Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obrazowanie ultrasonograficzne ze wzmocnieniem kontrastowym do oceny przepływu krwi w rdzeniu kręgowym w eksperymentalnym urazie rdzenia kręgowego

13.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52536

⸱

7 maja 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratoire d'étude de la microcirculation, Faculté de Médecine Paris Diderot Paris VII, U942, 2Department of orthopaedic surgery, Bicetre Universitary Hospital, Public Assistance of Paris Hospital, 3Institute of Medical Science, Faculty of Medicine, University of Toronto, 4Department of Intensive care and Anesthesiology, Bicetre Universitary Hospital, Public Assistance of Paris Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Obrazowanie ultrasonograficzne ze wzmocnionym kontrastem jest niezawodnym narzędziem in vivo do ilościowego określania przepływu krwi w rdzeniu kręgowym w eksperymentalnym modelu uszkodzenia rdzenia kręgowego u szczurów. Niniejszy artykuł zawiera kompleksowy protokół zastosowania tej techniki w połączeniu z modelem kontuzji uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku piersiowym.

Streszczenie

Zmniejszony przepływ krwi w rdzeniu kręgowym (SCBF) (tj. niedokrwienie) odgrywa kluczową rolę w patofizjologii urazowego uszkodzenia rdzenia kręgowego (SCI) i jest odpowiednio ważnym celem terapii neuroprotekcyjnych. Chociaż opisano kilka technik oceny SCBF, wszystkie mają istotne ograniczenia. Aby przezwyciężyć ten ostatni problem, proponujemy zastosowanie obrazowania ultrasonograficznego z kontrastem w czasie rzeczywistym (CEU). Poniżej opisujemy zastosowanie tej techniki w modelu stłuczenia SCI u szczurów. Najpierw wszczepia się cewnik szyjny w celu wielokrotnego wstrzykiwania środka kontrastowego, roztworu chlorku sodu z sześciofluorkiem siarki w kapsułkach z mikropęcherzykami. Kręgosłup jest następnie stabilizowany za pomocą specjalnie wykonanej ramy 3D, a opona twarda rdzenia kręgowego jest odsłaniana przez laminektomię w ThIX-ThXII. Sonda ultradźwiękowa jest następnie umieszczana w tylnej części opony twardej (pokrytej żelem ultradźwiękowym). Aby ocenić początkową wartość SCBF, stosuje się pojedyncze wstrzyknięcie dożylne (400 μl) środka kontrastowego w celu zarejestrowania jego przejścia przez nienaruszoną mikrokrążenie rdzenia kręgowego. Urządzenie do zmniejszania masy ciała jest następnie wykorzystywane do wygenerowania powtarzalnego eksperymentalnego modelu stłuczenia SCI. Środek kontrastowy jest ponownie wstrzykiwany 15 minut po urazie w celu oceny zmian SCBF po SCI. CEU pozwala na ocenę w czasie rzeczywistym i in vivo zmian SCBF po SCI. U nieuszkodzonego zwierzęcia obrazowanie ultrasonograficzne wykazało nierównomierny przepływ krwi wzdłuż nienaruszonego rdzenia kręgowego. Co więcej, 15 minut po SCI wystąpiło krytyczne niedokrwienie na poziomie epicentrum, podczas gdy SCBF pozostał zachowany w bardziej odległych, nienaruszonych obszarach. W regionach przylegających do epicentrum (zarówno rostralnych, jak i ogonowych) SCBF był znacznie zmniejszony. Odpowiada to wcześniej opisanej "niedokrwiennej strefie półcienia". Narzędzie to ma duże znaczenie dla oceny efektów terapii mających na celu ograniczenie niedokrwienia i wynikającej z niego martwicy tkanek po SCI.

Wprowadzenie

Urazowe uszkodzenie rdzenia kręgowego (SCI) jest wyniszczającym stanem prowadzącym do znacznego upośledzenia funkcji motorycznych, czuciowych i autonomicznych. Do tej pory żadna terapia nie wykazała swojej skuteczności u pacjentów. Z tego powodu ważne jest zidentyfikowanie nowych technik, które poprawią ocenę potencjalnych metod leczenia i mogą dokładniej wyjaśnić patiofizjologię urazów1.

SCI dzieli się na dwie następujące po sobie fazy, określane jako urazy pierwotne i wtórne. Uraz pierwotny odpowiada początkowemu urazowi mechanicznemu. Natomiast uraz wtórny grupuje kaskadę różnych zdarzeń biologicznych (takich jak zapalenie, stres oksydacyjny i niedotlenienie), które dodatkowo przyczyniają się do postępującej ekspansji zmiany początkowej, uszkodzenia tkanek, a tym samym deficytu neurologicznego2,3.

W ostrej fazie SCI, terapie neuroprotekcyjne mają na celu zmniejszenie wtórnej patologii urazów i powinny odpowiednio poprawić wyniki neurologiczne. Wśród wielu wtórnych zdarzeń urazowych kluczową rolę odgrywa niedokrwienie 4,5. Na poziomie epicentrum SCI uszkodzone mikronaczynia miąższowe utrudniają efektywny przepływ krwi przez rdzeń kręgowy (SCBF). Co więcej, SCBF jest również znacznie zmniejszony w regionie otaczającym epicentrum urazu, obszarze znanym jako "niedokrwienna strefa półcienia". Jeśli SCBF nie może być szybko przywrócony w tych regionach, niedokrwienie może prowadzić do dodatkowej martwicy miąższu i dalszego uszkodzenia tkanki nerwowej. Ponieważ nawet najmniejsze zachowanie tkanek może mieć znaczący wpływ na funkcjonowanie, bardzo interesujące jest opracowanie leków i terapii, które mogą zmniejszyć niedokrwienie po SCI. Aby podkreślić to zjawisko, wcześniejsze prace wykazały, że zachowanie tylko 10% zmielinizowanych aksonów wystarczyło, aby umożliwić chodzenie u kotów po SCI 6.

Chociaż opisano kilka technik oceny SCBF, wszystkie mają one istotne ograniczenia. Na przykład zastosowanie radioaktywnych mikrosfer7,8 i autoradiografii C14-jodopiryny9 wymaga późniejszego uśmiercenia zwierząt i nie może być powtórzone w późniejszych punktach czasowych. Technika klirensu wodorowego10 zależy od wprowadzenia elektrod śródrdzeniowych, które mogą dodatkowo uszkodzić rdzeń kręgowy. Podczas gdy laserowe obrazowanie dopplerowskie, fotopletyzmografia14,15 i mikroskopia świetlna in vivo 16 mają bardzo ograniczoną głębokość/obszar pomiaru11-13.

Nasz zespół wcześniej wykazał, że obrazowanie ultrasonograficzne z kontrastem (CEU) może być używane do oceny w czasie rzeczywistym i in vivo zmian SCBF w miąższu rdzenia kręgowego szczura17. Należy zauważyć, że podobną technikę zastosowali Huang i wsp. w modelu świni SCI18. CEU stosuje specyficzny tryb obrazowania ultrasonograficznego, który pozwala na powiązanie obrazów morfologicznych w skali szarości (uzyskanych w konwencjonalnym trybie B) z przestrzennym rozkładem przepływu krwi 19. Obrazowanie i kwantyfikacja SCBF opiera się na donaczyniowym wstrzykiwaniu środków kontrastowych echo. Środek kontrastowy składa się z mikropęcherzyków sześciofluorku siarki (średnia średnica około 2,5 μm i 90% średnicy mniejszej niż 6 μm) stabilizowanych fosfolipidami. Mikropęcherzyki odbijają wiązkę ultradźwięków emitowaną przez sondę, zwiększając w ten sposób echogeniczność krwi i zwiększając kontrast tkanek w zależności od ich przepływu krwi. Możliwa jest zatem ocena przepływu krwi w danym obszarze zainteresowania w zależności od intensywności odbitego sygnału. Mikropęcherzyki są również bezpieczne i zostały klinicznie zastosowane u ludzi. Heksafluorek siarki jest szybko usuwany (średni końcowy okres półtrwania wynosi 12 minut), a ponad 80% podanego sześciofluorku siarki jest odzyskiwane w wydychanym powietrzu w ciągu 2 minut po wstrzyknięciu. Protokół ten zapewnia prosty sposób wykorzystania obrazowania CEU do oceny zmian SCBF u szczurów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Metody opisane w tym manuskrypcie zostały zatwierdzone przez komisję bioetyczną Lariboisière School of Medicine, Paryż, Francja (CEEALV/2011–08-01).

1. Przygotowanie instrumentu

  1. Przygotuj i wyczyść następujące narzędzia do wprowadzenia cewnika: mikrokleszczyki, mikronożyczki, zacisk mikronaczyniowy, duże nożyczki, nić chirurgiczna (jedwab pleciony 4-0) i cewnik 14 G. Heparynizować cewnik roztworem heparyny (5 000 j./ml).
  2. Przygotuj i wyczyść następujące narzędzia do laminektomii: duże nożyczki, skalpel i nóż do kości. Wykonaj laminektomię za pomocą specjalnie zaprojektowanego obcinacza do kości, zaprojektowanego w celu zmniejszenia ryzyka uszkodzenia rdzenia kręgowego podczas laminektomii (ryc. 1).
  3. Ustaw ramę 3D służącą do pozycjonowania i stabilizacji zwierzęcia. Wykonana na zamówienie rama jest zbudowana z elementów stabilizatora zewnętrznego Hoffman 3 w połączeniu z kleszczami, które zostały zakrzywione w celu dopasowania do odcinka lędźwiowego kręgosłupa zwierzęcia.
  4. Przygotuj urządzenie do zmniejszania ciężaru ciała (impaktor) używane do urazów biomechanicznych rdzenia kręgowego.
    UWAGA: Wykonane na zamówienie urządzenie zatrzaskowe zostało zaprojektowane za pomocą oprogramowania 3D i wydrukowane w 3D.
  5. Włącz aparat USG.
  6. Przygotować zestaw do rozpuszczenia środka kontrastowego.
    UWAGA: Zestaw zawiera 1 fiolkę zawierającą 25 mg liofilizowanego proszku, 1 ampułkostrzykawkę zawierającą 5 ml chlorku sodu i jeden system transferu mini-spike (Rysunek 2). Etapy rekonstytucji środka kontrastowego są szczegółowo opisane poniżej (w punkcie 5).

2. Cewnikowanie żyły szyjnej (Rysunek 3)

  1. Znieczulić zwierzę 4% izofluranem. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej. Potwierdź prawidłowe znieczulenie, upewniając się, że zwierzę nie reaguje, gdy łapy są ściskane kleszczami. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  2. Ogol szyję i oczyść skórę. Wykonaj nacięcie na linii środkowej szyi. Cofnij mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy, aby znaleźć żyłę szyjną wewnętrzną. Dokręć ligaturę w rostralnej części żyły.
  3. Nałożyć zacisk mikronaczyniowy na żyłę, 1 cm poniżej ligatury. Przełóż kolejną nić wokół żyły, tuż pod zaciskiem z węzłem gotowym do zaciśnięcia po zwolnieniu zacisku.
  4. Otwórz ścianę żyły (janotomia) między zaciskiem a ligaturą rostralną. Wprowadzić cewnik 14 G do światła żyły i popchnąć go w kierunku serca.
  5. Gdy zbliży się do zacisku, zwolnij ten ostatni i popchnij cewnik dalej. Zabezpiecz cewnik w żyle, mocno zaciskając węzeł na żyle z cewnikiem w środku.
  6. Oceń drożność cewnika, pobierając niewielką ilość krwi żylnej z cewnika, a następnie przepłukując go heparynizowaną solą fizjologiczną. Zapobiega to zablokowaniu cewnika przez potencjalny zakrzep krwi.
  7. Podłączyć elastyczną rurkę do cewnika w celu dalszego wstrzykiwania środka kontrastowego (mikropęcherzyki). Trzymaj go zamkniętego (zapieczętowanego) do momentu, gdy będzie gotowy do użycia.

3. Dostęp do kręgosłupa, laminektomia i pozycjonowanie szczura (w ramce 3D)

  1. Umieść zwierzę w płaskiej, leżącej pozycji poziomej. Ogolić i oczyścić grzbiet (okolicę piersiową) zwierzęcia.
  2. Zidentyfikuj ostatnie żebro (XIII u szczura) za pomocą badania palpacyjnego (ryc. 4). Pozwala to na oszacowanie położenia XIII kręgu piersiowego (ThXIII).
  3. Wykonaj 4 cm nacięcie skóry na linii środkowej, wyśrodkowane na ThXIII. Otwórz nacięcie skóry, a także leżącą pod nim kaletkę. Obserwuj rozcięgno mięśni pleców, a także końcówki wyrostków kręgosłupa kręgowego.
  4. Ostrożnie zlokalizuj wyrostek kręgosłupa ThXIII, dotykając XIII żeber.
    UWAGA: XIII. żebro jest połączone z ThXIII i dlatego stanowi łatwy do zlokalizowania anatomiczny punkt orientacyjny do identyfikacji ThXIII. Ten etap umożliwia lokalizację wyrostka kolczystego od ThXII do ThIX, a także L1 i L2 (pierwszy i drugi kręg lędźwiowy).
  5. Przetnij rozcięgno mięśniowe i odłącz mięśnie po obu stronach, aby odsłonić wyrostki kolczyste, blaszki i stawy międzywyrostkowe od ThIX do L2. Odsłoń boczne aspekty L1 i L2 poprzez odłączenie mięśni od wyrostków poprzecznych.
  6. Zaczep siekacze zwierzęcia o ramę 3D, aby zabezpieczyć pozycję (Rysunek 5). Zacisnąć kręgi L1 i L2 za pomocą zmodyfikowanych kleszczy. Podłącz zmodyfikowane kleszcze do ramy 3D, aby ustabilizować zwierzę.
  7. Delikatnie pociągnij doogonowo kleszcze przytrzymujące odcinek lędźwiowy kręgosłupa, aby napiąć cały kręgosłup i podnieść klatkę piersiową z ławki.
    UWAGA: Przy opisanym układzie zwierzę powinno być w stanie oddychać. Ponadto, pomimo ruchów oddechowych klatki piersiowej, kręgosłup i rdzeń kręgowy również powinny pozostać nieruchome.
  8. Usuń wyrostki kolczyste od ThIX do ThXII. Delikatnie włóż dolne ostrze noża do kości pod lewą blaszkę ThXII, a następnie zamknij nóż do kości, aby przeciąć blaszkę (Rysunek 6).
  9. Powtórz ten sam manewr dla prawej blaszki i sukcesywnie usuwaj łuk tylny. Powtórz poprzednie kroki dla kręgów od ThXI do ThIX, aby uzyskać czteropoziomową laminektomię. Usuń oba stawy międzywyrostkowe dla każdego kręgu.
    UWAGA: Przez cały czas trwania zabiegu należy oczyścić pole operacyjne z miejscowego krwawienia. W tym celu użyj bawełnianych wacików i irygacji letnią solą fizjologiczną. Hemostaza następuje systematycznie w ciągu kilku minut.

4. Pozycjonowanie sondy CEU

  1. Pokryj oponę twardą żelem ultradźwiękowym. Pozwala to na skuteczne przenoszenie fal ultradźwiękowych między sondą a rdzeniem kręgowym (ryc. 7).
  2. Ustabilizuj sondę ultradźwiękową za pomocą zacisku, który można następnie połączyć z ramką 3D za pomocą przegubowego ramienia. Ręcznie ustaw sondę. Upewnij się, że sonda jest zorientowana tak, aby uzyskać ukośny podłużny plaster strzałkowy. W prawidłowej pozycji rdzeń kręgowy jest ściśle poziomy na zdjęciu, a kanał centralny rdzenia kręgowego jest widoczny wzdłuż całego odcinka rdzenia kręgowego.
    UWAGA: Pozycjonowanie powinno odbywać się na podstawie obrazu w trybie B w czasie rzeczywistym wyświetlanego na ekranie aparatu ultrasonograficznego. Odległość ogniskowa sondy ultrasonograficznej powinna być wyrównana z centralnym kanałem rdzenia kręgowego. W tym czasie tylna część rdzenia kręgowego jest dostępna, co ostatecznie pozwoli na ustawienie impaktora.
  3. Gdy jest optymalny, zablokuj ramię przegubowe, aby ustabilizować pozycję.

5. Przygotowanie środka kontrastowego - Rekonstytucja mikropęcherzyków

  1. Używając zawartości dostępnego w handlu zestawu do rozpuszczania i połączyć tłok, mocno zaciskając go w strzykawce (zgodnie z ruchem wskazówek zegara). Otworzyć blister systemu transferowego i zdjąć nasadkę końcówki strzykawki. Otworzyć nasadkę systemu transferowego i podłączyć strzykawkę do systemu transferowego (mocno zacisnąć).
  2. Wyjąć krążek ochronny z fiolki. Wsuwać fiolkę do przezroczystej tulei wstrzykiwacza
  3. systemu transferowego i mocno docisnąć, aby zablokować fiolkę na miejscu.
  4. Opróżnić zawartość strzykawki do fiolki, naciskając tłok. Wstrząsać energicznie przez 20 sekund, aby wymieszać całą zawartość fiolki w celu uzyskania białego, mlecznego, jednorodnego płynu.
  5. Odwrócić system i ostrożnie pobrać środek kontrastowy do strzykawki. Odkręcić strzykawkę od systemu transferowego. Po rozpuszczeniu (zgodnie z zaleceniami) 1 ml otrzymanej dyspersji zawiera 8 μl sześciofluorku siarki w mikropęcherzykach. Pobrać zawiesinę mikropęcherzyków do strzykawki o pojemności 100 ml. Włożyć strzykawkę o pojemności 100 ml do pompy elektrycznej. Zamknij pokrywę.
  6. Rozpocznij ciągłe mieszanie rozpuszczonych mikropęcherzyków. Uzyskano stałe mieszanie poprzez powolne obracanie strzykawki, która utrzymuje zawiesinę mikropęcherzyków. Podłączyć pompę do cewnika szyjnego za pomocą elastycznej rurki. Ustaw ultrasonograf w "Tryb harmoniczny".
    UWAGA: Ten ostatni odpowiada trybowi, w którym mikropęcherzyki mogą być specyficznie wykrywane i wizualizowane. Ten tryb ma niski indeks mechaniczny, który nie niszczy mikropęcherzyków, w przeciwieństwie do trybu B.
  7. Oczyść cewnik, podając pierwszą dawkę (400 μl) środka kontrastowego. Podczas pierwszej infuzji należy sprawdzić, czy na ekranie USG pojawiają się mikropęcherzyki. Potwierdza to, że cały obwód (od strzykawki do krwiobiegu szczura) jest nienaruszony i otwarty.
  8. Ustaw ultrasonograf w trybie "B", aby uwidocznić miąższ rdzenia kręgowego i zniszczenie kilku mikropęcherzyków pozostałych w krwiobiegu. Wysoka częstotliwość "B-Mode" przekazuje dużą energię do mikropęcherzyków, co umożliwia ich rozpad.
  9. Pozwól zwierzęciu leżeć nieruchomo przez około 30 minut. Okres ten pozwala na stabilizację parametrów hemodynamicznych.

6. Ocena SCBF w nienaruszonym rdzeniu kręgowym

  1. Ustaw ultrasonograf w "Tryb harmoniczny". Rozpocząć jednocześnie (1) wlew środka kontrastowego (400 μl) i (2) chronometru.
    UWAGA: Podczas infuzji stężenie mikropęcherzyków w krwiobiegu powinno wzrosnąć, umożliwiając obrazowanie rdzenia kręgowego z kontrastem (ryc. 8). Ponieważ mikropęcherzyki są szybko niszczone, stężenie mikropęcherzyków we krwi zaczyna spadać po zakończeniu wstrzyknięcia, co powoduje postępujący spadek kontrastowej wizualizacji rdzenia kręgowego.
  2. Po 1 minucie wybierz (naciśnij) przycisk "Clip Store" na ultrasonografie. Umożliwi to zaoszczędzenie 1 minuty surowych danych ultrasonograficznych oraz nagrania wideo z obrazowania (które wcześniej było wyświetlane na ekranie USG).
  3. Ustaw ultrasonograf w trybie "B-Mode". To wyeliminuje pozostałe mikropęcherzyki.

7. Eksperymentalny SCI

  1. Za pomocą mikromanipulatora podłączonego do ramy 3D, ustaw urządzenie blokujące spadek ciężaru ciała tak, aby końcówka impaktora stykała się z oponą twardą (na linii środkowej rdzenia kręgowego), na styku ThX i ThXI (Rysunek 9).
    UWAGA: Poziom ten powinien odpowiadać środkowi odcinka rdzenia kręgowego obserwowanego za pomocą urządzenia ultrasonograficznego. Zaczep i korpus impaktora mają średnicę 8 mm. Końcówka impaktora, która spowoduje uraz, ma średnicę 3 mm.
  2. Ustawić zaczep urządzenia zaklinającego w pozycji o wysokości 10 cm. Wywołać eksperymentalny SCI poprzez zwolnienie zaczepu urządzenia zaklinującego. Napastnik upada i uwalnia impaktor, uszkadzając rdzeń kręgowy. Wykonany na zamówienie impaction zapewnia uderzenie odpowiadające ciężarkowi 10 g upuszczonemu z wysokości 10 cm.

8. Ocena SCBF 5 min po SCI

  1. Powtórzyć czynności opisane w punkcie 6 (Ocena SCBF). Mikropęcherzyki nie będą w stanie przejść przez uszkodzoną mikrokrążenie, a epicentrum uszkodzenia pozostanie ciemne (ryc. 10).

9. Ofiarowanie zwierząt

  1. Poddaj zwierzę eutanazji za pomocą śmiertelnego wstrzyknięcia pentobarbitalu dootrzewnowego (100 mg).

10. Kwantyfikacja SCBF za pomocą analizy offline

  1. Uruchom oprogramowanie Ultra-Extend używane do oznaczania ilościowego (na paramolecie ultrasonograficznym). Wybierz "plik", a następnie wybierz wcześniej zapisane surowe dane i otwórz powiązane pliki. Aktywuj "tryb kwantyfikacji", naciskając (wybierając) przycisk "Chi Q". Wybierz "Ustaw ROI" (przycisk) i wybierz okrągły kształt.
  2. Wybierz przycisk "Narysuj ROI" i narysuj siedem sąsiednich okrągłych obszarów zainteresowania (ROI) na rdzeniu kręgowym (Rysunek 11). Otwórz menu "Dopasowanie" i wybierz funkcję "Wartość krzywej". Obserwuj, jak oprogramowanie wyświetla kilka krzywych, z których każda odpowiada zmianom stężenia mikropęcherzyków wewnątrz ROI.
    UWAGA: Każda krzywa ma profil "perfuzja-deperfuzja". Pierwsza faza krzywej jest płaska i odpowiada okresowi przed pojawieniem się mikropęcherzyków. W drugiej fazie stężenie mikropęcherzyków szybko wzrasta w wyniku naparu. W trzeciej fazie, która rozpoczyna się po zakończeniu infuzji, stężenie mikropęcherzyków stopniowo spada w miarę ich rozpadu w krwiobiegu.
  3. Umieść pierwszą pionową linię na początku drugiej fazy krzywej i wybierz "USTAW". Dzięki temu oprogramowanie informuje o tym, od czego rozpocząć analizę.
  4. Umieść drugą pionową linię na końcu nagrania i ponownie wybierz "SET". Informuje to oprogramowanie, gdzie należy przerwać analizę.
  5. Spójrz na menu "Cv" i zapisz wartość "AUC", która odpowiada analizowanemu "obszarowi pod krzywą". Wartość ta jest proporcjonalna do SCBF w ramach odpowiedniego zwrotu z inwestycji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Z zastosowaniem opisanego powyżej protokołu możliwe jest mapowanie SCBF wzdłuż podłużnego segmentu strzałkowego rdzenia kręgowego.

W nienaruszonym rdzeniu kręgowym w obrębie miąższu widoczne są nieregularności SCBF (Rycina 12). Można to wyjaśnić zmienną dystrybucją tętnic rdzeniowo-rdzeniowych (RMA) u poszczególnych zwierząt. RMA to tętnice segmentowe, które docierają do przedniej tętnicy rdzeniowej (ASA) i w ten sposób zapewniają ukrwienie miąższu rdzenia kręgowego. W przeciw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Chociaż opisaliśmy, jak używać CEU w modelu kontuzji SCI u szczurów, protokół ten można zmodyfikować, aby pasował do innych celów eksperymentalnych lub modeli SCI. Zdecydowaliśmy się mierzyć SCBF tylko w dwóch punktach czasowych (przed urazem i 15 minut po SCI), jednak liczba punktów czasowych i opóźnienie między pomiarami SCBF mogą być dostosowane do potrzeb innych badań. Na przykład w naszej poprzedniej pracy 17 zmierzyliśmy SCBF w pięciu kolejnych punktach czasowych w ciągu pierwszej godziny po SCI. Należy ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie łączy ich konkurujący ze sobą finansowy konflikt interesów. Aparat ultrasonograficzny został łaskawie wypożyczony przez firmę Toshiba France. Pompa Vueject została łaskawie wypożyczona przez firmę Bracco France.

Podziękowania

Dziękujemy: Stephanie Gorgeard, Thierry Scheerlink (Toshiba France) i Christophe Lazare (Bracco France).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Stabilizator zewnętrzny Hoffman 3Stryker, Kalamazoo, USAModułowy system używany do budowy niestandardowej ramy 3D i przegubowego ramienia trzymającego sondę ultradźwiękową
Toshiba ApplioToshiba, Tokio, JaponiaAparat ultrasonograficzny
SonovueBracco, Mediolan, WłochyŚrodek kontrastowy: mikropęcherzyki
Pompa VuejectBracco, Mediolan, WłochyPompa elektryczna do infuzji bolusa mikropęcherzyków
Aquasonic Ultrasound GelParker Laboratories, Fairfield, NJ, USAŻel ultradźwiękowy używany do transmisji fal ultradźwiękowych
IsovetPiramal Healthcare, Bombaj, IndieIzofluran stosowany do znieczulenia
Ultra ExtendToshiba, Tokio, JaponiaOprogramowanie używane do ilościowego oznaczania przepływu
krwi w rdzeniu kręgowymMastercraft Pięcioczęściowy zestaw miniszczypiec, produkt #58-4788-6Canadian Tire, Toronto, KanadaZestaw szczypiec do majsterkowania

Bibliografia

  1. Cadotte, D. W., Fehlings, M. G. Spinal cord injury: a systematic review of current treatment options. Clin Orthop Relat Res. 469 (3), 732-741 (2011).
  2. Beattie, M. S., Farooqui, A. A., Bresnahan, J. C. Review of current evidence for apoptosis after spinal cord injury. J Neurotrauma. 17 (10), 915-925 (2000).
  3. MacDonald, J. W., Sadowsky, C. Spinal-cord injury. Lancet. 359 (9304), 417-425 (2002).
  4. Mautes, A. E., Weinzierl, M. R., Donovan, F., Noble, L. J. Vascular events after spinal cord injury: contribution to secondary pathogenesis. Phys Ther. 80 (7), 673-687 (2000).
  5. Martirosyan, N. L., et al. Blood supply and vascular reactivity of the spinal cord under normal and pathological conditions. J Neurosurg Spine. 15 (3), 238-251 (2011).
  6. Blight, A. R. Cellular morphology of chronic spinal cord injury in the cat: analysis of myelinated axons by line-sampling. Neuroscience. 10 (2), 521-543 (1983).
  7. Bassingthwaighte, J. B., et al. Validity of microsphere depositions for regional myocardial flows. Am J Physiol. 253 (1 Pt 2), H184-H193 (1987).
  8. Drescher, W. R., Weigert, K. P., Bunger, M. H., Hansen, E. S., Bunger, C. E. Spinal blood flow in 24-hour megadose glucocorticoid treatment in awake pigs. J Neurosurg. 99 (3 Suppl), 286-290 (2003).
  9. Golanov, E. V., Reis, D. J. Contribution of oxygen-sensitive neurons of the rostral ventrolateral medulla to hypoxic cerebral vasodilatation in the rat. J Physiol. 495 (Pt 1), 201-216 (1996).
  10. Ueda, Y., et al. Influence on spinal cord blood flow and function by interruption of bilateral segmental arteries at up to three levels: experimental study in dogs). Spine (Phila Pa 1976). 30 (20), 2239-2243 (2005).
  11. Carlson, G. D., et al. Sustained spinal cord compression: part II: effect of methylprednisolone on regional blood flow and recovery of somatosensory evoked potentials). J Bone Joint Surg Am. 85-A (1), 95-101 (2003).
  12. Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine (Phila Pa 1976). 32 (18), 1955-1962 (2007).
  13. Horn, E. M., et al. The effects of intrathecal hypotension on tissue perfusion and pathophysiological outcome after acute spinal cord injury). Neurosurg Focus. 25 (5), E12(2008).
  14. Phillips, J. P., George, K. J., Kyriacou, P. A., Langford, R. M. Investigation of photoplethysmographic changes using a static compression model of spinal cord injury. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2009, 1493-1496 (2009).
  15. Phillips, J. P., George, K. J., Kyriacou, P. A., Langford, R. M. Investigation of photoplethysmographic changes using a static compression model of spinal cord injury. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2009, 1493-1496 (2009).
  16. Ishikawa, M., et al. Platelet adhesion and arteriolar dilation in the photothrombosis: observation with the rat closed cranial and spinal windows. J Neurol Sci. 194 (1), 59-69 (2002).
  17. Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine (Phila Pa 1976). 37 (22), E1376-E1382 (1976).
  18. Huang, L., et al. Quantitative assessment of spinal cord perfusion by using contrast-enhanced ultrasound in a porcine model with acute spinal cord contusion). Spinal Cord. 51 (3), 196-201 (2012).
  19. Postema, M., Gilja, O. H. Contrast-enhanced and targeted ultrasound. World J Gastroenterol. 17 (1), 28-41 (2011).
  20. Soubeyrand, M., Badner, A., Vawda, R., Chung, Y. S., Fehlings, M. Very High Resolution Ultrasound Imaging for Real-Time Quantitative Visualisation of Vascular Disruption After Spinal Cord Injury. J Neurotrauma. , (2014).
  21. Akhtar, A. Z., Pippin, J. J., Sandusky, C. B. Animal models in spinal cord injury: a review. Rev Neurosci. 19 (1), 47-60 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Implantacja cewnika żyły szyjnejprocedura laminektomiikontrast mikropęcherzykowyurządzenie do wywoływania spadku ciśnieniastrefa penumbry niedokrwiennejkwantyfikacja w czasie rzeczywistym
Obrazowanie ultrasonograficzne ze wzmocnieniem kontrastowym do oceny przepływu krwi w rdzeniu kręgowym w eksperymentalnym urazie rdzenia kręgowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.