Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model zapalenia Th17 kandydozy jamy ustnej i gardła u myszy z niedoborem odporności

9.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52538

⸱

18 lutego 2015

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, School of Dental Medicine, Case Western Reserve University

W tym artykule

Podsumowanie

Chociaż dostępne są modele infekcji Candida do badania odporności immunologicznej gospodarza, nie ma modelu do badania immunopatologii za pośrednictwem limfocytów T w kontekście infekcji Candida. Tutaj opisujemy metodę ustalania immunopatologii Th17 związanej z doustnym zakażeniem Candida u myszy z niedoborem odporności.

Streszczenie

Choroba kandydozy jamy ustnej i gardła (OPC) jest spowodowana nie tylko brakiem odporności immunologicznej gospodarza, ale także brakiem odpowiedniej regulacji immunopatologii wywołanej infekcją. Chociaż komórki Th17 są zaangażowane w obronę przeciwgrzybiczą, ich rola w immunopatologii jest niejasna. W pracy przedstawiono metodę ustalania doustnej immunopatologii Th17 związanej z infekcją szczęk jamy ustnej u myszy z niedoborem odporności. Metoda opiera się na odtworzeniu myszy limfopenicznych z komórkami Th17 hodowanymi in vitro, a następnie na zakażeniu jamy ustnej Candida albicans (C. albicans). Wyniki pokazują, że niepohamowane komórki Th17 powodują stan zapalny i patologię, i są związane z kilkoma mierzalnymi odczytami, w tym utratą wagi, produkcją cytokin prozapalnych, histopatologią języka i śmiertelnością, co pokazuje, że model ten może być cenny w badaniu immunopatologii OPC. Adoptywny transfer komórek regulatorowych (Tregs) kontroluje i zmniejsza odpowiedź zapalną, co pokazuje, że model ten może być wykorzystany do testowania nowych strategii przeciwdziałania zapaleniu jamy ustnej. Model ten może być również przydatny w badaniu immunopatologii jamy ustnej Th17 w ogóle w kontekście innych chorób jamy ustnej.

Wprowadzenie

Infekcje jamy ustnej i stany zapalne są związane z rakiem i chorobami sercowo-naczyniowymi i mają ogromny wpływ na ogólny stan zdrowia człowieka2,3. Zakażenia oportunistyczne i stany zapalne wywołane przez C. albicans są związane z pierwotnymi niedoborami odporności (PID)4,5, zaburzeniami zapalnymi, takimi jak zapalenie przyzębia 6,7, zespół Sjögrena i choroba gruczołów ślinowych8,9, a także rak płaskonabłonkowy jamy ustnej 10-12. C. albicans jest dymorficznym grzybem komensalnym, który bezobjawowo kolonizuje usta 60% zdrowych ludzi, ale jest najczęstszym patogenem grzybowym powodującym infekcje, gdy obrona gospodarza jest osłabiona13-15. Powoduje nawracające i przewlekłe infekcje i stany zapalne u pacjentów z AIDS i PID, a także u innych osób z obniżoną odpornością. Jako komensal, jego ładunek kolonizacyjny jest związany ze zmianą różnorodności całego mikrobiomu jamy ustnej16. Jako patogen powoduje kilka form kandydozy jamy ustnej i gardła, takich jak ostra błoniasta, ostra atroficzna, przewlekła atroficzna, przewlekła przerostowa/hiperplastyczna i kątowe zapalenie warg.

Ochrona przed C. albicans zależy nie tylko od odporności immunologicznej gospodarza, ale także od zdolności do odpowiedniego kontrolowania immunopatologii indukowanej przez Candida. Chociaż komensale, takie jak C. albicans, przyczyniają się do modulacji i zaostrzenia innych stanów zapalnych jamy ustnej, mechanizmy, za pomocą których dochodzi do dysbiozy podczas infekcji oportunistycznych, są niejasne. Oprócz znanej roli adaptacyjnych komórek Th17 w odpowiedzi pamięci na C. albicans17, ich rola w inicjowaniu i utrwalaniu patologii stanu zapalnego podczas przewlekłych infekcji pozostaje niejasna. Ponadto choroby zapalne jamy ustnej, takie jak zespół Sjögrena i zapalenie przyzębia, są związane z patologią, w której pośredniczy Th17. Co ciekawe, choroby te są również silnie związane z częstymi OPC. Jednak interakcje między komórkami Th17, doustna immunopatologia OPC i inne choroby zapalne jamy ustnej nie są badane.

Chociaż dostępne są mysie modele pierwotnego i wtórnego zakażenia kandydozą jamy ustnej, mysi model do badania zapalenia Th17 związanego z infekcją Candida, szczególnie w kontekście niedoboru odporności, jest niedostępny. W pracy przedstawiono metodę ustalania zapalenia jamy ustnej Th17 związanego z zakażeniem jamy ustnej Candida u myszy. Zakażenie Candida u myszy charakteryzuje się zmianami grzybiczymi, stanem zapalnym języka, zmniejszonym spożyciem pokarmu, utratą masy ciała i ostatecznie stanem agonalnym. Patologia jamy ustnej przypomina przewlekłe zmiany w infekcji drożdżakowej, a także dysplazję nabłonkową w mysich modelach raka jamy ustnej12,18.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Eksperymenty na myszach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnego komitetu ds. dobrostanu zwierząt (IACUC).

1. Rekonstytucja myszy Rag-1-/- z komórkami Th17 hodowanymiin vitro (trzy dni przed zakażeniem)

  1. W celu wytworzenia komórek Th17 należy wyhodować limfocyty T CD4 + CD44 o niskiej zawartości CD62 (3 x 104) (3 x 104) na samych płytkach 96-dołkowych z dnem U lub wspólnie hodować je wraz z 3 x 104 CD4 + CD25 + Foxp3 + Treg w obecności rozpuszczalnych przeciwciał α-CD3 (1 μg / ml), α-CD28 (2 μg / ml) i komórek prezentujących antygen, w warunkach Th17 (spolaryzowany przy użyciu IL-6 (25 ng/ml), TGF-β (2 ng/ml), α-IFN-γ (2 μg/ml) i α-IL-4 (2 μg/ml)) przez trzy do czterech dni.
    UWAGA: Komórki naiwne i Treg posortowano przy użyciu sortowania komórek aktywowanych fluorescencją (FACS) i procedur izolacji komórek magnetycznych, a następnie hodowano je zgodnie z wcześniejszym opisem19-22.
  2. W 4 dniu, po ponownym wyparciu komórek Th17 za pomocą pipety, należy je pobrać z kultur i odwirować w sterylnych warunkach.
    1. Weź małą porcję tych komórek, aby zbadać ich żywotność i fenotypować. Zawiesić je ponownie w 500 μl pożywki RPMI, dodać jodek propidyny (200 ng/ml) i natychmiast ocenić ich żywotność za pomocą cytometrii przepływowej. Przeprowadzić fenotypowanie za pomocą cytometrii przepływowej pod kątem produkcji IL-17A po restymulacji (patrz punkt 6.3).
  3. Odwirować i umyć główną masę komórek w sterylnym PBS o sile 480 x g przez 6 minut w temperaturze 4 °C we wszystkich etapach, chyba że określono inaczej.
  4. Użyj tych komórek do adoptywnego transferu do 6-8 tygodniowych myszy z niedoborem odporności CD45.2 Rag1-/-.
    1. Ponownie zawiesić komórki przy gęstości komórek 1 x 107 / ml za pomocą zimnego sterylnego PBS.
    2. Wstrzyknąć 100 μl komórek przez wstrzyknięcie dootrzewnowe, używając igieł 25 G na strzykawkach tuberkulinowych o pojemności 1 ml, tak aby jedna mysz otrzymała 1 x 106 komórek. Niektóre myszy otrzymają tylko komórki PBS lub Th17, a inne myszy otrzymają komórki Th17, które były współhodowane z komórkami Treg.
      UWAGA: Wszystkie czynności należy wykonywać w sposób aseptyczny.

2. Uprawa C. albicans na infekcję (jeden dzień przed zakażeniem)

  1. Przed inokulacją rozprowadzić pięć kolonii szczepu laboratoryjnego CAF2-1 C. albicans w 100 μl sterylnej zawiesiny PBS i dodać zawiesinę do sterylnego bulionu.
  2. Zaszczepić 5 kolonii C. albicans w 50 ml pożywki azotowej drożdży (YNB bez aminokwasów)/peptonu/dekstrozy i inkubować w inkubatorze z wytrząsarką w temperaturze 30 °C przez 15–18 godzin przy 130 obr./min.
  3. Monitoruj bulion pod kątem zmętnienia, ponieważ jest to wskazanie do wzrostu grzyba.

3. Procedura zbioru i liczenia Candida (w dniu zakażenia)

  1. Zbierz 10 ml bulionu Candida do 15 ml probówek. W przypadku większych objętości należy zebrać Candidę w probówkach o pojemności 50 ml.
  2. Odwirować blastospory przy 1900 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej we wszystkich etapach, chyba że określono inaczej. Rozpylić blastospory przez odwirowanie, a następnie usunąć supernatant.
  3. Jeśli jest więcej niż jedna probówka, połącz blastospory Candida z wielu probówek, dodając sterylny PBS do granulek i zawieś je ponownie w 10 ml PBS w celu zliczenia.
  4. Pobrać 20 μl blastospor do probówek mikrowirówek o pojemności 1,5 ml, dodać 20 μl paraformaldehydu 2X i inkubować w temperaturze pokojowej przez 15-20 min. Policz utrwalone blastospory za pomocą hemocytometru pod mikroskopem.
    UWAGA: Paraformaldehyd jest rakotwórczy. Nierozcieńczony roztwór należy otwierać tylko w dygestorium.
  5. W międzyczasie powtórz mycie blastospor co najmniej dwa razy, odwirowując je w PBS i granulując blastospory . Przechowywać granulki w probówkach o pojemności 15 ml w temperaturze pokojowej, w kapturze ABSL1, w stanie gotowości do zakażenia.
  6. Zostaw trochę sterylnego PBS w RT w celu ponownego zawieszenia blastospor do infekcji.
  7. Po zliczeniu dodaj sterylny PBS do osadu blastospory, aby dostosować liczbę komórek blastospory drożdży do 2 x108 komórek drożdży/ml. Jest to zawiesina blastospor, która zostanie użyta do zakażenia myszy.
    UWAGA: Wszystkie czynności należy wykonywać w sposób aseptyczny.

4. Zakażenie myszy (3-5 dni po transferze komórek)

UWAGA: Podstawowa procedura infekcji jest wykonywana zgodnie z wcześniejszym opisem19,23-25.

  1. Zważ myszy Rag-1-/-, które otrzymały PBS lub komórki trzy dni wcześniej.
  2. Oblicz dawkę środków znieczulających na podstawie ich masy ciała. Znieczulić myszy, podając mieszaninę ketaminy i ksylazyny (16,1 mg/ml i 1,6 mg/ml), używając igieł 25 G na strzykawkach tuberkulinowych o pojemności 1 ml, we wstrzyknięciu dootrzewnowym.
    1. Podawać 50 μl na 10 gramów masy ciała. (tj. odpowiednio 0,8 mg ketaminy i 0,08 mg ksylazyny/10 g masy ciała lub odpowiednio 80 mg ketaminy i 8 mg ksylazyny na kg masy ciała). Obserwuj reakcję na szczypanie palców u nóg co 15 minut po znieczuleniu.
      UWAGA: Ta dawka wywoła 60-90 minut znieczulenia, co wystarczy do zabiegu infekcji.
    2. Nałóż maść z lubrykantem okulistycznym do oczu myszy, aby zapobiec wysychaniu rogówki. Ponieważ smar do oczu może wyschnąć, należy powtarzać smarowanie okulistyczne co 45 minut.
  3. Wstrzyknąć 1 ml soli fizjologicznej (0,9% NaCl) podskórnie w plecy przylegające do kończyny przedniej, aby wspomóc nawodnienie myszy podczas znieczulenia.
  4. Zdobądź nową, czystą klatkę. Postępuj zgodnie z procedurą infekcji jedna mysz na raz, umieszczając każdą mysz w nowej klatce po zainfekowaniu. Najpierw wykonaj PBS/pozorowaną infekcję, a następnie przejdź do grup infekcji Candida.
  5. Podnieś znieczuloną mysz i otwórz szeroko usta, aby odsłonić podstawę języka.
    1. Umieść wacik o średnicy 3 mm nasączony 50 μl PBS lub zawiesiną blastospor podjęzykowo w jamie ustnej na 90 minut. Obracaj myszy co 15 minut do przodu i do tyłu, aby zapobiec przekrwieniu płuc, upewniając się, że waciki się nie poruszają.
  6. Ustaw licznik czasu dla każdej myszy, aby zapewnić 90 minut szczepienia Sham lub Candida w jamie ustnej.
  7. Trzymaj je w klatce pod lampą grzewczą (4 stopy oddalenia), a każdą mysz na podkładkach z żelu grzewczego.
  8. Upewnij się, że język jest cofnięty do środka i z dala od zębów, aby uniknąć skaleczenia języka przez zęby.
  9. Po upływie 90 minut wyjmij wacik z pyska myszy. Uważaj na każdą mysz, która może wyzdrowieć po znieczuleniu wcześniej niż 75 minut. W takim przypadku należy je ponownie znieczulić samą ketaminą (40 mg/kg).

5. Monitorowanie po zabiegu (podczas 90 min znieczulenia)

  1. Używaj wkładek żelowych podczas 90-minutowego znieczulenia.
    1. Aby utrzymać temperaturę ciała i zapobiec uduszeniu, nie pozwól, aby myszy zregenerowały się na zwykłej pościeli dla myszy z kolb kukurydzy.
  2. Po wyzdrowieniu ze znieczulenia należy podać podskórnie dodatkowy 1 ml sterylnego 0,9% NaCl w dwa miejsca na plecach.
  3. Trzymaj do pięciu myszy zaszczepionych PBS (pozorowanych) w klatce. Trzymaj tylko 1-2 zarażone myszy w klatce.
  4. Codziennie po zabiegu wypełniaj kartę zabiegu inicjałami, aby zanotować zmiany w masie ciała, nawykach pielęgnacyjnych i ogólnym stanie zdrowia.

6. Ocena stanu zapalnego

6.1) Utrata masy ciała

  1. Myszy należy ważyć codziennie podczas infekcji, począwszy od dnia poprzedzającego zabieg zakażenia.
    UWAGA: Zazwyczaj myszy z niedoborem odporności, którym wstrzyknięto komórki Th17 i nie mają Tregów, ulegają utracie wagi o 20-30% z powodu zwiększonego obciążenia grzybami19 i zaostrzonego stanu zapalnego.

6.2) Ocena histologiczna języka

  1. Poświęć myszy przez uduszenie CO2, a następnie zwichnięcie szyjki macicy.
  2. Otwórz szczęki i wypreparuj język nożyczkami i kleszczami. Użyj kleszczy, aby przytrzymać język, a za pomocą nożyczek sięgnij do tylnej części jamy ustnej, aby naciąć tylny koniec języka.
  3. W celu immunocytochemicznego barwienia tkanek języka hematoksyliną i eozyną (H&E) należy przepłukać tkanki języka lodowatym PBS. Dodaj 5 ml 10% formaliny na 2-3 języki i zamocuj je O/N w tubkach o pojemności 15 ml.
    1. Następnego dnia usuń formalinę i zanurz tkanki w 5 ml 70% etanolu, aby zapobiec nadmiernemu utrwaleniu. Wyślij je do serwisu komercyjnego, aby kontynuować zatapianie, cięcie i barwienie skrawków parafiny parafiny.
      UWAGA: Do wykonania tych czynności wykorzystywana jest komercyjna usługa histologiczna.
  4. Gdy szkiełka wrócą z komercyjnej usługi histologicznej, należy ocenić stan zapalny, obserwując skrawki tkanek pod mikroskopem świetlnym.
    1. Wynik od 0 do 5, gdzie 0 oznacza brak stanu zapalnego, a 5 najpoważniejsze zapalenie. Oceń stan zapalny, korzystając z Tabeli 1.

6.3) Produkcja cytokin przez komórki Th17

UWAGA: Nadmierna produkcja α TNF jest jednym z sygnałów świadczących o nadmiernej immunopatologii. Kiedy myszy są adoptywnie przenoszone tylko z komórkami Th17, powoduje to immunopatologię, która jest związana z nadmierną produkcją TNF-α w komórkach Th17.

  1. Pobrać zawiesinę jednokomórkową ze śledziony, węzłów chłonnych szyjnych, węzłów chłonnych pachowych i języka, stosując wcześniej opisane metody19,26.
  2. Ponownie stymuluj komórki octanem mirystynianu forbolu (PMA) (50 ng / ml) i jonomycyną (500 ng / ml) przez 4 godziny z Brefeldiną A (10 μg / ml) dodanym w ciągu ostatnich 2 godzin. Umyj komórki PBS i utrwal je za pomocą dostępnego w handlu zestawu do utrwalania/przepuszczalności zgodnie z instrukcjami producenta.
  3. Wykonaj barwienie cytokin wewnątrzkomórkowych za pomocą sprzężonych z fluorochromem przeciwciał anty-TNF-α, anty-IL-17A i ROR-γt, jak opisano wcześniej19.
  4. Krótko mówiąc, ponownie zawieś komórki w buforze przepuszczalnym 1X koktajlem przeciwciał anty-TNF-α, anty-IL-17A i ROR-γt, każde przeciwciało o końcowym stężeniu 2 - 3 μg / ml.
  5. Inkubować komórki przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
  6. Po inkubacji przemyć komórki 1X buforem permeabilizacyjnym.
  7. Zawiesić osad komórkowy w 500 μl PBS z 0,5% albuminą surowicy bydlęcej do analizy cytometrii przepływowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tym modelu zarówno myszy zakażone Candida, jak i myszy niezakażone w immunodeficyjnym tle Rag-1-/-, otrzymały adoptywny transfer komórek Th17 na 3-5 dni przed zakażeniem. Do eksperymentów wykorzystano łącznie 10-12 myszy, z czego 2 myszy w każdej grupie zakażonej pozornie (Sham) oraz 4-5 myszy w każdej z grup zakażonych Candida. Komórki naiwne pochodziły od kongenicznych myszy Thy1.1 lub CD45.1, dzięki czemu wstrzyknięte komórki Th17 śledzono in vivo odpowiednio za pomocą barwienia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model ten opiera się na indukowaniu doustnego zapalenia Th17 zależnego od infekcji C. albicans . Ze względu na brakT regs, stan zapalny wywołany komórkami Th17 jest nieograniczony i prowadzi do słabo rozwiązanej immunopatologii. Do transferu adoptywnego użyto naiwnych komórek CD4 pochodzących z in vitro , spolaryzowanych jako komórki Th17. 40 - 50% hodowanych komórek CD4 + wykazuje wykrywalną ekspresję IL-17A około 3 dnia (komórki Th17), dlatego zostały użyte do wstrzyknięcia u myszy. Główną ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Dziękujemy dr Helene Bernstein za udostępnienie nam jej cytometru przepływowego. Dziękujemy również zakładowi cytometrii przepływowej CFAR za usługi cytometrii przepływowej. Projekt ten był częściowo wspierany przez CTSC Core Utility Funding oraz grant STERIS corporation/University Hospitals-Division of Infectious Diseases dla PP.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
CAF-2University of Pittsburgh (Sarah Gaffen)-Kultura Candida
U-dolne płytki 96-dołkowe Fisher055588Używany do hodowli komórkowych
a-CD3 eBiosciences16-0031-85Polaryzacja komórek do warunków Th17
a-CD28 eBiosciences16-0281-85Polaryzacja komórek do warunków Th17
m-IL-6Bio BasicRC232Polaryzacja komórek do warunków Th17
h-TGF-b R& D240-BPolaryzacja ogniw do warunków Th17
a-IFN-g eBiosciences16-7311-85Polaryzacja komórek do warunków Th17
a-IL-4 eBiosciences16-7041-85Polaryzacja komórek do warunków Th17
α-IL17A ef660eBiosciences50-7177-82Używany do hodowli komórkowych - 1:50
&alfa;-TNFa-PE-Cy7eBiosciences25-7423-41Używany do hodowli komórkowej - 1:100
α-RORgt PE eBiosciences12-6981-82Używany do hodowli komórkowych - 1:50
YNB bez aminokwasów)/Pepton/Podłoże bulionowe dekstrozy Bio PodstawowyS507. ROZMIARMediium do wzrostu candida
Inkubator Shaker New Brunswick ScientificInnova 4300Wzrost inkubacyjny dla Candida
15 ml probówkiBio BasicBT888-SYUżywany do hodowli komórkowych i wzrostu Candida
Probówki 50 mlBio BasicCT 788-YSUżywany do hodowli komórek i wzrostu Candida
Wirówka stołowaVWR International LLC82017-654Do granulowania candida -900 g
WirówkaAllegraBeckman Coulter392302Hodowla komórkowa - 480 g
1,5 ml probówki eppendorfBio BasicBT620-NSPrzygotowanie końcowego stężenia candida
2x paraformaldehydMikroskopia elektronowa Nauki15710Utrwalanie candida do liczenia
HemocytometrVWR International LLC15170-172Liczenie komórek
PBS - Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiBio BasicPD8117Przygotowanie
Ketamina/ksylazyna Case Western Reserve University - Centrum Zasobów Zwierzęcych-Uzyskane z zatwierdzonego przez ARC protokołu znieczulenia
Maść z lubrykantem okulistycznym Maść Allergan-Eyedla zwierząt zapobiegająca wysuszeniu Sól
fizjologiczna (0,9% NaCl)G Biosciences786-561Podawana zwierzętom w celu zapobiegania odwodnieniu
Wacik o średnicy 3 mm VWR International LLCBP7603 Kulki3 mm na infekcję Candida
Podkładki żeloweCase Western Reserve University - Centrum Zasobów Zwierzęcych-do utrzymania temperatury ciała i szybkiego powrotu do zdrowia
Barwienie Hematoksyliną i EozynąHistoserv - MD-Histologiatkanek
10% formalina Mikroskopia elektronowaJC1111/MCHistologia tkanek
70% etanol VWR International LLC97064-490Cel sterylizacji
PMA - 12-mirystynian 13-octanPhorbol Sigma-AldrichP1585-1MGRestymulacja komórek
JonomycynaLife Technologies124222 1mgRestymulacja komórek
Zestaw do permeabilizacji utrwalaniaeBiosciencesE16913-106Utrwalanie komórek do cytometrii przepływowej
Strzykawki tuberkulinoweBD Biosciences309659Myszy do wstrzykiwań
25 G x 3/8 igiełBD Biosciences309626Myszy do wstrzykiwań
Rag1 -/- myszyJackson laboratoriesNr katalogowy: 002216Myszy biorcze
CD45.1 myszy kongenicznelaboratoriesNr katalogowy: 002014 Komórki dawcy Th17
Myszy CB17-SCIDLaboratoria JacksonaNr magazynowy: 001303Myszy biorcy
Myszy Balb / cLaboratoria JacksonaNr katalogowy: 000651Komórki dawcy Th17
Jackson

Bibliografia

  1. Allam, J. P., et al. IL-23-producing CD68(+) macrophage-like cells predominate within an IL-17-polarized infiltrate in chronic periodontitis lesions. Journal of Clinical Periodontology. 38 (10), 879-886 (2011).
  2. Loesche, W. J. Periodontal disease: link to cardiovascular disease. Compendium Of Continuing Education In Dentistry. 21 (6), 463-466 (2000).
  3. Sfyroeras, G. S., Roussas, N., Saleptsis, V. G., Argyriou, C., Giannoukas, A. D. Association between periodontal disease and stroke. Journal Of Vascular Surgery. 55 (4), 1178-1184 (2012).
  4. Huppler, A. R., Bishu, S., Gaffen, S. L. Mucocutaneous candidiasis: the IL-17 pathway and implications for targeted immunotherapy. Arthritis Research & Therapy. 14 (4), 217(2012).
  5. Sitheeque, M. A., Samaranayake, L. P. Chronic hyperplastic candidosis/candidiasis (candidal leukoplakia). Critical Reviews In. Oral Biology And Medicine : An Official Publication Of The American Association Of Oral Biologists. 14 (4), 253-267 (2003).
  6. Canabarro, A., et al. Association of subgingival colonization of Candida albicans and other yeasts with severity of chronic periodontitis. Journal Of Periodontal Research. 48 (4), 428-432 (2013).
  7. Urzua, B., et al. Yeast diversity in the oral microbiota of subjects with periodontitis: Candida albicans and Candida dubliniensis colonize the periodontal pockets. Medical Mycology. 46 (8), 783-793 (2008).
  8. Ergun, S., et al. Oral status and Candida colonization in patients with Sjogren's Syndrome. Medicina Oral, Patologia Oral Y Cirugia Bucal. 15 (2), e310-e315 (2010).
  9. Hernandez, Y. L., Daniels, T. E. Oral candidiasis in Sjogren's syndrome: prevalence, clinical correlations, and treatment. Oral Surgery, Oral Medicine, And Oral Pathology. 68 (3), 324-329 (1989).
  10. Gall, F., et al. Candida spp. in oral cancer and oral precancerous lesions. The New Microbiologica. 36 (3), 283-288 (2013).
  11. Grady, J. F., Reade, P. C. Candida albicans as a promoter of oral mucosal neoplasia. Carcinogenesis. 13 (5), 783-786 (1992).
  12. Dwivedi, P. P., Mallya, S., Dongari-Bagtzoglou, A. A novel immunocompetent murine model for Candida albicans-promoted oral epithelial dysplasia. Medical Mycology. 47 (2), 157-167 (2009).
  13. Cheng, S. C., Joosten, L. A., Kullberg, B. J., Netea, M. G. Interplay between Candida albicans and the mammalian innate host defense. Infection and Immunity. 80 (4), 1304-1313 (2012).
  14. Marodi, L., Johnston, R. B. Invasive Candida species disease in infants and children: occurrence, risk factors, management, and innate host defense mechanisms. Current Opinion In Pediatrics. 19 (6), 693-697 (2007).
  15. Kumamoto, C. A. Inflammation and gastrointestinal Candida colonization. Current Opinion In. Microbiology. 14 (4), 386-391 (2011).
  16. Kraneveld, E. A., et al. The relation between oral Candida load and bacterial microbiome profiles in Dutch older adults. PloS One. 7 (8), e42770(2012).
  17. Hernandez-Santos, N., et al. Th17 cells confer long-term adaptive immunity to oral mucosal Candida albicans infections. Mucosal Immunology. 6 (5), 900-910 (2013).
  18. Hasina, R., et al. ABT-510 is an effective chemopreventive agent in the mouse 4-nitroquinoline 1-oxide model of oral carcinogenesis. Cancer Prevention Research. 2 (4), 385-393 (2009).
  19. Pandiyan, P., et al. CD4(+)CD25(+)Foxp3(+) regulatory T cells promote Th17 cells in vitro and enhance host resistance in mouse Candida albicans Th17 cell infection model. Immunity. 34 (3), 422-434 (2011).
  20. Pandiyan, P., et al. The role of IL-15 in activating STAT5 and fine-tuning IL-17A production in CD4 T lymphocytes. J Immunol. 189 (9), 4237-4246 (2012).
  21. Pandiyan, P., Lenardo, M. J. The control of CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T cell survival. Biology Direct. 3 (6), (2008).
  22. Pandiyan, P., Zheng, L., Ishihara, S., Reed, J., Lenardo, M. J. CD4(+)CD25(+)Foxp3(+) regulatory T cells induce cytokine deprivation-mediated apoptosis of effector CD4(+) T cells. Nat Immunol. 8 (12), 1353-1362 (2007).
  23. Conti, H. R., Huppler, A. R., Whibley, N., Gaffen, S. L., et al. Animal models for candidiasis. Current Protocols In Immunology. Coligan, J. E., et al. 105, 11-19 (2014).
  24. Conti, H. R., et al. Th17 cells and IL-17 receptor signaling are essential for mucosal host defense against oral candidiasis. J Exp Med. 206 (2), 299-311 (2009).
  25. Kamai, Y., et al. New model of oropharyngeal candidiasis in mice. Antimicrobial Agents And Chemotherapy. 45 (11), 3195-3197 (2001).
  26. Pandiyan, P., Bhaskaran, N., Zhang, Y., Weinberg, A. Isolation of T cells from mouse oral tissues. Biological Procedures Online. 16 (1), 4(2014).
  27. Gladiator, A., Wangler, N., Trautwein-Weidner, K., LeibundGut-Landmann, S. Cutting edge: IL-17-secreting innate lymphoid cells are essential for host defense against fungal infection. J Immunol. 190 (2), 521-525 (2013).
  28. Leppkes, M., Roulis, M., Neurath, M. F., Kollias, G., Becker, C. Pleiotropic functions of TNF-alpha in the regulation of the intestinal epithelial response to inflammation. International Immunology. 26 (9), 509-515 (2014).
  29. Bishu, S., et al. The adaptor CARD9 is required for adaptive but not innate immunity to oral mucosal Candida albicans infections. Infection and Immunity. 82 (3), 1173-1180 (2014).
  30. Quintin, J., et al. Differential role of NK cells against Candida albicans infection in immunocompetent or immunocompromised mice. Eur J Immunol. 44 (8), 2405-2414 (2014).
  31. Ramirez-Garcia, A., et al. Candida albicans and cancer: Can this yeast induce cancer development or progression. Critical Reviews In Microbiology. , 1-13 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Adoptywny transfer limfocyt w Tzaka enie Candida albicansanaliza cytometrycznaanaliza immunohistochemicznatransfer limfocyt w Tregpomiar utraty masy cia ahistopatologia j zyka
Model zapalenia Th17 kandydozy jamy ustnej i gardła u myszy z niedoborem odporności
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.