Szczur Heterotopowe serce brzuszne/przeszczep pojedynczego płuca w konfiguracji z obciążeniem objętościowym

Podsumowanie

Opisujemy nową technikę heterotopowego przeszczepu płuco-serce w jamie brzusznej (HAHLT) u szczurów. Konfiguracja przeszczepu powoduje częściowo załadowane krążenie przeszczepu, co pozwala na bezpośrednią ocenę funkcjonalną. Model ten może być stosowany do ostrych lub przewlekłych badań funkcji i statusu immunologicznego przeszczepionego przeszczepu.

Streszczenie

Tutaj opisujemy nową technikę heterotopowego przeszczepu płuco-serce w jamie brzusznej (HAHLT) u szczurów. Konfiguracja przeszczepu obejmuje zespolenie żyły głównej dolnej dawcy (IVC) z IVC biorcy oraz aorty wstępującej dawcy (Ao) z Ao jamy brzusznej biorcy. Prawe górne i środkowe płaty płuc są zachowane i działają jako kanały przepływu krwi z prawego serca do lewego serca.

Korzystanie z tej techniki ma kilka zalet i nadaje się do szerokiego zakresu zastosowań. Ponieważ przeszczep jest przeszczepiany w konfiguracji, która pozwala na obciążenie objętościowe diamem, czynność serca można bezpośrednio ocenić in vivo. Zastosowanie cewników konduktancyjnych ciśnienie-objętość pozwala na scharakteryzowanie parametrów hemodynamicznych zależnych od obciążenia i niezależnych od obciążenia. Przeszczep może zostać przekształcony w konfigurację obciążoną poprzez przyłożenie zacisku do podwątrobowego IVC biorcy. Opisujemy zmodyfikowane techniki chirurgiczne zarówno dla operacji dawcy, jak i biorcy oraz idealną strategię ochrony mięśnia sercowego. W zależności od celu eksperymentalnego, model ten może być zaadaptowany do stosowania zarówno w ostrych, jak i przewlekłych badaniach funkcji przeszczepu, stanu immunologicznego i zmiennych warunków obciążenia komorowego. Drogi oddechowe przewodzące do przeszczepionego płuca są zachowane i pozwalają na ostrą rewentylację płuc. Ułatwia to analizę wpływu mieszanej krwi żylnej i tętniczej zapewniającej perfuzję wieńcową do przeszczepu.

Ograniczeniem tego modelu jest jego techniczna złożoność. Nowi operatorzy muszą się znacznie uczyć, ponieważ najlepiej byłoby, gdyby byli mentorami w zakresie tej techniki. Wykształcenie chirurgiczne jest korzystne dla tych, którzy chcą zastosować ten model. Pomimo jego złożoności, staramy się przedstawić model w przejrzystym i łatwym do zastosowania formacie. Ze względu na fizjologiczne podobieństwo tego modelu do transplantacji ortotopowej i jego szeroki zakres zastosowań badawczych, wysiłek włożony w naukę tej techniki prawdopodobnie się opłaci.

Wprowadzenie

Pierwszy model heterotopowego przeszczepu serca (HAHT) u gryzoni został opisany przez Abbotta i współpracowników w 1964 roku¹. Technika ta i późniejsze modyfikacje są szeroko stosowane do scharakteryzowania funkcji przeszczepu i statusu immunologicznego. Większość opisanych technik HAHT obejmuje serce bez obciążenia objętościowego^2,3. Opisano modele HAHT obejmujące komory obciążone objętością, ale często są one ograniczone pod jednym lub kilkoma względami.

Heterotopowy przeszczep płuco-serce w jamie brzusznej (HAHLT) z lewą komorą obciążoną objętościowo (LV) został opisany wcześniej. Chen i współpracownicy⁴, a następnie Ibrahim i współpracownicy⁵ opisali HAHLT z pojedynczym zespoleniem aortalno-aortalnym (dawca wstępujący do aorty brzusznej biorcy). Jedynym obciążeniem objętościowym prezentowanym komorze w tym krążeniu jest powrót żylny wieńcowej. Asfour i współpracownicy opisali technikę HAHT, w której obwód płucny został wyeliminowany przez zespolenie tętnicy płucnej dawcy (PA) z lewym przedsionkiem dawcy (LA)⁶. W tym krążeniu dopływ żylny do prawej komory (RV) następuje za pośrednictwem zespolenia IVC dawcy SVC do biorcy, a kolejne obciążenie LV jest wyrzucane do zespolenia aortalno-aortalnego. Czynność serca oceniano częściowo in vivo, a także in vitro przy użyciu aparatu Langendorffa. Figueiredo i jego koledzy opisali model HAHLT podobny do naszego⁷, ale u myszy. Dopływ żylny do RV następuje za pośrednictwem zespolenia IVC dawcy do biorcy. Krew następnie przepływa przez pojedyncze krążenie płucne, a ładunek LV jest wyrzucany do zespolenia aortalno-aortalnego. Czynność serca w ich badaniu oceniano za pomocą rezonansu magnetycznego (MRI). Wen i współpracownicy opisali unikalną technikę HAHT, w której LV jest ładowany za pomocą aorty biorcy do zespolenia LA dawcy⁸. W związku z tym LV napełnia się pod ciśnieniem ogólnoustrojowym. Nie oceniano czynności serca ani tego, czy objętość wyrzutowa lewej komory jest wyrzucana w kierunku wstecznym w ich modelu.

Wiele z wyżej wymienionych technik obejmuje niefizjologiczne warunki obciążenia LV, w tym techniki, których częściowe obciążenie LV jest reprezentowane tylko przez powrót żylny wieńcowej. Z drugiej strony, wiele technik zbliża się do fizjologicznego obciążenia lewej komna. Większość z tych technik, podobnie jak w przypadku techniki Asfoura i współpracowników, pomija krążenie płucne i wykorzystuje zespolenie PA dawcy z LA dawcy^6,9. Krążenie opisane przez Galinanesa i współpracowników¹⁰ wykorzystuje bezpośrednie zespolenie LA dawcy z dawcą, z pominięciem krążenia płucnego i prawego serca. Yokoyama i współpracownicy osiągają ten sam efekt poprzez podwiązanie PA dawcy i stworzenie komunikacji międzyprzedsionkowej w sercu dawcy (z pominięciem krążenia w płucach dawcy i prawym sercu)¹¹. Krążenie Maruyamy i współpracowników¹² obejmuje zespolenie między lewym PA dawcy a biorcą Ao, co pozwala na wypełnienie LV przez krążenie płucne jako przewód, ale skutecznie wyklucza prawe serce.

W przypadkach, gdy spełnione były warunki zbliżone do fizjologicznego obciążenia, rozwijamy technikę HAHLT pod dwoma głównymi względami. Po pierwsze, według naszej wiedzy, dokładna konfiguracja, którą zgłaszamy, nie została opisana u szczurów. Jest to prawdopodobnie najbardziej wszechstronne krążenie dla badaczy chcących badać fizjologię, strukturę i immunologię przeszczepionego przeszczepu płuco-serce. Po drugie, opisujemy, w jaki sposób można bezpośrednio scharakteryzować funkcję przeszczepu in vivo. W tym zastosowaniu cewniki konduktancyjne ciśnieniowo-objętościowe mogą być wprowadzane bezpośrednio do wierzchołka lewej komory przeszczepu przeszczepionego przeszczepu, co pozwala na pełną charakterystykę czynnościową serca.

Opisana tutaj technika może być stosowana zarówno do ostrych, jak i przewlekłych badań funkcji przeszczepów, podczas gdy ocena funkcjonalna może być przeprowadzona zarówno in vivo, jak i in vitro. Przedstawiamy model, w którym warunki obciążenia mogą być bliskie fizjologiczne, jednak stopniem obciążenia komór można manipulować zarówno ostro, jak i przewlekle, kierując powrót żylny w kierunku lub od przeszczepu. Można również manipulować warunkami obciążenia następczego. Ponieważ płuco i jego drogi oddechowe są zachowane w tej konfiguracji przeszczepu, badacze mogą ponownie przewietrzyć płuco dawcy w trybie pilnym. Wyjątkowo, rewentylacja płuc zmienia skład krwi przenikającej do przeszczepionych tętnic wieńcowych. W warunkach bez wentylacji krew wyrzucona z aorty dawcy jest odtleniana i miesza się z natlenioną krwią w aorcie biorcy. W warunkach ostrej wentylacji wyrzucona krew ulega natlenieniu. W ten sposób można porównać funkcję przeszczepu w warunkach wentylowanych i niewentylowanych, a także w warunkach zmiennego obciążenia.

Poniższy protokół opisuje ważne modyfikacje wcześniej opisanych operacji dawcy i biorcy HAHLT. Opisano w niej również optymalną technikę ochrony przeszczepu przeszczepionego przez cały okres niedokrwienia (czas między eksplantatem dawcy a implantem biorcy). Do zalet tej techniki należą warunki fizjologiczne potencjalnie zbliżone do stanu przeszczepu przeszczepionego ortotopowo oraz szeroki zakres zastosowań badawczych. Istotnym ograniczeniem jest jego złożoność techniczna. Przy odpowiednim mentoringu i praktyce zalety tej techniki prawdopodobnie przeważą nad wyzwaniami związanymi z jej przyjęciem.

Protokół

Wszystkie zwierzęta były trzymane i opiekowane zgodnie z krajowymi i instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Etyczna aprobata dla tego protokołu została udzielona przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Kolumbii Brytyjskiej. Do tego protokołu wykorzystano samce szczurów Sprague-Dawley o wadze od 300 do 450 g.

1. Operacja dawcy

1. Mieć około 100 ml kardioplegii (RT) w cylindrycznej kolbie połączonej z długimi rurkami cewnika dożylnego (IV) za pomocą 3-kierunkowego kranu. Użyj stojaka, aby podnieść kolbę na około 80 cm nad powierzchnię operacyjną, umożliwiając dostarczanie kardioplegii grawitacyjnie.
2. Aby odpowiednio zobrazować struktury, użyj lup chirurgicznych lub mikroskopu preparacyjnego.
   UWAGA: Obecnie używamy lornetkowego mikroskopu operacyjnego o powiększeniu 3,4 - 21,3X.
3. Umieścić dawcę w komorze anestezjologicznej i wywołać znieczulenie 4 - 5% izofluranem.
4. Przenieś szczura na platformę operacyjną i utrzymuj znieczulenie za pomocą stożka nosowego z 1 - 2% izofluranem. Nałóż maść weterynaryjną na oczy zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu. Midazolam (2 mg/kg) należy podawać dootrzewnowo za pomocą igły 25 G.
5. Za pomocą maszynki do strzyżenia chirurgicznego ogol dawcę od wyrostka mieczykowatego do żuchwy. Ogol niewielki obszar lewej pachwiny (w celu późniejszego dostępu dożylnego). Nałóż środek do depilacji na powierzchnie operacyjne, odczekaj około 5 minut i usuń włosy kawałkiem gazy.
6. Przygotować miejsca operacyjne roztworem na bazie jodu powidonu lub chloreksydyny (używamy tylko chlorheksydyny). Naciekać miejsca nacięć 0,1 - 0,5% lidokainy podskórnie.
7. Przymocuj kończyny przednie i lewą kończynę tylną do platformy operacyjnej za pomocą taśmy klejącej, pozostawiając prawą tylną kończynę wolną do monitorowania głębokości znieczulenia i parametrów życiowych.
8. Po zapewnieniu odpowiedniej głębokości znieczulenia poprzez uszczypnięcie pedału, należy wykonać nacięcie w lewym zgięciu pachwiny za pomocą skalpela z 22 ostrzami. Poprzez rozwarstwienie odsłonić lewą żyłę udową wspólną i uzyskać dostęp dożylny w następujący sposób:
   1. Delikatnie wycofaj tkankę pokrywającą żyłę udową i kaniuluj żyłę za pomocą 24 G IV. Podłącz kroplówkę do krótkiego odcinka rurki dożylnej wypełnionej solą fizjologiczną i zabezpiecz rurkę na miejscu taśmą klejącą.
      UWAGA: Procedura kaniulacji żyły udowej u szczurów została opisana w innym miejscu przez Jespersena i współpracowników¹⁴.
   2. Podłącz strzykawkę o pojemności 10 ml wypełnioną solą fizjologiczną do rurki dożylnej i delikatnie odessaj krew, aby zapewnić prawidłowe ułożenie kroplówki.
   3. Wstrzyknąć 300 - 500 j.m. niefrakcjonowanej heparyny przez rurkę dożylną, a następnie przepłukać rurkę 3 - 5 ml soli fizjologicznej.
9. Następnie tracheotomię dawcy w następujący sposób:
   1. Wykonaj nacięcie w linii środkowej w tkankach miękkich między wcięciem szyjnym a żuchwą za pomocą skalpela z 22 ostrzami. Przeniknij do torebki tarczycy w linii środkowej za pomocą nożyczek Metzenbauma i oddziel jej płaty za pomocą rozwarstwienia.
   2. Za pomocą rozwarstwienia oddziel mięśnie paska szyi w linii środkowej, aby odsłonić przednią powierzchnię tchawicy.
   3. Użyj zakrzywionych kleszczy, aby tępo wyciąć płaszczyznę obwodową wokół tchawicy. Otocz tchawicę jedwabnym krawatem 4-0.
   4. Za pomocą nożyczek do tęczówki wykonaj poprzeczne nacięcie w przedniej tchawicy, około 5 mm poniżej chrząstki tarczycy. Delikatnie wprowadź kaniulę tchawicy (14 G IV) i zabezpiecz ją na miejscu za pomocą jedwabnej opaski 4-0.
   5. Podłącz kaniulę tchawicy do respiratora mechanicznego. Przekierować przepływ tlenu i izofluranu przez obwód respiratora i przewietrzyć dawcę z szybkością i objętością oddechową przewidywaną przez jego masę¹³.
10. Wykonaj nacięcie w linii środkowej klatki piersiowej (za pomocą skalpela z 22 ostrzami), przedłużając nacięcie w wycięciu szyjnym poniżej xipisternum.
11. Pozostając w linii środkowej, wykonaj sternotomię pośrodkową za pomocą noża do kości. Cofnij krawędzie mostka za pomocą samopodtrzymującego się zwijacza. Wejdź do osierdzia i jamy opłucnej.
12. Wykonaj tymektomię. Najłatwiej jest najpierw tępo podzielić grasicę w linii środkowej, a następnie oddzielić ją od otaczających struktur za pomocą kombinacji i ostrego rozwarstwienia.
    UWAGA: Początek tętnic piersiowych wewnętrznych może zostać uszkodzony podczas preparowania grasicy z dala od górnych krawędzi mostka. Aby zapobiec krwawieniu, przed usunięciem grasicy w tych miejscach można zastosować klipsy hemostatyczne.
13. Za pomocą nożyczek Metzenbauma i/lub ostrego Lauera wypreparuj tłuszcz okołokawnowy z żyły głównej dolnej (IVC). Upewnij się, że IVC jest względnie wolny od tłuszczu i tkanki łącznej od połączenia jamy brzuszno-przedsionkowej w górę, do przepony niżej.
14. Za pomocą ostrego Lauera uwolnij obwodowo żyłę główną górną (SVC) i obwieć ją jedwabnym krawatem 4-0.
15. Następnie wypreparuj lewą żyłę główną wolną od otaczających struktur i podwiąż ją proksymalnie i dystalnie za pomocą jedwabnych opasek 4-0. Wytnij pośrednią część cavy, aby odsłonić lewą tętnicę podobojczykową.
16. Obwodowo uwolnij naczynia łuku aorty za pomocą ostrego Lauera. Przyłóż proksymalne i dystalne klipsy chirurgiczne do tętnicy bezimiennej i podziel ją między klipsami. Pozostaw lewą tętnicę szyjną wspólną i lewą tętnicę podobojczykową nieprzyciętą.
17. Następnie kanuluj SVC za pomocą cewnika dożylnego 24 G. Zabezpiecz cewnik umieszczoną wcześniej jedwabną opaską 4-0.
18. Przygotuj się na celowe, ale delikatne zbiory przeszczepów.
19. Za pomocą ostrych nożyczek podziel IVC tuż nad powierzchnią przepony. Podziel SVC powyżej miejsca kaniulacji, upewniając się, że pobliskie struktury dróg oddechowych nie są uszkodzone.
20. Wyłączyć respirator i odłączyć kaniulę tchawicy. Przeciąć tchawicę proksymalnie.
21. Chwyć przeciętą tchawicę kleszczami i usuń serce i płuca en bloc. Będzie to wymagało delikatnego pociągnięcia z ostrym rozwarstwieniem podczas usuwania przeszczepu płuco-serca. Oddziel tchawicę od leżącego poniżej przełyku. Unikaj uszkodzenia aorty zstępującej, aby długa jej część pozostała nienaruszona po zbiorach.

2. Przygotowanie przeszczepu płuco-serce

UWAGA: podczas wykonywania tej części procedury, asystent powinien znieczulać gryzonia biorcę i przygotowywać się do implantacji przeszczepu.

1. Umieść przeszczep płuco-serce na gazie chirurgicznej z przednią powierzchnią serca skierowaną w dół. Za pomocą ostrego rozwarstwienia usuń wszelkie resztki przełyku, unikając uszkodzenia tylnych dróg oddechowych.
2. Zlokalizuj zstępującą aortę piersiową i włóż kaniulę 16 G z końcówką. Zabezpiecz kaniulę na miejscu za pomocą jedwabnego opaski 4-0.
3. Zlokalizuj naczynia łuku aorty i przyłóż klips chirurgiczny do lewej tętnicy podobojczykowej. Pozostaw lewą tętnicę szyjną nieprzypiętą w celu późniejszego odpowietrzenia.
4. Pierwszą dawkę kardioplegii należy podać, podłączając rurkę kardioplegii do kaniuli aortalnej 16 G. Tętnica szyjna musi być tymczasowo zamknięta kleszczami, aby zapewnić odpowiedni przebieg kardioplegii.
   UWAGA: Zaletą podłączenia kaniuli aortalnej jest to, że kardioplegia może być podawana w sposób ciągły i/lub przerywany, zgodnie z potrzebami. W przypadku dawkowania przerywanego kardioplegię podajemy zazwyczaj co 10-15 minut w bolusach 5 ml przez 30-45 sekund.
5. Za pomocą nożyczek Metzenbaum i/lub ostrego Lauera wypreparuj tłuszcz okołoaortalny z dala od aorty. Upewnij się, że aorta jest stosunkowo wolna od tłuszczu i tkanki łącznej od lewej tętnicy podobojczykowej (łuku dystalnego) do miejsca kaniulacji.
6. Następnie odsłoń lewe oskrzela pnia głównego za pomocą ostrego Lauera i podwiąż je proksymalnie za pomocą jedwabnego krawata 4-0. Przeciąć lewe oskrzele dystalnie do podwiązki za pomocą nożyczek do tęczówki. Wykonaj lewą pneumonektomię, podwiązując lewą tętnicę płucną i żyłę za pomocą jedwabnych opasek 4-0. Transekt dystalny do podwiązki i usunąć lewe płuco.
7. Jak wyżej, usuń wszystkie inne płaty płuc z wyjątkiem prawego górnego i środkowego płata. Unikaj uszkodzenia IVC w procesie wykonywania lobektomii.
8. Podłącz rurkę do kardioplegii do kaniuli aortalnej i podawaj ciągłą kardioplegię podczas przygotowywania biorcy. Umieść przeszczep płuco-serce w sterylnym pojemniku (np. zlewce).

3. Operacja odbiorcy

1. Znieczulij biorcę zgodnie z operacją dawcy, powyżej. Użyj maści weterynaryjnej, aby chronić oczy zwierzęcia przed wysuszeniem. Często potwierdzaj znieczulenie, ściskając pedał
.
2. Ułóż zwierzę zgodnie z operacją dawcy, tym razem pozostawiając prawą kończynę przednią wolną, aby monitorować parametry życiowe i głębokość znieczulenia.
3. Ogol brzuch od xiphisternum do penisa. Ogol niewielki obszar lewej pachwiny (w celu późniejszego dostępu dożylnego). Nałóż środek do depilacji na powierzchnie operacyjne, odczekaj około 5 minut i usuń włosy kawałkiem gazy.
4. Przygotować miejsca operacyjne roztworem na bazie jodu powidonu lub chloreksydyny. Naciekać miejsca nacięć 0,1 - 0,5% lidokainy podskórnie.
5. Przeprowadź tracheotomię i wentylację biorcy zgodnie z powyższymi zaleceniami. Alternatywnie, utrzymuj biorcę pod znieczuleniem stożkowym nosa.
6. Wprowadzić cewnik do żyły udowej, jak opisano powyżej. Wstrzyknąć 300 - 500 j.m. niefrakcjonowanej heparyny przez rurkę dożylną, a następnie przepłukać rurkę 3 - 5 ml soli fizjologicznej.
7. Wykonaj laparotomię, wykonując nacięcie brzucha w linii środkowej za pomocą skalpela z 22 ostrzami od wyrostka mieczykowatego do prącia. Cofnij ścianę brzucha za pomocą samopodtrzymującego się zwijacza. Następnie cofnij jelita górnie i na lewą stronę szczura. Zawiń je w ciepłą, nasączoną solą gazę.
8. Odsłoń IVC i aortę brzuszną, ostro przecinając leżącą nad nią tkankę tłuszczową zaotrzewnową.
9. Miej dostępny i gotowy zakrzywiony zacisk do naczynia.
10. Obwodowo uwolnij IVC i aortę proksymalnie i dystalnie i otocz je jedwabnymi opaskami 4-0. Między tymi miejscami powinno być około 2-3 cm odstępu.
11. Ostrożnie załóż zacisk zakrzywionego naczynia, upewniając się, że wystarczająca część zarówno IVC, jak i aorty jest odsłonięta powyżej szczęk zacisku.
12. Wykonać nacięcie w przedniej ścianie IVC za pomocą igły 25 G połączonej ze strzykawką o pojemności 1 ml wypełnioną solą fizjologiczną. Przedłuż nacięcie nożyczkami Pottsa, aby dopasować je do długości otworu IVC dawcy.
13. Wyjmij przeszczep płucoserca z pojemnika i odłącz go od kardioplegii. Umieścić przeszczep w jamie brzusznej biorcy w optymalnej pozycji do wykonania zespolenia żylnego.
    UWAGA: Przeszczep płuco-serce będzie ostatecznie zorientowany lekko ukośnie, z wierzchołkiem skierowanym w stronę lewego dolnego kwadrantu brzucha.
14. Zabezpiecz końce pięty i palców zespolenia za pomocą nylonowego szwu 9-0. Zawiąż bezpieczny węzeł na każdym końcu, pozostawiając igłę przymocowaną do długiego ramienia szwu i krótki koniec szwu do późniejszego przywiązania. Podaj dawkę kardioplegii.
15. W stylu biegowym wypełnij połowę linii szwów i przywiąż do przeciwległego krótkiego ramienia szwu. Podaj dawkę kardioplegii.
16. Uzupełnij drugą połowę linii szwu i zwiąż ją. Zespolenie żylne jest kompletne. Podaj dawkę kardioplegii
17. Ustaw przeszczep płuco-serce tak, aby wierzchołek serca był skierowany w stronę lewego dolnego kwadrantu brzucha. Upewnij się, że zespolenie żylne nie jest zagięte ani skręcone.
18. Oceń długość aorty dawczej, która będzie wymagana, aby dotrzeć do aorty biorcy, utrzymując zarówno IVC, jak i zespolenia aortalne w konfiguracjach beznapięciowych i niezałamanych.
19. Podziel aortę zstępującą (dystalną do lewej tętnicy podobojczykowej) nożyczkami do tęczówki.
20. Wykonać nacięcie w przedniej ścianie aorty biorcy za pomocą igły 25 G połączonej ze strzykawką o pojemności 1 ml wypełnioną solą fizjologiczną. Przedłuż nacięcie nożyczkami Pottsa, aby dopasować je do długości otworu aorty dawcy.
21. Zakotwicz palec u nogi (górny aspekt) aorty dawczej do aorty biorcy za pomocą nylonowego szwu 9-0. Następnie przełóż igłę do przyśrodkowej części aorty i zakończ połowę zespolenia w stylu biegowym.
22. Na pięcie zespolenia aortalnego odwróć orientację linii szwu (przejście w kierunku zszywania) i zakończ boczną połowę zespolenia w sposób biegowy.
23. Powoli wyjmij cewnik dożylny w SVC i podwiąż SVC za pomocą klipsa chirurgicznego.
24. Odwietrz aortę, lokalizując odciętą lewą tętnicę szyjną wspólną. Trzymaj tętnicę otwartą, w pozycji pionowej, która umożliwi swobodne odprowadzanie powietrza.
25. Na krótko otwórz szczęki zacisku zakrzywionego naczynia i pozwól, aby tętnica szyjna krwawiła (odpowietrzała) przez 2 - 3 sekundy. Ponownie załóż zacisk naczynia.
26. Przyłóż klips chirurgiczny do tętnicy szyjnej. Zdejmij zakrzywione naczynie clamp.
27. Sprawdź, czy nie ma krwawienia na liniach szwów. Jeśli występuje, zastosuj delikatny ucisk za pomocą gazy chirurgicznej lub naprawę nylonowym szwem o długości 9-0 (w zależności od nasilenia krwawienia).
28. Serce dawcy powinno wznowić bicie w ciągu kilku minut.
29. Zwróć szczególną uwagę na parametry życiowe biorcy, głębokość znieczulenia i w razie potrzeby przeprowadź resuscytację objętościową.
30. W zależności od eksperymentalnych punktów końcowych należy zamknąć brzuch zwierzęcia i pozwolić mu dojść do siebie po znieczuleniu lub przygotować zwierzę do oceny układu sercowo-naczyniowego.
    UWAGA: Przykłady oceny przeszczepu obejmują pomiary in vivo hemodynamiki zależnej i niezależnej od obciążenia, pomiary funkcji in vitro w trybach Langendorffa i pracy serca oraz (w chirurgii przetrwania) badania echokardiograficzne lub MRI.
31. Pod koniec ostrych, terminalnych eksperymentów zwierzęta są poddawane eutanazji przez wykrwawienie.

Wyniki

Opisana powyżej technika HAHLT jest wysoce specjalistyczna i wymaga ścisłego przestrzegania szczegółów. Tabela 1 przedstawia niektóre z kluczowych czynników związanych z udanymi i nieudanymi procedurami i może służyć jako przewodnik do rozwiązywania problemów technicznych.

Po zwolnieniu zacisku z aorty biorcy powinno być widać napełnianie się tętnic wieńcowych przeszczepu utlenowaną krwią. W konsekwencji mięsień sercowy powinien stać się różowy i dobrze ukrwiony. W technicznie...

Dyskusja

Sukces w opisanej tutaj technice będzie zależał od kilku czynników. Kluczowe z nich to zapewnienie stabilności zarówno zwierząt dawców, jak i biorców, zastosowanie skrupulatnej techniki operacyjnej, która jest bezpieczna i wiąże się z minimalną utratą krwi, zapewnienie całkowitego zatrzymania krążenia z równomiernym chłodzeniem przeszczepu, zminimalizowanie całkowitego czasu niedokrwienia i odpowiednie odpowietrzenie przeszczepu. Jak wspomniano powyżej, techniczna złożoność tej techniki jest jej głównym ograniczeniem.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Celsior Cardioplegic Soution	Genzyme		Roztwór jest utrzymywany na lodzie przez cały czas trwania zabiegu. Przygotowujemy własne rozwiązanie, z niewielkimi modyfikacjami.
Respirator dla gryzoni	Aparat Harvard	Model 683
Monitor parametrów życiowych	Nonin	Model 9847V	Wyświetla SpO2 i tętno.
Kaniule dożylne	Jelco	3063	24 - 26 G x 3/4" kaniule.
Rurka IV CareFusion		MP9259-C	Rurka łącząca o krótkiej długości (18 cm).
Klipsy chirurgiczne	Tytanowe klipsy podwiązywane	Teleflex Medical	001204
Szwy	Ethicon, Sharpoint	LA54G, AK-0107	3-0 jedwabna szpula i 9-0 szew prolenowy (jednoramienny, igła DR5).
Instrumenty chirurgiczne	Nie dotyczy	Nie dotyczy Używane	instrumenty są ogólne i można je kupić w dowolnej firmie zajmującej się zaopatrzeniem chirurgicznym.

Horizon.