Artykuł metodologiczny

Aksotomia nerwu twarzowego u myszy: model do badania reakcji neuronów ruchowych na uraz

13.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52382

⸱

23 lutego 2015

 ,  ,  ,  ,  , 
1Anatomy and Cell Biology, Indiana University School of Medicine, 2Research and Development Services, Richard L. Roudebush VA Medical Center, 3Department of Anatomy and Cell Biology, University of Illinois, Chicago

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentujemy protokół chirurgiczny szczegółowo opisujący, jak wykonać aksotomię cięcia lub zgniecenia nerwu twarzowego u myszy. Akskotomia nerwu twarzowego może być wykorzystana do badania fizjologicznej reakcji na uszkodzenie nerwu i testowania technik terapeutycznych.

Streszczenie

Celem tego protokołu chirurgicznego jest odsłonięcie nerwu twarzowego, który unerwia mięśnie twarzy, przy jego wyjściu z otworu rylcowo-sutkowego i przecięcie go lub zmiażdżenie w celu wywołania uszkodzenia nerwu obwodowego. Zaletami tej operacji są jej prostota, wysoka powtarzalność oraz brak wpływu na funkcje życiowe lub mobilność wynikający z późniejszego paraliżu twarzy, co skutkuje stosunkowo łagodnym wynikiem chirurgicznym w porównaniu z innymi modelami uszkodzenia nerwów. Główną zaletą stosowania modelu uszkodzenia nerwu czaszkowego jest to, że neurony ruchowe znajdują się w stosunkowo jednorodnej populacji w jądrze ruchowym twarzy w moście, co upraszcza badanie ciał komórek neuronów ruchowych. Ze względu na symetryczny charakter unerwienia nerwu twarzowego i brak przesłuchów między jądrami ruchowymi twarzy, operacja może być wykonana jednostronnie, przy czym nieaksotomizowana strona służy jako sparowana kontrola wewnętrzna. Po operacji można przeprowadzić różne analizy w celu oceny odpowiedzi fizjologicznej, których szczegóły wykraczają poza zakres tego artykułu. Na przykład przywrócenie funkcji mięśni może służyć jako behawioralny marker reinerwacji lub neurony ruchowe mogą być określone ilościowo w celu zmierzenia przeżycia komórek. Dodatkowo neurony ruchowe można dokładnie uchwycić za pomocą mikrodysekcji laserowej do analizy molekularnej. Ponieważ aksotomia nerwu twarzowego jest minimalnie inwazyjna i dobrze tolerowana, może być stosowana u szerokiej gamy genetycznie modyfikowanych myszy. Ten model chirurgiczny może być również wykorzystany do analizy skuteczności leczenia urazów nerwów obwodowych. Uszkodzenie nerwu twarzowego zapewnia środki do badania nie tylko neuronów ruchowych, ale także odpowiedzi centralnego i obwodowego mikrośrodowiska glejowego, układu odpornościowego i mięśni docelowych. Model uszkodzenia nerwu twarzowego jest powszechnie akceptowanym modelem uszkodzenia nerwów obwodowych, który służy jako potężne narzędzie do badania uszkodzenia i regeneracji nerwów.

Wprowadzenie

Istnieje wiele modeli uszkodzeń nerwów obwodowych, ale jednym z nich, który wyróżnia się w badaniu neuronów ruchowych, jest model aksotomii nerwu twarzowego. Nerw twarzowy, znany również jako nerw czaszkowy VII, pochodzi z mostu i unerwia mięśnie mimiczne1,2. W tym protokole chirurgicznym nerw twarzowy jest odsłonięty przy wyjściu z otworu rylcowo-sutkowego i przecięty lub zmiażdżony. Ciężkość uszkodzenia nerwów można sklasyfikować zgodnie z klasyfikacją Sunderland3, która różnicuje uraz na podstawie nienaruszoności aksonów, endoneurium, perineurium i epineurium, które są warstwami tkanki łącznej, które sekwencyjnie owijają się wokół wiązek aksonów. W urazie zmiażdżenia (axonotmesis) aksony są odcięte, ale krocze i epineurium są zachowane. Całkowite funkcjonalne wyzdrowienie po zmiażdżeniu nerwu twarzowego następuje po około 11 dniach, ponieważ nienaruszona osłonka nerwowa służy jako przewód, w którym aksony odrastają4,5. Z drugiej strony w urazie ciętym (nerwica) aksony i wszystkie 3 warstwy tkanki łącznej są odcięte, a cały nerw dystalny musi odrosnąć, aby przywrócić unerwienie mięśni. Chirurgiczne ponowne połączenie epineurium jest często wykonywane u ludzi z urazami przecięcia nerwu, jednak wyniki rekonwalescencji rzadko są optymalne. Potrzebne są dalsze badania, aby zrozumieć, dlaczego nerw nie odrasta do swojego celu i jakie terapie można zastosować, aby poprawić i przyspieszyć proces regeneracji.

Istnieje wiele zalet badania uszkodzeń nerwów za pomocą modelu aksotomii nerwu twarzowego. Po pierwsze, procedura aksotomii nerwu twarzowego jest szybka, łatwa i wysoce powtarzalna; Wynikający z tego paraliż mięśni twarzy nie wpływa na funkcje życiowe i jest dobrze tolerowany przez zwierzę. Ponieważ jest to model uszkodzenia nerwu czaszkowego, badanie ciał komórkowych neuronów ruchowych jest uproszczone, ponieważ neurony ruchowe znajdują się w stosunkowo jednorodnej populacji w jądrze ruchowym twarzy w moście. Populacja różni się w zależności od wzorca subjądrowego w jądrze ruchowym twarzy, ponieważ istnieje siedem podjąder, z których każde jest specyficzne dla unerwienia określonej grupy mięśni, więc różnice subjądrowe w odpowiedzi na aksotomię mogą wpływać na wyniki2,6,7.

Główną zaletą modelu uszkodzenia nerwu twarzowego jest to, że nieaksotomizowana strona może służyć jako sparowana kontrola wewnętrzna, ponieważ unerwienie nerwu jest wysoce symetryczne i nie ma przesłuchu między jądrami ruchowymi twarzy8. Kolejną zaletą stosowania tej metody chirurgicznej jest brak bezpośredniego urazu OUN lub przerwania bariery krew-mózg9. Powikłania, takie jak nadmierne krwawienie i infekcja, są rzadkie w przypadku tej procedury.

Można przeprowadzić różne analizy, aby ocenić fizjologiczną reakcję na uszkodzenie nerwów. Odzyskanie odruchu mrugania oczami i aktywności wąsów może być wykorzystane jako behawioralna miara powrotu do zdrowia funkcjonalnego10,11. Wideorejestracja aktywności wibrysów jest obecnie najpotężniejszą metodą wykrywania odzyskiwania unerwienia nerwu twarzowego12,13. Po eutanazji można przeprowadzić analizę histologiczną pnia mózgu na ciałach komórek neuronów ruchowych w jądrze ruchowym twarzy. Jądro ruchowe twarzy jest podzielone na siedem podjąder, z których każde jest specyficzne dla określonych mięśni twarzy, co pozwala na zróżnicowane badanie reakcji na uraz2,6. Neurony ruchowe twarzy można policzyć w celu ilościowego określenia przeżycia komórek lub immunohistochemię można wykorzystać do identyfikacji biomarkerów i określonych populacji komórek14. Jądro ruchowe twarzy można dokładnie zmikrodypreparować za pomocą wychwytu laserowego w celu analizy molekularnej odpowiedzi komórkowej na uszkodzenie nerwów15,16. Wpływ aksotomii nerwu twarzowego można analizować w korze ruchowej17,18. Nerw można również wypreparować w celu zbadania zwyrodnieniaWallera19 lub regeneracji aksonów20, a mięśnie można usunąć w celu zbadania połączeń nerwowo-mięśniowych21. Aksotomia nerwu twarzowego może być również wykorzystana do badania towarzyszących komórek glejowych ośrodkowych i obwodowych22, mięśni docelowych21 i odpowiedzi układu odpornościowego23. Chociaż wiele osiągnięto w badaniach nad modelem aksotomii nerwu twarzowego24, konieczne są dalsze badania nad uszkodzeniem nerwów obwodowych, ponieważ uszkodzenie nerwów jest poważnym problemem dla pacjentów, a obecne metody leczenia nie przynoszą optymalnych wyników. Model ten jest potężnym narzędziem do badania fizjologicznej reakcji na uszkodzenie nerwów i analizowania skuteczności terapii regeneracyjnych nerwów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie wykonywane procedury są zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Indiana University School of Medicine i są zgodne z wytycznymi Narodowego Instytutu Zdrowia.

1. Technika chirurgiczna

  1. Podczas tej procedury należy zachować aseptykę, używając sterylnych rękawiczek, narzędzi i sterylnego pola operacyjnego zgodnie z wytycznymi NIH25. Wysterylizuj narzędzia przed rozpoczęciem operacji, sterylizując je w autoklawie (pełna lista znajduje się w Tabeli Specyficznych Odczynników/Sprzętu). Użyj sterylizatora z kulkami szklanymi do sterylizacji narzędzi podczas operacji.

2. Znieczulenie i przygotowanie

  1. Znieczulij mysz w komorze anestezjologicznej mieszaniną tlenu 0,9 l/min i 2,5% izofluranu za pomocą weterynaryjnego systemu parowników izofluranu. Upewnij się, że mysz nie reaguje na zmiany pozycji ciała przed wyjęciem jej z pudełka.
  2. Nałóż maść okulistyczną na oczy myszy, aby chronić je przed wysuszeniem.
  3. Przełącz przepływ gazu ze skrzynki na stożek nosowy. Umieść mysz prostopadle na lewym boku na podgrzewanej podkładce pokrytej podkładką chirurgiczną i chłonnym papierem stołowym tak, aby nos i usta znajdowały się wewnątrz stożka. Stale monitoruj rytm i tempo oddychania myszy i w razie potrzeby dostosowuj poziom izofluranu (od 2,5 do 3% izofluranu), aby utrzymać odpowiedni poziom znieczulenia, a także użyj odruchu szczypania palca u nogi, aby potwierdzić całkowitą sedację.

3. Podejście chirurgiczne

  1. Wyrównaj stereoskop i ustaw ostrość na polu operacyjnym. Wyreguluj stożek nosowy i przyklej go taśmą tak, aby znajdował się wzdłuż krawędzi pola widzenia.
  2. Gdy mysz leży na lewym boku, przyklej krawędź prawego ucha do stożka nosowego, odsłaniając obszar za uchem, w którym zostanie wykonane nacięcie. Upewnij się, że tylna żyła uszna przechodzi poziomo w poprzek ucha. Należy pamiętać, że prawidłowe ułożenie zwierzęcia i zaklejenie ucha ma kluczowe znaczenie dla szybkiego odnalezienia nerwu twarzowego.
  3. Zwilż sierść na uchu i za uchem 70% etanolem i ogol miejsce operowane za pomocą żyletki lub ostrza skalpela. Wstępne zwilżenie sierści ułatwia golenie w tym anatomicznym miejscu.
  4. Oczyść skórę roztworem jodu, takim jak peeling chirurgiczny Betadine (7,5% jodowidonu), a następnie 70% etanolem. Powtórz to czyszczenie jeszcze dwa razy, aby dokładnie zdezynfekować obszar.
  5. Aby określić, gdzie należy wykonać nacięcie, prześledź tylną żyłę uszną od ucha doogonowo do obszaru z tyłu do wypukłości ucha. Za pomocą nożyczek sprężynowych wykonaj nacięcie 4 mm 2 - 3 mm za wypukłością.
  6. Przeprowadź sekcję podskórnej tkanki tłuszczowej i powięzi za pomocą sekcji. Unikaj bezpośredniego cięcia nożyczkami, ponieważ naczynia krwionośne lub tkanka mięśniowa mogą zostać łatwo uszkodzone.
  7. Jeśli wystąpi krwawienie, uciskaj pole operacyjne sterylnym wacikiem przez co najmniej 30 sekund. Jeśli dojdzie do znacznego ubytku płynów, wstrzyknąć myszowi dootrzewnowo do 0,5 ml sterylnego 0,9% roztworu soli fizjologicznej za pomocą igły 25 lub 27 G.
  8. Użyj kilku kluczowych punktów orientacyjnych, nerwu dodatkowego rdzenia, kanału słuchowego i przedniego mięśnia dwubrzuścowego (opisanego poniżej), aby zlokalizować nerw twarzowy. Przeanalizuj wokół tych punktów orientacyjnych, aż gałęzie nerwu twarzowego zostaną uwidocznione. Nerw pojawi się jako znaczna, solidna biała struktura, gdy zostanie odsłonięta, a warstwa powięzi przylega do leżących poniżej struktur.
    1. Znajdź nerw dodatkowy rdzeniowy, który przemieszcza się z ogonowej części czaszki, aby unerwić mięsień czworoboczny, po wycięciu podskórnej tkanki tłuszczowej i powięzi. Nerw twarzowy jest głęboko przylegający do nerwu dodatkowego rdzenia.
    2. Znajdź chrzęstny kanał słuchowy, który wygląda na perłowo-biały i można go zobaczyć rostralnie do nerwu twarzowego.
    3. Znajdź brzuch mięśniowy przedniego mięśnia dwubrzuścowego, który leży na wierzchu i ogonowo do nerwu twarzowego.
  9. Kiedy główne gałęzie nerwu twarzowego zostaną uwidocznione, prześledź je grzbietowo, aby znaleźć ich pochodzenie z otworu rylcowo-sutkowego. Używając kleszczyków Dumonta z cienką końcówką # 5/45, aby utrzymać otwarte pole operacyjne, przesuń sprężynowe końcówki nożyczek zgodnie ze ścieżką nerwu, a następnie przesuń kleszcze grzbietowo, aby utrzymać nowo wysunięty obszar otwarty.
  10. Wizualizuj w tym miejscu pień nerwu twarzowego z gałęziami jarzmowymi, policzkowymi i brzeżnymi żuchwy.
    UWAGA: Gałąź skroniowa znajdzie się bliżej otworu. Brzeżny nerw żuchwowy rozgałęzia się na górną i dolną część bliżej szczęki, więc te gałęzie nerwowe nie będą widoczne na tym poziomie.
    1. Jeśli wykonujesz transsekcję nerwu, delikatnie ustabilizuj nerw za pomocą kleszczy z cienką końcówką i przetnij nerw nożyczkami sprężynowymi. Unikaj zbyt dużego nacisku na nerw za pomocą kleszczy, aby zapobiec zwisaniu nerwu z pnia mózgu. Odepchnij kikuty od siebie lub odetnij i usuń część dystalnego nerwu, aby upewnić się, że nie dojdzie do ponownego połączenia.
    2. Jeśli wykonujesz uraz zmiażdżenia, użyj kleszczy Dumont #5/45, aby ścisnąć nerw przez 30 sekund, używając stałego nacisku, aby przeciąć wszystkie aksony, a następnie powtórz to zmiażdżenie pod drugim kątem prostopadłym do pierwszego miejsca zmiażdżenia. Unikaj wywierania zmiennego nacisku podczas 30-sekundowego zgniatania, w przeciwnym razie uraz będzie niespójny między zwierzętami.

4. Zamykanie i odzyskiwanie

  1. Zmień położenie tłuszczu i mięśni na leżących poniżej strukturach.
  2. Przybliż krawędzie nacięcia i zamknij ranę za pomocą klipsa o średnicy 7,5 mm. Do zamykania ran dopuszczalne są również szwy lub klej. W tym czasie można podać pooperacyjne leki przeciwbólowe.
  3. Usuń taśmę z ucha myszy. Wyłącz przepływ izofluranu i pozwól myszy oddychać czystym tlenem przez 30 sekund do 1 minuty. Umieść mysz w pustej klatce bez ściółki, aby zregenerować się po znieczuleniu.
  4. Kiedy mysz wyzdrowieje, zbadaj jej zachowanie pod kątem potwierdzających objawów paraliżu twarzy. Wąsy zostaną sparaliżowane i odchylone z powrotem w kierunku policzka, nos będzie odchylony, a oko nie będzie mrugać w odpowiedzi na podmuch powietrza.
  5. Zwierzęta domowe wspólnie po operacji, jeśli są samicami. Unikaj trzymania samców myszy razem, ponieważ są one bardziej agresywne i mają tendencję do siłowego usuwania klipsów na rany współwięźnia, co prowadzi do infekcji. W tym czasie należy podać pooperacyjne leki przeciwbólowe, jeśli to konieczne.
  6. Monitoruj myszy raz dziennie przez kilka dni po operacji, aby upewnić się, że po operacji nie wystąpi żadna infekcja ani inne powikłania. Klipsy do ran należy usunąć 7 - 10 dni po zabiegu, jeśli nie wypadły samoistnie.
  7. Codziennie nakładaj nawilżającą maść do oczu na chore oko, aby zapobiec powikłaniom rogówkowym, do czasu odzyskania odruchu mrugania oczami lub do czasu eutanazji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po przeprowadzeniu aksotomii nerwu twarzowego, w wyniku urazu dochodzi do utraty motoneuronów. Przeżywalność motoneuronów po urazie zależy od wielu zmiennych, takich jak płeć, wiek zwierzęcia w momencie operacji oraz punkt czasowy, w którym dokonano zliczenia motoneuronów; dane dotyczące przeżywalności motoneuronów zostały podsumowane zarówno w przeglądzie Morana i Graebera24, jak i w przeglądzie Jinno i Yamady22. Zazwyczaj około 86% motoneuronów przeżywa do 28 dni po aksotomii14,15,26. K...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Krytycznym krokiem dla tego protokołu jest prawidłowe ustawienie myszy przed rozpoczęciem operacji. Jeśli mysz nie leży płasko na boku, ucho nie jest zaklejone taśmą pod odpowiednim kątem lub nacięcie zostanie wykonane w niewłaściwym miejscu, znalezienie nerwu twarzowego staje się znacznie trudniejsze. Kiedy ta technika zostanie opanowana, operacje zajmą tylko kilka minut na mysz.

Do zamknięcia rany można użyć szwów, kleju lub klipsów do ran. Klipsy do ran są preferowane ze względu na mały ro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca jest finansowana przez NIH RO1 NS 40433 (K.J.J.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikroskop stereoskopowyLeicaM60
Taśma opisowaFisher Scientific15-952
Vannas-Tü Nożyczki sprężynowe Bingen - proste/ostre/8,5 cm/5 mm krawędź tnącaFine Science Tools15003-08Sterylizuj przed użyciem
Kleszcze Dumont #5/45 - końcówki standardowe/kątowe 45°/Dumoxel/11 cmFine Science Tools11251-35Sterylizuj przed użyciem
Klipsy do szwów Michel - 7,5 mm x 1,75 mmFine Science Tools12040-01Opisane w protokole jako "klips do rany", wysterylizuj przed użyciem
Hagenbarth cross action klips do naciągania 5"George Tiemann & Co160-910Służy do nakładania klipsa na rany, sterylizacji przed użyciem
Aplikator i usuwacz klipsów do szwów Michel - Do klipsów 7,5 mmFine Science Tools12029-12Służy do usuwania klipsa do ran
0,9% Chlorek sodu do wstrzykiwań, USPHospira0409-4888-10
Betadine, 16 uncji, z dozownikiemFisher Scientific19-027132
70% etanolu
do kulek szklanych
Sterylizator

Bibliografia

  1. Kaufman, M., Bard, J. The Anatomical Basis of Mouse Development. , Elsevier. New York, NY. (1999).
  2. Ashwell, K. The adult mouse facial nerve nucleus: morphology and musculotopic organization. Journal of Anatomy. 135, 531-538 (1982).
  3. Sunderland, S. A classification of peripheral nerve injuries producing loss of function. Brain : A Journal Of Neurology. 74, 491-516 (1951).
  4. Beahrs, T., Tanzer, L., Sanders, V. M., Jones, K. J. Functional recovery and facial motoneuron survival are influenced by immunodeficiency in crush-axotomized mice. Experimental Neurology. 221, 225-230 (2010).
  5. Mesnard, N. A., Haulcomb, M. M., Tanzer, L., Sanders, V., Jones, K. J. Delayed functional recovery in presymptomatic mSOD1G93A mice following facial nerve crush axotomy. Journal of Neurodegeneration & Regeneration. 4, 21-25 (2013).
  6. Komiyama, M., Shibata, H., Suzuki, T. Somatotopic representation of facial muscles within the facial nucleus of the mouse. A study using the retrograde horseradish peroxidase and cell degeneration techniques. Brain Behav Evol. 24, 144-151 (1984).
  7. Canh, M. Y., Serpe, C. J., Sanders, V., Jones, K. J. CD4(+) T cell-mediated facial motoneuron survival after injury: Distribution pattern of cell death and rescue throughout the extent of the facial motor nucleus. Journal of Neuroimmunology. 181, 93-99 (2006).
  8. Isokawa-Akesson, M., Komisaruk, B. Difference in projections to the lateral and medial facial nucleus: anatomically separate pathways for rhythmical vibrissa movement in rats. Exp Brain Res. 65, 385-398 (1987).
  9. Streit, W., Kreutzberg, G. Response of endogenous glial cells to motor neuron degeneration induced by toxic ricin. The Journal of Comparative Neurology. 268, 248-263 (1988).
  10. Serpe, C. J., Tetzlaff, J. E., Coers, S., Sanders, V., Jones, K. J. Functional recovery after facial nerve crush is delayed in severe combined immunodeficient mice. Brain, Behavior, And Immunity. 16, 808-812 (2002).
  11. Lal, D., et al. Electrical stimulation facilitates rat facial nerve recovery from a crush injury. Otolaryngology--Head And Neck Surgery. Official Journal Of American Academy Of Otolaryngology-Head And Neck Surgery. 139, 68-73 (2008).
  12. Tomov, T., et al. An Example of Neural Plasticity Evoked by Putative Behavioral Demand and Early Use of Vibrissal Hairs after Facial Nerve Transection. Experimental Neurology. 178, 207-218 (2002).
  13. Skouras, E., Angelov, D. N. Experimental studies on post-transectional facial nerve regrowth and functional recovery of paralyzed muscles of the face in rats and mice. Anatomy (International Journal of Experimental and Clinical Anatomy). 4, 1-27 (2010).
  14. Xin, J., et al. IL-10 within the CNS is necessary for CD4+ T cells to mediate neuroprotection). Brain, Behavior, And Immunity. 25, 820-829 (2011).
  15. Mesnard, N. A., Sanders, V. M., Jones, K. J. Differential gene expression in the axotomized facial motor nucleus of presymptomatic SOD1 mice. The Journal of Comparative Neurology. 519, 3488-3506 (2011).
  16. Mesnard, N. A., Alexander, T. D., Sanders, V. M., Jones, K. J. Use of laser microdissection in the investigation of facial motoneuron and neuropil molecular phenotypes after peripheral axotomy. Experimental Neurology. 225, 94-103 (2010).
  17. Franchi, G. Changes in motor representation related to facial nerve damage and regeneration in adult rats. Experimental Brain Research. 135, 53-65 (2000).
  18. Munera, A., Cuestas, D. M., Troncoso, J. Peripheral facial nerve lesions induce changes in the firing properties of primary motor cortex layer 5 pyramidal cells. Neuroscience. 223, 140-151 (2012).
  19. Liu, L., et al. Hereditary absence of complement C5 in adult mice influences Wallerian degeneration, but not retrograde responses, following injury to peripheral nerve. Journal of the Peripheral Nervous System. 4, 123-133 (1999).
  20. Ferri, C., Moore, F., Bisby, M. Effects of facial nerve injury on mouse motoneurons lacking the p75 low-affinity neurotrophin receptor. Journal of Neurobiology. 34, 1-9 (1997).
  21. Zhou, R. Y., Xu, J., Chi, F. L., Chen, L. H., Li, S. T. Differences in sensitivity to rocuronium among orbicularis oris muscles innervated by normal or damaged facial nerves and gastrocnemius muscle innervated by somatic nerve in rats: combined morphological and functional analyses. The Laryngoscope. 122, 1831-1837 (2012).
  22. Jinno, S., Yamada, J. Using comparative anatomy in the axotomy model to identify distinct roles for microglia and astrocytes in synaptic stripping. Neuron Glia Biology. 7, 55-66 (2011).
  23. Jones, K. J., Serpe, C. J., Byram, S. C., Deboy, C. A., Sanders, V. M. Role of the immune system in the maintenance of mouse facial motoneuron viability after nerve injury. Brain, Behavior, And Immunity. 19, 12-19 (2005).
  24. Moran, L. B., Graeber, M. B. The facial nerve axotomy model. Brain research. Brain research. 44, 154-178 (2004).
  25. Council, N. R. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , The National Academies Press. New York, NY. (2011).
  26. Serpe, C. J., Kohm, A. P., Huppenbauer, C. B., Sanders, V., Jones, K. J. Exacerbation of Facial Motoneuron Loss after facial nerve transection in severe combined immunodeficient (scid) mice. Neuroscience. 19, (1999).
  27. Mesnard-Hoaglin, N. A., et al. SOD1(G93A) transgenic mouse CD4(+) T cells mediate neuroprotection after facial nerve axotomy when removed from a suppressive peripheral microenvironment. Brain, Behavior, And Immunity. 40, 55-60 (2014).
  28. Wang, H., et al. Establishment and assessment of the perinatal mouse facial nerve axotomy model via a subauricular incision approach. Experimental Biology And Medicine. 237, 1249-1255 (2012).
  29. Sharma, N., Moeller, C. W., Marzo, S. J., Jones, K. J., Foecking, E. M. Combinatorial treatments enhance recovery following facial nerve crush. The Laryngoscope. 120, 1523-1530 (2010).
  30. Lieberman, D. M., Jan, T. A., Ahmad, S. O., Most, S. P. Effects of corticosteroids on functional recovery and neuron survival after facial nerve injury in mice. Archives of Facial Plastic Surgery. 13, 117-124 (2011).
  31. Serpe, C. J., Coers, S., Sanders, V. M., Jones, K. J. CD4+ T, but not CD8+ or B, lymphocytes mediate facial motoneuron survival after facial nerve transection. Brain, Behavior, And Immunity. 17, 393-402 (2003).
  32. Haulcomb, M. M., et al. Axotomy-induced target disconnection promotes an additional death mechanism involved in motoneuron degeneration in ALS transgenic mice. The Journal of Comparative Neurology. , (2014).
  33. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (60), (2012).
  34. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (54), (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Uszkodzenie nerw w obwodowychj dro ruchowe nerwu twarzowegomikrosekcja laserowailo ciowa PCRanaliza ekspresji gen wprotok chirurgicznymodel mysiregeneracja nerw w

Powiązane artykuły