Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przygotowanie komórek adherentnych do obrazowania fluorescencji rentgenowskiej metodą utrwalania chemicznego

8.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52370

⸱

12 marca 2015

 , 
1X-ray Science Division, Advanced Photon Source, Argonne National Laboratory, 2Department of Physics and Astronomy, Northwestern University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół, jak określić ilość i rozkład metali w próbce za pomocą synchrotronowej fluorescencji rentgenowskiej. Skupiamy się na komórkach przylegających i opisujemy metodę chemicznego utrwalania w celu przygotowania tej próbki. Następnie opisujemy, jak zamontować i zobrazować próbkę za pomocą synchrotronowego promieniowania rentgenowskiego.

Streszczenie

Obrazowanie fluorescencji rentgenowskiej pozwala nam nieniszcząco mierzyć rozkład przestrzenny i koncentrację wielu pierwiastków jednocześnie na dużych lub małych obszarach próbki. Znalazł zastosowanie w wielu dziedzinach nauki, w tym w materiałoznawstwie, naukach o Ziemi, badaniu dzieł dziedzictwa kulturowego oraz w biologii chemicznej. Na przykład w przypadku biologii chemicznej wizualizacja rozmieszczenia metali w komórkach pozwala nam badać zarówno naturalnie występujące w komórkach jony metali, jak i egzogennie wprowadzone metale, takie jak leki i nanocząstki. Ze względu na w pełni uwodniony charakter prawie wszystkich próbek biologicznych, krioutrwalanie, po którym następuje obrazowanie w temperaturze kriogenicznej, stanowi idealną dostępną obecnie metodę obrazowania. Jednak w okolicznościach, w których taka kombinacja nie jest łatwo dostępna lub praktyczna, chemiczne wiązanie na bazie aldehydu pozostaje użyteczne, a czasem nieuniknione. W artykule tym opisano jak najbardziej szczegółowo przygotowanie przylegających komórek ssaków przez chemiczne utrwalanie do obrazowania fluorescencyjnego promieniowaniem rentgenowskim.

Wprowadzenie

Obrazowanie fluorescencyjne rentgenowskie pozwala na przestrzenne określenie zarówno tożsamości, jak i ilości pierwiastków obecnych w próbce. Padające promienie rentgenowskie o energii wybranej jako większa niż energia wiązania elektronów najcięższego pierwiastka będącego przedmiotem zainteresowania, pokonują energię wiązania elektronów powłoki wewnętrznej z jądrem1. W ten sposób powstaje "" w powłoce elektronowej. Gdy elektrony o wyższej energii opadają do tych, emitowane są fluorescencyjne promieniowanie rentgenowskie, którego długość fali zależy od separacji energetycznej tych orbitali. Ponieważ odstępy energetyczne orbitali są charakterystyczne dla danego pierwiastka, emisja fluorescencji promieniowania rentgenowskiego ma również charakterystyczne długości fal, zależne od pierwiastka. To właśnie ta emisja na charakterystycznej długości fali pozwala na identyfikację obecnych pierwiastków. Kalibracja intensywności fluorescencji pozwala na ilościowe określenie obecnych pierwiastków.

Mikroskopia fluorescencji rentgenowskiej (XFM) stała się coraz bardziej stosowana, częściowo dzięki rozwojowi bardzo jasnych źródeł synchrotronu rentgenowskiego, takich jak te w Spring-8 w Japonii, Europejski Synchrotron Radiacyjny (ESRF) we Francji i Zaawansowane Źródło Fotonów (APS) w USA2. Źródła te zapewniają wiązki promieniowania rentgenowskiego o bardzo dużym natężeniu. Jednocześnie ulepszenia w optyce rentgenowskiej, takie jak technologia płytek strefowych, pozwoliły na skupienie tych wiązek na punktach submikronowych, choć raczej nieefektywnie3. Przy wiązkach o bardzo dużej intensywności nawet stosunkowo niewielka ilość światła, którą można skupić, wystarcza do wzbudzenia metali endogennych w komórkach, wytwarzając sygnał, który można zmierzyć za pomocą obecnie dostępnej technologii detektorów. Tak więc badanie biologii chemicznej metali w komórce jest jednym z zastosowań, które wykorzystuje wiele najnowszych osiągnięć w tej technice4-10.

Istnieje wiele krytycznych czynników, które należy wziąć pod uwagę podczas stosowania XFM do badania rozkładu pierwiastków i kwantyfikacji hodowanych komórek ssaków lub innych próbek biologicznych. Po pierwsze, próbka musi być zachowana w stanie nienaruszonym, zarówno pod względem strukturalnym, jak i pod względem składu pierwiastkowego, aby pomiar był miarodajny. Po drugie, próbka musi być również w jakiś sposób zakonserwowana, aby była odporna na uszkodzenia promieniowania, które mogą być spowodowane przez skupioną wiązkę promieniowania rentgenowskiego. Jednym ze sposobów, w jaki próbka może spełniać oba te kryteria jednocześnie, jest szybkie zamrożenie w szklistym, amorficznym lodzie11,12. Szybkie zamrażanie często osiąga się za pomocą różnych technik kriokonserwacji, takich jak zamrażanie wgłębne lub zamrażanie pod wysokim ciśnieniem13-16. Ogólnie przyjmuje się, że kriokonserwacja zachowuje ogólną architekturę komórkową i skład chemiczny w próbkach biologicznych jak najbardziej zbliżonych do stanu rodzimego. Z drugiej strony, utrwalanie chemiczne, ze względu na powolną i selektywną penetrację utrwalaczy do komórek i tkanek, a także późniejsze zmiany przepuszczalności błony, może pozwolić na wypłukiwanie, utratę lub przemieszczenie różnych jonów komórkowych, zwłaszcza jonów dyfuzyjnych, takich jak Cl, Ca i K, co sprawia, że badanie tych pierwiastków jest nieoptymalne17-19. Pomimo wyraźnej przewagi kriofiksacji nad utrwalaniem chemicznym w ogóle, w szczególności w przypadku przylegających komórek ssaków, kriokonserwacja ma różne ograniczenia20-23. Najbardziej oczywistą z nich jest to, że nie każde laboratorium badawcze ma łatwy dostęp do instrumentów do krioprezerwacji. Większość obecnych zamrażarek wysokociśnieniowych, a nawet zamrażarek wgłębnych, jest kosztowna i posiada tylko podzbiór urządzeń kriogenicznych, które mogą znajdować się daleko od miejsca, w którym inkubowane są komórki. Korzyści płynące z kriokonserwacji mogą być zamienione na wadę stresu związanego z podróżą wywieranego na komórki. Tak więc, chociaż kriokonserwacja jest z pewnością najbardziej rygorystycznym sposobem przechowywania próbek do analizy fluorescencji rentgenowskiej, z pewnością nie jest najbardziej dostępna dla wszystkich badaczy w każdych okolicznościach; Nie zawsze jest to też konieczne – jeśli interesujące metale są ściśle związane z możliwymi do utrwalenia makrocząsteczkami, a rozdzielczość, w której próbka zostanie zobrazowana, jest większa niż uszkodzenie ultramikrostruktury, które może wystąpić podczas suszenia. Pamiętając o zastrzeżeniach24, odpowiednim wyborem może być chemiczne utrwalanie i suszenie.

Inne czynniki udanego eksperymentu z obrazowaniem fluorescencji rentgenowskiej obejmują właściwą analizę. Obrazowanie fluorescencyjne w promieniowaniu rentgenowskim to zasadniczo spektroskopia emisyjna fluorescencji rentgenowskiej połączona ze skanowaniem rastrowym w celu zapewnienia rozdzielczości przestrzennej. Zebrane widma emisyjne fluorescencji rentgenowskiej zawierają kombinację nakładających się na siebie pików emisji, tła oraz elastycznych i nieelastycznych pików rozpraszania padającej wiązki. Oprogramowanie, które umożliwia dekonwolucję tych wkładów i dopasowanie szczytów emisji, było kluczowym osiągnięciem w tej dziedzinie25. Bardzo ważne było również opracowanie i komercyjna dystrybucja cienkowarstwowych wzorców o znanym składzie, stosowanych do kalibracji intensywności fluorescencji w stosunku do ilości materiału.

Ten protokół zawiera opis przygotowania przylegających komórek przez chemiczne utrwalanie i suszenie powietrzem. Istotnym krokiem w tym procesie jest wzrost komórek na okienkach z azotku krzemu, które często nie przylegają dobrze, co sprawia, że delikatne płukanie w określony sposób jest kluczem do sukcesu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie instrumentów, substratów, pożywek hodowlanych i potraw

  1. Obsługa okien z azotku krzemu (Si,3, N, 4).
    1. Kapsułkę należy lekko otworzyć, ściskając jeden koniec zawierający okienko w taki sposób, aby nie ściskać samego okienka, jednocześnie obracając drugi koniec kapsułki drugą ręką.
    2. Sprawdź parę odwróconych pęsety z cienką końcówką pod mikroskopem stereoskopowym, aby upewnić się, że na końcówce nie ma kleju, szczelin ani zagięć. W przeciwnym razie szyby mogą zostać wybite pęsetą lub odlecieć z nich podczas kolejnych kroków.
    3. Wyjmij okienko z kapsułki, ostrożnie chwytając ramę okna pęsetą, jednocześnie delikatnie ściskając kapsułkę w pobliżu otwartego końca, wywierając nacisk w kierunku tak, aby kapsułka była szersza w miejscu, w którym krawędzie okienka muszą wyjść.
  2. Wstępne mycie okien (opcjonalnie).
    1. W razie potrzeby umyj okna wstępnie, delikatnie zanurzając je w wodzie destylowanej na 5 sekund, a następnie umyj 2 minuty w 70% etanolu i 2 minuty w 100% etanolu.
  3. Mocowanie i sterylizacja okien na szalce hodowlanej.
    1. Aby przymocować okna, ustaw okienko płaską stroną do góry na dnie naczynia hodowlanego, umieść kawałek taśmy na czystym szkiełku podstawowym. Odetnij około ćwierć cala paska wzdłuż dłuższego boku taśmy. Zdejmij kawałek taśmy z krótszego boku (o wymiarach 1/8" na 3/4") czystą żyletką.
    2. Użyj pęsety, aby przyłożyć plasterek taśmy do krawędzi siatki lub okna. Użyj tyle, aby bezpiecznie przykleić go bez zasłaniania samego otworu okiennego. Manipulując przyklejoną taśmą pęsetą, połóż okienko na dnie naczynia hodowlanego. Użyj końcówki pęsety, aby mocno przykleić taśmę do dna naczynia hodowlanego.
    3. Przyłóż kolejny pasek taśmy do drugiej krawędzi i mocno przyklej go do dna końcówką pęsety.
    4. Po zaklejeniu wszystkich okien wysterylizuj okna w naczyniach hodowlanych promieniowaniem ultrafioletowym (UV). W tym celu należy umieścić naczynie pod lampą UV w okapie z przepływem laminarnym na około 1 godzinę.
    5. (Opcjonalnie) Jeśli okna mają być wstępnie pokryte polilizyną, należy to zrobić po sterylizacji okien. Pokryj okienko 10 μl sterylnego 0,01% roztworu poli-L-lizyny przez 1 godzinę w inkubatorze o temperaturze 37 °C, a następnie spłucz pozostały roztwór pożywką hodowlaną.
  4. Przygotuj do końcowego mycia przed XFM.
    1. Przygotować bufor sacharozy tris-glukozy lub piperazyno-N,N'-bis(kwas etanosulfonowy) (PIPES) (PIPES) wolny od jakichkolwiek metali śladowych o osmolalności i pH równoważnym soli fizjologicznej buforu fosforanowego Dulbecco bez wapnia i magnezu. Użyj jednego z tych do płukania komórek po chemicznym utrwaleniu komórek.
      1. Aby przygotować roztwór Tris-glucose (10 mM Tris, 260 mM glukozy, 9 mM kwas octowy) dodać 1,4 g glukozy, 36 mg zasady Tris i 16 μl kwasu octowego do 20 ml ultraczystej wody. Następnie dostosuj końcową objętość do 30 ml z ultraczystą wodą. Nie jest wymagana regulacja pH. Przechowywać w temperaturze RT do tygodnia.
      2. Aby wytworzyć sacharozę (20 mM RURY, 200 mM sacharozy) dodaj 0,18 g RUREK i 2,0 g sacharozy do 20 ml ultraczystej wody i dostosuj pH do 7,4 za pomocą niewielkich ilości stężonego kwasu octowego. Następnie dostosuj końcową objętość do 30 ml z ultraczystą wodą. Przechowywać w temperaturze RT do jednego tygodnia.
        UWAGA: Powodem, dla którego należy unikać stosowania PBS w końcowym płukaniu, jest to, że stężenia fosforanów, chlorków i potasu w PBS są tak wysokie, że mogą zakłócać XFM, jeśli nie zostaną całkowicie usunięte przed suszeniem na powietrzu.
  5. Przygotować do posiewu komórek.
    1. Przygotuj lub wyjmij wszystkie pożywki, takie jak pożywka RPMI 1640, 1x roztwór trypsyny-EDTA, D-PBS i wszelkie inne odczynniki potrzebne dla konkretnej przylegającej linii komórkowej, tak jak normalnie miałoby to miejsce w przypadku pasażowania przylegających komórek będących przedmiotem zainteresowania, i ogrzej je do 37 °C.

2. Posiewanie komórek

  1. Do wysterylizowanego naczynia hodowlanego zawierającego okna, w okapie z przepływem laminarnym, delikatnie dodać pożywkę (10 ml na naczynie hodowlane o średnicy 100 mm) wzdłuż boku naczynia hodowlanego, przechylonego pod kątem. Unikaj tworzenia niepotrzebnego napięcia powierzchniowego lub upuszczania mediów bezpośrednio na powierzchnię okienek azotku krzemu. W miarę dodawania nośnika powoli zmniejszaj kąt nachylenia, aby pokryć siatkę i okno nośnikiem.
  2. Odpowiednio przygotuj przylegającą linię komórkową, która Cię interesuje, próbując lub zeskrobując komórki z płytek, jak zwykle w celu przejścia linii komórkowej. Wykonaj zliczanie komórek lub inne niezbędne przygotowania przed nałożeniem komórek na świeżą płytkę.
  3. Dodać komórki do szalki hodowlanej z okienkami o gęstości komórek, która jest zwykle potrzebna do osiągnięcia 50%-70% konfluencji w ciągu 24-72 godzin, i inkubować w temperaturze 37 °C w wilgotnym inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla.
  4. Obserwuj wzrost komórek od czasu do czasu, używając mikroskopu z odwróconym światłem, aż do osiągnięcia pożądanej gęstości komórek (zwykle 50%-70% konfluencji).

3. Utrwalenie komórek

  1. Przygotuj świeży 4% paraformaldehyd w D-PBS, rozcieńczając zakupiony bulion (taki jak 25% paraformaldehydu) i dostosowując pH do 7,4 kwasem octowym (aby uniknąć dodawania nadmiaru sodu do próbki).
  2. Gdy komórki zostaną wyhodowane zgodnie z oczekiwaniami, a wszelkie istotne plamy (takie jak Hoescht) zostaną nałożone i zobrazowane, usuń pożywkę przez delikatne aspiracje, przechylając naczynie pod kątem 45° jedną ręką i odsysając pipetą ręczną drugą ręką.
    UWAGA: Zamiast pipetowania zużytych pożyw, alternatywą jest podniesienie okienka, dwukrotne zanurzenie go w probówkach mikrowirówek z D-PBS, a następnie umieszczenie go w nowym naczyniu hodowlanym z roztworami utrwalającymi na 20 minut, a następnie 2-krotne przemycie PBS w celu usunięcia resztek utrwalaczy. Jeśli ta opcja jest wybrana, przejdź bezpośrednio do kroku 3.5.
  3. Delikatnie opłucz naczynie za pomocą D-PBS i natychmiast zastąp usunięty płyn, delikatnie dodając świeże 4% PFA/PBS, trzymając naczynie pod kątem 45°, pipetując w kierunku boku naczynia i powoli rozluźniając kąt nachylenia, aby roztwór utrwalający mógł zakryć okna. Utrzymuj komórki przykryte utrwalaczem przez 20 minut w temperaturze pokojowej.
  4. Usuń płyn przez delikatne zasysanie, ponownie jak wyżej, lekko przechylając naczynie i zasysając ręką.
  5. Zastąp usuniętą ciecz, delikatnie dodając trochę roztworu PIPES/Sacharozy, stosując metodę przechylania i pipetowania opisaną w kroku 3.3.
  6. Powtórz kroki 3.4 i 3.5.
  7. Przygotuj materiały do suszenia.
    1. Zbierz niestrzępiące się ręczniki, takie jak chusteczki Kimwipes, i wyciągnij jeden z pudełka, aby był pod ręką bardzo szybko i łatwo.
    2. Przygotuj czyste, nierówne miejsce, aby ustawić okno do wyschnięcia. Ustaw gumową matę siatkową, taką jak używana w mikroskopii elektronowej, która ma grzbiety, dzięki czemu okno można podeprzeć na jednym końcu podczas wysychania. Zapobiegnie to przyklejaniu się okienka do suszącej się powierzchni podczas wysychania i spuści pozostały bufor do krawędzi próbki.
  8. Ostrożnie pęseta przymocowana do okna, aby utrzymać okno przed płynem. Odzyskaj okienka, które odpadają od taśmy, nakładając niewielką ilość RUREK/sacharozy, aby unosiły się na wodzie, a następnie podnosząc je pęsetą odwrotną.
  9. Ostrożnie (nie dotykając samego okna) i dokładnie zetrzyj nadmiar RUREK/sacharozy z krawędzi okna za pomocą Kimwipe. Nałóż również wcięty obszar z tyłu za pomocą zaokrąglonego fałdu Kimwipe.
    UWAGA: Celem jest jak najmniejsza krystalizacja soli lub na powierzchni okna.
  10. Umieść okno na macie siatkowej. Upewnij się, że okno nie leży płasko na macie siatkowej, ale jest podparte o krawędź (za pomocą grzbietów maty rusztowej) i jak najmniej dotyka maty siatkowej. Pozostaw okno do wyschnięcia.

4. Montaż i obrazowanie próbki

  1. Po wyschnięciu próbki sprawdź obecność komórek na oknach za pomocą mikroskopu świetlnego. Należy przeprowadzić tę weryfikację przed przygotowaniem próbek do transportu do synchrotronu.
  2. Zapakuj okna do transportu do synchrotronowej linii badawczej, na której znajduje się Twój eksperyment. Delikatnie przymocuj okna taśmą z dwóch stron do szklanego szkiełka, a następnie przymocuj szklane szkiełko taśmą do dna plastikowej szalki Petriego. Zaklej szalkę Petriego taśmą.
    UWAGA: Przed tym punktem te kroki można wykonać w dowolnym typowym laboratorium. Poniższe kroki najlepiej byłoby wykonać na linii synchrotronowej.
  3. Delikatnie usuń taśmę z okna za pomocą pęsety. Użyj lakieru do paznokci, w cienkiej, równomiernej powłoce wzdłuż krawędzi okna, aby przymocować okna do aluminiowego uchwytu dostarczonego przez współpracowników linii badawczej w synchrotronie.
  4. Włóż aluminiowy uchwyt do uchwytu kinematycznego, a następnie umieść go na miejscu w mikroskopie rentgenowskim. Zamontuj próbkę na wsporniku łączącym ją ze stopniami zmotoryzowanymi, wewnątrz komory próbki na linii badawczej.
  5. Po wyjściu z obszaru instrumentu mikroskopu rentgenowskiego próbki (klatka wykonana ze ścianek wypełnionych ołowiem) należy skonfigurować skanowanie. Korzystając z oprogramowania specyficznego dla linii badawczej, wybierz odpowiedni obszar próbki do skanowania, jednocześnie wyświetlając położenie wiązki promieniowania rentgenowskiego na próbce za pomocą kamery wyposażonej w krzyż celownika wideo i wstępnie ustawionej z kamerą scyntylacyjną znajdującą
    6. się za próbką.
  6. Wybierz odpowiednią rozdzielczość dla próbki, na podstawie oszacowania rozmiaru najmniejszej cechy będącej przedmiotem zainteresowania. Do obrazowania pojedynczych komórek ssaków (o wielkości ~20-40 μm) należy użyć rozdzielczości 0,25-0,5 μm. Do obrazowania obszarów tkanek i rozróżniania warstw komórkowych od siebie należy używać rozdzielczości 2-20 μm.
  7. Wybierz odpowiedni czas przebywania dla próbki, opierając się na oszacowaniu ilości obecnego metalu będącego przedmiotem zainteresowania. Aby uzyskać szybki skan przeglądowy lub jeśli obecne są duże ilości metali, użyj skanowania w locie z czasem przebywania 30-300 ms na piksel. Jeśli występuje niewielka ilość materiału lub do pomiaru metali o niskiej względnej obfitości, należy użyć skanowania krokowego z czasem przebywania 1-2 sekundy na piksel.
  8. Zaprogramuj skany w oprogramowaniu specyficznym dla danej linii badawczej. Uzyskaj obraz ze skanowaniem rastrowym. Współpracuj ze współpracownikami linii badawczej, aby przeanalizować dane za pomocą oprogramowania, które zidentyfikuje charakterystyczne piki energii dla każdego pierwiastka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zdolność obrazowania fluorescencją rentgenowską do dostarczania informacji o próbkach biologicznych zależy od przygotowania tych próbek w taki sposób, aby były one odporne na uszkodzenia radiacyjne w czasie trwania eksperymentu, a jednocześnie zachowały swoje cechy chemiczne i strukturalne. Analizując wynik obrazowania próbki przygotowanej zgodnie z powyższym opisem, można zauważyć zróżnicowanie obecnych pierwiastków — co wskazuje, że fiksacja pozwoliła zachować te aspekty komórki (Rysunek 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obrazowanie fluorescencyjne rentgenowskie jest przydatne w wielu dziedzinach, w tym w naukach o Ziemi, materiałoznawstwie i biologii chemicznej26-34. Postępy w synchrotronowym promieniowaniu rentgenowskim i jego ogniskowaniu pozwoliły na uzyskanie wiązek o bardzo wysokiej intensywności. Obecnie istnieją skoncentrowane wiązki promieniowania rentgenowskiego wystarczające do wzbudzenia metali endogennych w komórkach, wytwarzające sygnał, który można zmierzyć za pomocą obecnie dostępnej technologii krzemowych dete...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Stefanowi Vogtowi za pomoc w dopasowaniu reprezentatywnych danych pokazanych w tym artykule oraz za pomocne dyskusje. Autorzy dziękują również Chrisowi Jacobsenowi za jego wsparcie dla Q. J.

Użycie Zaawansowanego Źródła Fotonów, linii badawczych 2-ID-E i 8-BM-B, w Argonne National Laboratory było wspierane przez Departament Energii Stanów Zjednoczonych, Biuro Nauki, Biuro Podstawowych Nauk Energetycznych, w ramach Kontraktu Nr. DE-AC02-06CH11357.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Okna z azotku krzemuSilson Ltd/J B J Business Park/Northampton Rd, Northampton NN7 3DW, Wielka BrytaniaSiRN-5.0-200-2.0-200. Sortuj według rozmiaru. Rozmiar membrany: 1,5 mm x 1,5 mm. Grubość: 200  Nm. Rozmiar ramy: 5  mm x 5 mm. Grubość ramy: 200 &mikro;m.Alternatywne źródło: SPI Supplies / Structure Probe, Inc. West Chester, PA.
Pęseta odwrotnaMikroskopia elektronowa Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Bezpłatny: 800-523-5874, Faks: 215-412-845078520-5XEMS 5X, NC – Ultra cienkie pęsety
Gumowa mata siatkowaMikroskopia elektronowa Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Bezpłatny: 800-523-5874, Faks: 215-412-845071170Okrągła mata siatkowa
Kwas octowySigma-Aldrich, 3050 Spruce St., St. Louis, MO 63103, Tel: 800-325-3010, Faks: 800-325-5052338826stężony kwas octowy klasy metali śladowych
RURYSigma-Aldrich, 3050 Spruce St., St. Louis, MO 63103, Tel: 800-325-3010, Faks: 800-325-5052P6757stały bufor PIPES
Roztwór podstawowy formaldehyduElectron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Bezpłatny: 800-523-5874, Faks: 215-412-8450RT 1711310 x 10 ml ampułki z 20% wodnym roztworem paraformaldehydu

Bibliografia

  1. Thompson, A. C. Center for X-ray Optics and Advanced Light Source. , 1-53 (2009).
  2. Helliwell, J. R. Synchrotron radiation facilities. Nat. Struct. Biol. 5, 614-617 (1988).
  3. Lai, B., et al. X-ray Phase Zone Plate Fabricated by Lithographic Techniques. Appl. Phys. Lett. 61 (16), 1877-1879 (1992).
  4. Dodani, S. C., et al. Calcium-dependent copper redistributions in neuronal cells revealed by a fluorescent copper sensor and X-ray fluorescence microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 108 (15), 5980-5985 (2011).
  5. Finney, L., et al. X-ray fluorescence microscopy reveals large-scale relocalization and extracellular translocation of cellular copper during angiogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104 (7), 2247-2252 (2007).
  6. Kehr, S., et al. X-ray fluorescence microscopy reveals the role of selenium in spermatogenesis. J. Mol. Biol. 389 (5), 808-818 (2009).
  7. McCormick, N., Velasquez, V., Finney, L., Vogt, S., Kelleher, S. L. X-ray fluorescence microscopy reveals accumulation and secretion of discrete intracellular zinc pools in the lactating mouse mammary gland. PloS One. 5 (6), (2010).
  8. Paunesku, T., Vogt, S., Maser, J., Lai, B., Woloschak, G. X-ray fluorescence microprobe imaging in biology and medicine. J. Cell. Biochem. 99 (6), 1489-1502 (2006).
  9. Twining, B. S., et al. Quantifying trace elements in individual aquatic protist cells with a synchrotron X-ray fluorescence microprobe. Anal. Chem. 75 (15), 3806-3816 (2003).
  10. Chen, S., et al. The Bionanoprobe: hard X-ray fluorescence nanoprobe with cryogenic capabilities. J Synchrotron Radiat. 21, 66-75 (2014).
  11. Medalia, O., et al. Macromolecular architecture in eukaryotic cells visualized by cryoelectron tomography. Science. 298 (5596), 1209-1213 (2002).
  12. Forster, F., Medalia, O., Zauberman, N., Baumeister, W., Fass, D. Retrovirus envelope protein complex structure in situ studied by cryo-electron tomography. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (13), 4729-4734 (2005).
  13. Muller, M., Moor, H. Science of Biological Specimen. , SEM, Inc. 131-138 (1984).
  14. Moor, H., Riehle, U. Proceedings of the 4th Eur. Reg. Conference Electron. , 33-34 (1968).
  15. Sitte, H. Advanced instrumentation and methodology related to cryoultramicrotomy: a review. Scanning Microsc Suppl. 10, 387-463 (1996).
  16. Studer, D., Graber, W., Al-Amoudi, A., Eggli, P. A new approach for cryofixation by high-pressure freezing. J. Microsc. 203, (Pt. 3, 285-294 (2001).
  17. Matsuyama, S., et al. Elemental mapping of frozen-hydrated cells with cryo-scanning x-ray fluorescence microscopy). X-Ray Spectrom. 39, 260-266 (2010).
  18. Schrag, M., et al. The effect of formalin fixation on the levels of brain transition metals in archived samples. Biometals. 23 (6), 1123-1127 (2010).
  19. James, S. A., et al. Quantitative comparison of preparation methodologies for X-ray fluorescence microscopy of brain tissue. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 401 (3), 853-864 (2011).
  20. Al-Amoudi, A., et al. Cryo-electron microscopy of vitreous sections. EMBO J. 23 (18), 3583-3588 (2004).
  21. Bouchet-Marquis, C., Hoenger, A. Cryo-electron tomography on vitrified sections: a critical analysis of benefits and limitations for structural cell biology. Micron. 42 (2), 152-162 (2011).
  22. Bouchet-Marquis, C., Dubochet, J., Fakan, S. Cryoelectron microscopy of vitrified sections: a new challenge for the analysis of functional nuclear architecture. Histochem. Cell Biol. 125 (1-2), 1-2 (2006).
  23. Mesman, R. J. A novel method for high-pressure freezing of adherent cells for frozen hydrated sectioning and CEMOVIS. J. Struct. Biol. 183 (3), 527-530 (2013).
  24. Hackett, M. J., et al. Chemical Alterations to murine brain tissue induced by formalin fixation: implications for biospectroscopic imaging and mapping studies of disease pathogenesis. Analyst. 136 (14), 2941-2952 (2011).
  25. Vogt, S. MAPS: A set of software tools for analysis and visualization of 3D x-ray fluorescence data sets. J Phys IV France. 104, 635-638 (2003).
  26. Vantelon, D., Lanzirotti, A., Scheinost, A. C., Kretzschmar, R. Spatial distribution and speciation of lead around corroding bullets in a shooting range soil studied by micro-X-ray fluorescence and absorption spectroscopy. Environ. Sci. Technol. 39 (13), 4808-4815 (2005).
  27. Robison, G., et al. X-ray fluorescence imaging of the hippocampal formation after manganese exposure. Metallomics : Integrated Biometal Science. 5 (11), 1554-1565 (2013).
  28. Hard Kemner, K. M. X-ray micro(spectro)scopy: a powerful tool for the geomicrobiologists. Geobiology. 6 (3), 270-277 (2008).
  29. Walsh, W. Scientific Testing of Beethoven's Hair. 17, José State University San José, CA. Naperville, Illinois, Beethoven Center, San. (2000).
  30. Casadio, F., Rose, V. High-resolution fluorescence mapping of impurities in historical zinc oxide pigments: hard X-ray nanoprobe applications to the paints of Pablo Picasso. Applied Physics A: Materials Science and Processing. 111 (1), 1-8 (2013).
  31. Leonardo, T., et al. Determination of elemental distribution in green micro-algae using synchrotron radiation nano X-ray fluorescence (SR-nXRF) and electron microscopy techniques--subcellular localization and quantitative imaging of silver and cobalt uptake by Coccomyxa actinabiotis. Metallomics : Integrated Biometal Science. 6 (2), 316-329 (2014).
  32. Wang, P., et al. Quantitative determination of metal and metalloid spatial distribution in hydrated and fresh roots of cowpea using synchrotron-based X-ray fluorescence microscopy. Sci. Total Environ. , 463-464 (2013).
  33. Ducic, T., et al. X-ray fluorescence analysis of iron and manganese distribution in primary dopaminergic neurons. J. Neurochem. 124 (2), 250-261 (2013).
  34. Kim, A. M., Vogt, S., O'Halloran, T. V., Woodruff, T. K. Zinc availability regulates exit from meiosis in maturing mammalian oocytes. Nature Chemical Biology. 6 (9), 674-681 (2010).
  35. Ortega, R., Cloetens, P., Deves, G., Carmona, A., Bohic, S. Iron storage within dopamine neurovesicles revealed by chemical nano-imaging. PloS One. 2 (9), (2007).
  36. Bohic, S., et al. Synchrotron hard X-ray microprobe: fluorescence imaging of single cells. Appl. Phys. Lett. 78 (22), 3544-3546 (2001).
  37. Kosior, E., et al. Combined use of hard X-ray phase contrast imaging and X-ray fluorescence microscopy for sub-cellular metal quantification. J. Struct. Biol. 177 (2), 239-247 (2012).
  38. Glesne, D., Vogt, S., Maser, J., Legnini, D., Huberman, E. Regulatory properties and cellular redistribution of zinc during macrophage differentiation of human leukemia cells. J. Struct. Biol. 155 (1), 2-11 (2006).
  39. McRae, R., Lai, B., Vogt, S., Fahrni, C. J. Correlative microXRF and optical immunofluorescence microscopy of adherent cells labeled with ultrasmall gold particles. J. Struct. Biol. 155 (1), 22-29 (2006).
  40. Yang, L., et al. Imaging of the intracellular topography of copper with a fluorescent sensor and by synchrotron x-ray fluorescence microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (32), 11179-11184 (2005).
  41. Wagner, D., et al. Elemental analysis of Mycobacterium avium-, Mycobacterium tuberculosis-, and Mycobacterium smegmatis-containing phagosomes indicates pathogen-induced microenvironments within the host cell's endosomal system. J. Immunol. 174 (3), 1491-1500 (2005).
  42. Harris, H. H., et al. Time-dependent uptake, distribution and biotransformation of chromium(VI) in individual and bulk human lung cells: application of synchrotron radiation techniques. Journal Of Biological Inorganic Chemistry : JBIC : a publication of the Society of Biological Inorganic Chemistry. 10 (2), 105-118 (2005).
  43. Corezzi, S., et al. Synchrotron-based X-ray fluorescence imaging of human cells labeled with CdSe quantum dots. Anal. Biochem. 388 (1), 33-39 (2009).
  44. Marmorato, P., et al. Cellular distribution and degradation of cobalt ferrite nanoparticles in Balb/3T3 mouse fibroblasts. Toxicol. Lett. 207 (2), 128-136 (2011).
  45. Weekley, C. M., et al. distribution, and speciation of selenoamino acids by human cancer cells: X-ray absorption and fluorescence methods. Biochemistry. 50 (10), 1641-1650 (2011).
  46. Yuan, Y., et al. Epidermal growth factor receptor targeted nuclear delivery and high-resolution whole cell X-ray imaging of Fe3O4@TiO2 nanoparticles in cancer cells. ACS Nano. 7 (12), 10502-10517 (2013).
  47. McRae, R., Bagchi, P., Sumalekshmy, S., Fahrni, C. J. In situ imaging of metals in cells and tissues. Chem. Rev. 109 (10), 4780-4827 (2009).
  48. Carter, E. A., et al. Silicon nitride as a versatile growth substrate for microspectroscopic imaging and mapping of individual cells. Molecular Biosystems. 6 (7), 1316-1322 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Sterylne okienka z azotku krzemuwzrost kom rekroztw r utrwalaj cyprzemywanie sacharozprocedura suszeniaobrazowanie na linii wi zkirozk ad metali
Przygotowanie komórek adherentnych do obrazowania fluorescencji rentgenowskiej metodą utrwalania chemicznego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.