka. Do zalet EK należy szybkie odzyskanie wzroku, zachowanie integralności oka oraz minimalna zmiana refrakcyjna dzięki zastosowaniu małego, obwodowego nacięcia1. DSAEK wykorzystuje tkankę dawcy przygotowaną z częściowej grubości zrębu i śródbłonka. Szybki sukces i wykorzystanie tej procedury można przypisać dostępności wstępnie pociętej tkanki przygotowanej przez bank oczu. Korzyści płynące z przygotowania tkanki dawcy z banku oka obejmują wyeliminowanie konieczności stosowania specjalistycznego sprzętu na sali operacyjnej oraz dostępność zapasowej tkanki dawcy w przypadku perforacji tkanki podczas preparacji. Ponadto przygotowanie dużej objętości tkanki dawcy przez techników banku oka może zapewnić poprawę jakości tkanki dawcy. DSAEK może mieć ograniczoną najlepiej skorygowaną ostrość wzroku ze względu na utworzenie interfejsu zrębu między rogówką dawcy i biorcy. Eliminacja tego interfejsu przy przeszczepieniu tylko błony i śródbłonka dawcy Descemeta w DMEK może poprawić wyniki wizualne i zmniejszyć powikłania po EK5. Podobnie jak w przypadku DSAEK, długoterminowy sukces i akceptacja DMEK zależy od łatwości dostępności wstępnie wyciętej, przygotowanej w banku oka tkanki dawcy. W tym miejscu przedstawiamy stopniowe podejście do przygotowania tkanek dawcy, które może zmniejszyć niektóre bariery, z jakimi borykają się banki oczu przy dostarczaniu przeszczepów DMEK.

Wprowadzenie

Keratoplastyka śródbłonka (EK) szybko zastąpiła keratoplastykę penetrującą (PKP) jako procedurę z wyboru w leczeniu chorób śródbłonka, stanowiąc ponad 50% wszystkich przeszczepów wykonanych w Stanach Zjednoczonych w 2012 roku6. PKP jest ograniczona przez długotrwałą rehabilitację wzrokową z wysokim astygmatyzmem i niestabilnością refrakcji, utratą integralności gałki ocznej i powikłaniami związanymi z zakładaniem szwów. Procedury EK wczesnej generacji, w tym keratoplastyka śródbłonka głębokiego blaszki (DLEK), polegały na ręcznym rozwarstwieniu zrębu rogówki z przeszczepem tkanki dawcy o częściowej grubości. Procedury te były skuteczne w przeszczepianiu tkanki śródbłonka dawcy przy zachowaniu nienaruszonej powierzchni rogówki, ale były trudne technicznie i skutkowały ograniczoną najlepszą skorygowaną ostrością wzroku z powodu nieregularnego interfejsu blaszkowatego rogówki1. Obecnie preferowaną procedurą EK jest keratoplastyka śródbłonka Descemeta (DSEK), która zapewnia przejrzystość rogówki z szybszym odzyskiwaniem wzroku, minimalizuje pooperacyjną wadę refrakcji i astygmatyzm oraz zmniejsza ryzyko rozejścia się ran pourazowych przy zachowaniu powierzchni rogówki7. Zabieg ten polega na usunięciu chorej błony i śródbłonka Descemeta i zastąpieniu go tkanką rogówki dawcy o częściowej grubości, zawierającą nową warstwę komórek śródbłonka. Rogówkę dawcy preparuje się mikrokeratomem w celu przygotowania przeszczepianej tkanki tylnej8. Przygotowanie tkanki dawcy przez banki oczu odegrało zasadniczą rolę w szybkim wzroście i prawdopodobnie powodzeniu tej procedury. Prawie 16-krotny wzrost liczby zabiegów DSEK w Stanach Zjednoczonych w latach 2005-2012 odpowiada prawie połowie tkanek przygotowywanych obecnie przez banki oczu6.

Chociaż DSEK może poprawić ostrość widzenia do 20/40 lub lepiej, większość pacjentów nie osiąga widzenia 20/20 z powodu zamglenia interfejsu zrębu i zwiększonego rozpraszania światła przez dodanie tkanki zrębudawcy 7. Technika chirurgiczna EK rozwinęła się do keratoplastyki śródbłonka błonowego Descemeta (DMEK), która polega na przeszczepieniu tylko błony Descemeta (DM) i śródbłonka dawcy. Ta procedura ma większy odsetek pacjentów, którzy osiągają widzenie 20/20, szybszy powrót do zdrowia i mniejsze ryzyko odrzucenia śródbłonka9. Jednak przygotowanie tkanki dawcy jest trudniejsze ze względu na cieńsze wymiary przeszczepu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Ustawienie sterylnego pola

  1. Załóż odpowiedni strój, w tym czapkę i maskę. Nosić okulary ochronne podczas przebywania w pomieszczeniu zabiegowym.
  2. Przygotuj obszar przetwarzania. Podczas korzystania z pomieszczenia procesowego należy utrzymywać ciągłą pracę wentylatora, aby wytworzyć nadciśnienie w pomieszczeniu.
  3. Zbierz wszystkie zapasy. Sprawdź daty ważności, integralność opakowania i wskaźnik sterylizacji.
  4. Umyj ręce i załóż niesterylne rękawiczki.
  5. Otwórz sterylne zestawy, aby utworzyć sterylne pole. W przypadku korzystania z pomieszczenia do przetwarzania należy położyć zestawy na stole i aseptycznie otworzyć opakowania. Nie używaj zewnętrznych 11/2 cala folii jako części sterylnego pola, ponieważ ten segment jest uważany za niesterylny.
  6. Stosując technikę aseptyczną, otwórz i upuść sterylne przedmioty na sterylne pole, chyba że są już częścią gotowego opakowania.
  7. Przesuń mikroskop tak, aby znajdował się nad sterylnym polem, włącz źródło światła mikroskopu i w razie potrzeby wyreguluj okulary.
  8. Pobrać tkankę rogówki, która ma zostać usunięta (w pożywce konserwującej) i umieścić obok przygotowanego sterylnego obszaru obróbki. Poluzuj nasadkę komory obserwacyjnej i pozwól jej spoczywać na podstawie komory obserwacyjnej bez gwintów. Wyrzuć niesterylne rękawice.
  9. Otwórz jedną parę sterylnych rękawiczek i sterylny fartuch ręcznikiem.
  10. Wykonaj peeling chirurgiczny. Załóż sterylny fartuch, a następnie sterylne rękawiczki.
  11. Otwórz skrzynki z instrumentami, aby wszystkie materiały były dostępne. Otwórz zasłonę nieprzepuszczalną dla wilgoci, aby stworzyć obszar roboczy.
  12. Podłączyć igłę do strzykawki o pojemności 5 cm3. Za pomocą hemostatu przygotuj igłę 30 G, umieszczając zagięcie 1 mm od skosu, a drugie zagięcie 1 mm od podstawy (aby utworzyć kształt litery "S").
  13. Zmontować szklaną strzykawkę do niebieskiego barwnika trypanowego, umieszczając tłok w strzykawce i dokręcając tłok palcem. Załóż kaniulę.
  14. Podłącz kaniulę do butelki ze zrównoważonym roztworem soli (BSS).
  15. Oddziel stempel trepanacyjny od bloku próżniowego i odłóż na bok. Wyśrodkuj blok podciśnieniowy w polu view mikroskopu.
  16. Ustaw ostrość bloku podciśnienia, regulując ustawienia mikroskopu.

2. Procedura przygotowania tkanek dawcy

  1. Podnieś pokrywę komory widokowej za pomocą kwadratu foliowego jako bariery. Drugą ręką i za pomocą kleszczy delikatnie chwyć rogówkę za krawędź twardówki, aby usunąć rogówkę. Załóż pokrywę viewkomora.
  2. Całkowicie wciśnij strzykawkę ssącą, a następnie umieść nabłonek rogówki do dołu na bloku próżniowym i upewnij się, że jest wyśrodkowany. (Rysunek 1)
  3. Delikatnie opuść pierścień osadzenia na blok podciśnieniowy za pomocą słupków prowadzących. Włączyć podciśnienie, powoli zwalniając tłok sstrzykawki. Zdejmij pierścień gniazda i odłóż na bok. (Rysunek 2).
  4. Wykonaj częściową trepanację, aby przebić się przez błonę Descemeta.
  5. Dostosuj powiększenie i ostrość mikroskopu, aby tkanka była dobrze uwidoczniona.
  6. Przechyl blok próżniowy i użyj sterylnej włóczni wacika umieszczonej na rąbku, aby usunąć nadmiar pożywki. (Rysunek 3)
  7. Umieść wystarczającą ilość plamy na rąbku, aby zabarwić krawędź naciętej błony Descemeta. Pozostaw plamę na śródbłonku przez 60-90 sekund (Rysunek 4)
  8. Usuń plamę:
    1. Przechyl blok próżniowy, aby wylać plamę z rogówki na gazik.
    2. Użyj włóczni chirurgicznych, aby usunąć nadmiar plamy z rąbka rogówki, uważając, aby nie dotknąć śródbłonka. (Rysunek 5)
  9. Użyj kilku kropli BSS, aby przepłukać rogówkę z roztworu barwiącego i sterylnych włóczni wacików, aby usunąć nadmiar BSS. (Rysunek 6)
  10. Umieść 1-2 krople BSS na brzegu twardówki, aby zapobiec wysuszeniu tkanki. Powtarzaj w razie potrzeby przez cały czas trwania procedury.
  11. Wykonaj częściową sekcję błony Descemeta:
    1. Zaczynając od miejsca, w którym rurka łączy się z blokiem próżniowym, za pomocą otwartych kleszczy umieść jedną końcówkę na krawędzi znacznika nacięcia i delikatnie oddziel błonę i śródbłonek Descemeta od zrębu. (Rysunek 7).
    2. Oddzielić błonę Descemeta i śródbłonek nie dalej niż 1 mm od naciętej krawędzi i kontynuować sekcję 360° dookoła. (Rysunek 8).
    3. Zanotuj lokalizację wszelkich mikro rozdarć, umieszczając kropkę na bloku podciśnienia za pomocą markera skóry.
      UWAGA: Jeśli trepanacja nie przeniknęła całkowicie przez membranę Descemeta, użyj skośnej krawędzi przygotowanej igły 30 G, aby w razie potrzeby uzupełnić nacięcie przez membranę Descemeta, a następnie w razie potrzeby ponownie nałóż barwnik. Jeśli adhezjalność błony Descemeta utrudnia częściowe rozwarstwienie, w razie potrzeby usuń śródbłonek poza obszar trefinacji.
  12. Użyj kleszczy, aby usunąć wszelkie znaczniki śródbłonka, które zachodzą na znacznik nacięcia.
  13. Weź pod uwagę położenie wcześniej zaznaczonych mikro rozdarć i obróć blok podciśnienia tak, aby największy znajdował się na godzinie 6. Stanie się to zawiasem klapy.
  14. Za pomocą kleszczy chwyć membranę Descemeta na godzinie 12. Delikatnie oddziel membranę Descemeta od zrębu, obierając się w kierunku zawiasu. Utwórz zawias, zatrzymując separację 2 mm od znaku nacięcia.
    UWAGA: Krawędzie peryferyjne klapy zaczną się przewijać podczas separacji. (Rysunek 9).
  15. Delikatnie połóż klapkę z powrotem na miejscu na zrębie. Użyj włóczni BSS i wacików, aby odwinąć śródbłonek i przywrócić go do pierwotnej pozycji. (Rysunek 10A-C)
  16. Usuń resztki płynu spomiędzy błony Descemeta i zrębu za pomocą sterylnych włóczni wacika, aby klapka pozostała na swoim miejscu. (Rysunek 11)
  17. Użyj sterylnych włóczni do wacików, aby wchłonąć nadmiar wilgoci z twardówki w pobliżu zawiasu. Użyj markera skóry, aby narysować grot strzałki na krawędzi twardówki wskazujący środek zawiasu, usuń nadmiar atramentu za pomocą sterylnej włóczni do wacików. (Rysunek 12)
  18. Uwolnić podciśnienie, naciskając tłok strzykawki podłączonej do bloku podciśnienia. Gdy podciśnienie jest wyłączone, użyj kleszczy, aby usunąć rogówkę z bloku próżniowego.
  19. Podnieś pokrywę komory widokowej za pomocą kwadratu foliowego jako bariery. Umieść rogówkę w komorze obserwacyjnej, śródbłonkiem do góry i załóż pokrywę komory obserwacyjnej.
  20. Powtórz powyższe kroki procedury z mate rogówką, jeśli ma to zastosowanie. Użyj gazy do oczyszczenia bloku próżniowego przed przetworzeniem drugiej tkanki.
  21. Dokręcić pokrywę (pokrywy) komory podglądu i usunąć tkankę z obszaru przetwarzania.
  22. Rozbij sterylne pole, pozbywając się przedmiotów zgodnie z Planem Gospodarki Odpadami Niebezpiecznymi Biologicznymi. Zdjąć zanieczyszczone rękawice i fartuch. Umyj ręce i załóż niesterylne rękawiczki.
  23. Wykonaj ocenę lampy szczelinowej po cięciu i mikroskopię zwierciadlaną rogówki (rogówek) i zapisz wyniki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Prawidłowe oddzielenie błony Descemeta (DM) i śródbłonka od stromy jest niezbędne podczas przygotowywania wstępnie pociętej tkanki do zabiegu DMEK. W celu oceny wykonalności i powtarzalności techniki przygotowania chirurgicznego przez dwóch techników banku tkanek wykorzystano pięćdziesiąt rogówek dawców o średnim wieku 65 ± 6 lat (zakres 55-75), czasie od śmierci do przetworzenia 5,9 ± 2,3 dni (zakres 1-10) oraz gęstości komórek śródbłonka (ECD) wynoszącej 2 616 ± 321 komórek/mm2 (zakres 2 049-3 247). Odsetek ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Warstwa komórek śródbłonka rogówki odgrywa kluczową rolę w utrzymaniu czystości rogówki poprzez odwodnienie. Choroby komórek śródbłonka mogą prowadzić do znacznego upośledzenia widzenia. DMEK ma na celu zastąpienie chorych komórek śródbłonka przeszczepem dawcy składającym się z błony Descemeta i warstwy komórek śródbłonka. Przygotowanie tkanki dawcy z nienaruszoną cukrzycą i odpowiednią liczbą komórek śródbłonka ma kluczowe znaczenie dla przeżycia przeszczepionej tkanki. Rozerwanie cukrzycy podczas przygotowywania tkanki...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Hassan Tausif i dr Navasuja Chandrasekaran nie mają nic do ujawnienia. Doktorzy Mian, Shtein i Woodward są dyrektorami medycznymi Michigan Eye Bank. Pan Mavin, pan Titus i pani Johnson są pracownikami Midwest Eye Banks.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
VisionBlueD.O.R.C., Zuiland, HolandiaBRAK INFORMACJI Dziurkacz
próżniowy BarronKatena, Denville, New JerseyK20-2112

Bibliografia

  1. Fernandez, M., Afshari, N. Endothelial Keratoplasty: From DLEK to DMEK. Middle East African Journal of Ophthalmology. 17 (1), 5-8 (2010).
  2. Kruse, F., et al. A Stepwise Approach to Donor Preparation and Insertion Increases Safety and Outcome of Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty. Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).
  3. Dapena, I., Moutsouris, K., Droutsas, K., Ham, L., van Dijk, K., Melles, G. Standardized 'No-Touch' Technique for Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty. Archives of Ophthalmology. 129, 88-94 (2011).
  4. Tourtas, T., Laaser, K., Bachmann, B., Cursiefen, C., Kruse, F. Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty versus Descemet Stripping Automated Endothelial Keratoplasty. American Journal of Ophthalmology. 153 (6), 1082-1090 (2012).
  5. Guerra, F., Anshu, A., Price, M., Price, F. Endothelial Keratoplasty: fellow eyes comparison of Descemet stripping automated endothelial keratoplasty and Descemet membrane endothelial keratoplasty. Cornea. 30 (12), 1382-1386 (2011).
  6. 2012 Eye Banking Statistical Report: Surgical Use and Indications for Corneal Transplant Statistical Report Analysis. , Eye-Bank Association of America. (2012).
  7. Price, M., Price, F. Descemet's stripping endothelial keratoplasty. Current Opinion Ophthalmology. 18 (4), 290-294 (2007).
  8. Woodward, M., Titus, M., Mavin, K., Shtein, R. Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty. Journal of Visualized Experiments. (64), e3847(2012).
  9. Price, M., Price, F. Descemet's membrane endothelial keratoplasty surgery: update on the evidence and hurdles to acceptance. Current Opinion Ophthalmology. 24 (4), 329-335 (2013).
  10. Venzano, D., Pagani, P., Randazzo, N., Cabiddu, F., Traverrso, C. Descemet Membrane air-bubble separation in donor cornea. Journal of Cataract and Refractive Surgery. 36 (12), 2022-2027 (2010).
  11. Price, F., Price, M. DSEK: What you need to know about endothelial keratoplasty. , SLACK Inc.. Thorofare, NJ. (2009).
  12. Studeny, P., Sivekova, D., Lieheova, K., Vokrojova, M., Kuchynka, P. Hybrid technique of lamellar keratoplasty (DMEK-S). Journal of Ophthalmology. 2013, 2013.254383(2013).
  13. Muraine, M., Gueudry, J., He, Z., Piselli, S., Lefevre, S., Toubeau, D. Novel technique for the preparation of corneal grafts for Descemet membrane endothelial keratoplasty. American Journal of Ophthalmology. 156 (5), 851-859 (2013).
  14. Lie, J. T., Birbal, R., Ham, L., van der Wees, J., Melles, G. R. Donor tissue preparation for Descemet membrane endothelial keratoplasty. Journal of Cataract Refractive Surgery. 34 (9), 1578-1583 (2008).
  15. Kruse, F. E., Laaser, K., Cursiefen, C., Heindl, L. M., Schlotzer-Schrehardt, U., Riss, S., Bachmann, B. O. A stepwise approach to donor preparation and insertion increases safety and outcome of Descemet membrane endothelial keratoplasty. Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).
  16. Rudolph, M., Kaaser, L., Bachmann, B., Cursiefen, C., Epstein, D., Kruse, F. Corneal higher-order aberrations after Descemet’s membrane endothelial keratoplasty. Ophthalmology. 119 (3), 528-535 (2012).
  17. Price, F., Price, M. Evolution of endothelial keratoplasty. Cornea. 32, 28-32 (2013).
  18. Dapena, I., Dapena, L., Dirisamer, M., Ham, L., Melles, G. Visual acuity and endothelial cell density following Descemet membrane endothelial keratoplasty (DMEK). Arch Soc Esp Oftalmol. 86 (12), 395-401 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Endotelialna keratoplasty błony Descemetaczęściowe trepanowaniepeeling błony Descemetatechnika dyssekcji stromyprzetwarzanie tkanek z banku oczutransplantacja endotelium rogówkimontaż w bloku próżniowymprzygotowanie pola sterylnegoocena po przygotowaniu
Przygotowanie tkanki dawcy rogówki do keratoplastyki śródbłonka błony Descemeta
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.