Artykuł metodologiczny

Zwiększenie pulsacyjnego przepływu w tętnicy płucnej poprawia niedotlenienie nadciśnienia płucnego u prosiąt

DOI:

10.3791/52571

⸱

11 maja 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Medicine, Pulmonary Hypertension Research Group (CRIUCPQ), Laval University, 2Institut National de la Recherche Agronomique, 3Université Diderot Paris, Sorbonne Paris Cité, 4Hôpital Lariboisière, Physiologie clinique Explorations Fonctionnelles, 5INSERM U 965, 6Service de Cardiologie, Centre Hospitalier Universitaire Tours

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nadciśnienie płucne wiąże się ze znacznym zmniejszeniem pulsatności, kurczliwości i elastyczności tętnicy płucnej, przyczyniając się do wzrostu ciśnienia w tętnicy płucnej i oporu płucnego. Wykorzystując niedotleniony model prosiąt, badanie to wykazało, że poprawa plastyczności tętnicy płucnej za pomocą nowo opracowanego cewnika pulsacyjnego poprawia niedotlenienie nadciśnienia płucnego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tętnicze nadciśnienie płucne (PAH) jest chorobą dotykającą dystalnych tętnic płucnych (PA). Tętnice te są zdeformowane, co prowadzi do niewydolności prawej komory. Obecne metody leczenia są ograniczone. Fizjologicznie pulsacyjny przepływ krwi jest szkodliwy dla układu naczyniowego. W odpowiedzi na utrzymujący się stres pulsacyjny naczynia uwalniają tlenek azotu (NO), aby wywołać rozszerzenie naczyń krwionośnych w celu samoobrony. Na podstawie tej obserwacji w ramach tego badania opracowano protokół oceny, czy sztuczny pulsacyjny przepływ krwi w płucach może wywołać zależny od NO spadek ciśnienia w tętnicy płucnej. Jedna grupa prosiąt była narażona na przewlekłe niedotlenienie przez 3 tygodnie i porównana z grupą kontrolną prosiąt. Raz w tygodniu prosięta poddawane były badaniu echokardiograficznemu w celu oceny nasilenia PAH. Pod koniec ekspozycji na niedotlenienie prosięta poddano protokołowi pulsacyjnemu za pomocą pulsacyjnego cewnika. Po znieczuleniu i przygotowaniu do operacji wyizolowano żyłę szyjną prosiątka i wprowadzono cewnik przez prawy przedsionek, prawą komorę i tętnicę płucną, pod kontrolą radioskopową. Ciśnienie w tętnicy płucnej (PAP) mierzono przed (T0), bezpośrednio po (T1) i 30 minut po (T2) protokole pulsacyjnym. Wykazano, że ten pulsacyjny protokół jest bezpieczną i skuteczną metodą indukowania znacznego zmniejszenia średniego PAP za pomocą mechanizmu zależnego od NO. Dane te otwierają nowe możliwości klinicznego leczenia TNP.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tętnicze nadciśnienie płucne jest zagrażającą życiu chorobą wpływającą na układ naczyniowy płuc. W tej dziedzinie panuje zgoda co do tego, że brak równowagi między wzrostem liczby leków zwężających naczynia krwionośne (endotelina, serotonina) a spadkiem leków rozszerzających naczynia krwionośne (NO, prostacyklina) przyczynia się do rozwoju PAH. Z biegiem czasu ten pro-restrykcyjny fenotyp ewoluuje w złożony fenotyp proproliferacyjny i antyapoptozyczny, przyczyniając się do rozwoju zmian naczyniowych 1.

Długotrwałe narażenie na czynniki zwężające naczynia krwionośne prowadzi do znacznego i trwałego wzrostu [Ca2+]i w komórkach mięśni gładkich tętnicy płucnej, umożliwiając aktywację kilku regulowanych przez wapń czynników transkrypcyjnych, takich jak NFAT 2-4, promując proliferację PASMC i odporność na fenotyp apoptozy 5. Ten fenotyp prowadzi do zmian naczyniowych w płucach, przyczyniając się do wzrostu zarówno ciśnienia PA, jak i oporu płucnego, co ostatecznie prowadzi do śmiertelnej niewydolności prawego serca 6.

Obecnie nie ma dostępnej metody leczenia, która odwracałaby TNP, chociaż istnieje kilka, które poprawiają jakość życia pacjentów 7. Wśród tych metod leczenia wykazano skuteczność wziewnego leczenia NO, ale ze względu na krótki okres półtrwania jest ono trudne do stosowania w praktyce klinicznej. Z tego powodu preferowane są bardziej stabilne i trwałe metody leczenia, takie jak analogi prostacykliny lub blokery receptora endoteliny 7. Aby opracować lepsze metody leczenia, konieczne jest doskonalenie i poszerzanie wiedzy na temat patofizjologii TNP.

Pulsatility to dobrze znany bodziec aktywujący rozszerzenie naczyń krwionośnych wywołane stresem ścinającym, chroniący nieelastyczną tętnicę dystalną przed urazami spowodowanymi przepływem wysokiego ciśnienia 8,9. W modelu PAH wtórnego do przetoki chirurgicznej aortalno-płucnej, Nour i wsp. wykazali poprawę funkcji śródbłonka za pośrednictwem naprężenia ścinającego wewnątrzpłucnego 10. Kilka badań wykazało, że ekspresja NO, prostacykliny i ET-1 jest ściśle regulowana przez zmiany w przepływie pulsacyjnym. Rzeczywiście, umiarkowany wzrost przepływu pulsacyjnego zwiększa aktywność eNOS i poziomy prostacykliny, które są zmniejszone w PAH. Modulacja przepływu pulsacyjnego jest prawdopodobnie związana z etiologią PAH, a jej sztuczne zwiększanie jest atrakcyjnym i nowatorskim sposobem zwiększania produkcji NO i prostacykliny w krążeniu płucnym.

Niniejsze badanie ma na celu ocenę wpływu 10-minutowego przepływu pulsacyjnego przy użyciu nowo opracowanego cewnika pulsacyjnego na pomiary hemodynamiczne w modelu nadciśnienia płucnego (PH) u prosiąt, u których indukowano niedotlenienie. Postawiono hipotezę, że zwiększenie pulsacji tętnicy płucnej indukuje wazorelaksację tętnic płucnych, zmniejszając w ten sposób ciśnienie w tętnicy płucnej.

Cewnikowanie prawego serca (RHC) jest kluczową interwencją kliniczną w diagnostyce i obserwacji pacjentów z TNP. Rzeczywiście, jest to najbardziej wiarygodny sposób diagnozowania TNP i pozwala lekarzom ocenić reaktywność naczyniową 11,12, a także postęp choroby. W rzeczywistości każdy pacjent z TNP przechodzi RHC kilka razy. Niniejsze badanie na dużych zwierzętach ma na celu wykazanie skuteczności i bezpieczeństwa cewników pulsacyjnych w ocenie i leczeniu TNP podczas regularnej procedury RHC. Ponieważ cewniki pulsacyjne są już dostępne, a RHC jest rutynowo wykonywany u pacjentów z TNP, badanie to dostarcza wszystkich informacji wymaganych do szybkiego przeprowadzenia badań klinicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: To badanie zostało autoryzowane przez komisję etyki numer CEEA34. PB.103.12.

1. Wykorzystanie prosiąt jako modelu zwierzęcego

  1. Wykonaj w dwóch grupach (n = 6 w każdej grupie), dopasowanych pod względem płci, wieku (15 ± 3 miesiące) i masy ciała (30 ± 10 kg) (grupa kontrolna i grupa z przewlekłym niedotlenieniem (CH)). Trzymaj grupę CH przez 3 tygodnie w komorze hipobarycznej (0,4 atm), a grupę kontrolną trzymaj w normalnych warunkach normobarycznych (1 atm).
  2. Użyj komory hipobarycznej składającej się z pudełka z pleksiglasu o powierzchni 2 metrów kwadratowych i wysokości 1,6 metra, jak pokazano na rysunku 1.
  3. Stale monitorować i utrzymywać temperaturę 18 °C i ciśnienie 0,4 atm. Zapewnić odpowiednią wentylację za pomocą pompy próżniowej, umożliwiającej wymianę powietrza z szybkością 8m3 na godzinę.
  4. Umieść dwa zwierzęta w komorze z odpowiednim miotem. Co 48 godzin należy przywrócić ciśnienie w pudełku do warunków normobarycznych na pół godziny, aby wyczyścić pudełko, w obecności dwóch zwierząt, przy zamkniętym pudełku, aby zapobiec ich ucieczce. Ta metoda wywoływania nadciśnienia płucnego została szeroko zwalidowana 13.
  5. Znieczulanie zwierząt
    1. Znieczulenie prosiąt należy początkowo wstrzyknąć dożylnie tiopental sodu (10 mg/kg) i utrzymać znieczulenie poprzez ciągłe wdychanie izofluranu (1,5 do 3,5%). Nałóż dwie krople żelu Carbopol do oczu prosiąt, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
    2. Umieść zwierzęta w lewej bocznej pozycji odleżynowej z przednimi łapami związanymi w zgiętej pozycji, aby odsłonić klatkę piersiową. Oczyść skórę wodą z mydłem, a następnie ogol się golarką elektryczną, aby usunąć włosy, które mogłyby utrudniać przenikanie ultradźwięków przez klatkę piersiową.
  6. Echokardiogram
  7. Monitoruj rozwój PAH podłużnie i nieinwazyjnie za pomocą echokardiografii. Wykonuj echo co tydzień za pomocą przetwornika 3 MHz. Zapisz elektrokardiogram, umieszczając 3 elektrody na prawej i lewej łapie oraz po prawej stronie klatki piersiowej.
  8. Rejestruj dane obrazowania dwuwymiarowego i w trybie M w trzech różnych przypadkach (podłużna, mniejsza osiowa i wierzchołkowa) za pomocą sondy a-Dopplera. Trzymaj sondę w prawej ręce i umieść między czwartą a piątą lewą przestrzenią międzyżebrową. Przesuwaj sondę powoli w górę i w dół, obracając ją w prawo i w lewo, aż do uzyskania dobrej rozdzielczości obrazu dla różnych struktur serca (np. przegrody). Okno akustyczne różni się nieznacznie w zależności od zwierzęcia w zależności od położenia serca w klatce piersiowej.
  9. Zapisuj EKG w tym samym czasie dla każdego z tych przypadków i dla co najmniej 10 cykli pracy serca, aby umożliwić analizę off-line. Koniec rozkurczu definiuje się jako punkt w cyklu sercowym zbiegający się z początkiem załamka Q w EKG. Koniec skurczu zbiega się z nadejściem fali T.
  10. Zmierz przepływ krwi w zastawce mitralnej i trójdzielnej za pomocą USG Dopplera w widoku wierzchołkowym. Umieść sondę dopplerowską na końcu manubrium sterni; Strefa pobierania próbek znajdowała się tuż nad zastawką, aby rejestrować przepływ krwi przechodzący przez zastawkę.
  11. Rejestruj prędkość krwi podczas cyklu pracy serca za pomocą przepływometrii dopplerowskiej, aby uzyskać całkę czasowo-prędkościową przepływu krwi przez zastawki mitralne i trójdzielne oraz zastawki aortalne i płucne. Użyj tablicy graficznej wideo echografu do przechowywania obrazów z szybkością 25 klatek na sekundę w celu uzyskania stałych obrazów lub obrazów sekwencji dostarczanych przez echograf.
  12. Zmierzyć wymiary i pole powierzchni jamy serca za pomocą przyrządów pomiarowych oraz kontury powierzchni zaproponowane przez oprogramowanie zintegrowane z echografem zgodnie z międzynarodowymi zaleceniami 14.
  13. Zmierz grubość wolnej ścianki prawej komory podczas rozkurczu i skurczu za pomocą zapisu TM (time-motion) w kąta występowania osi mniejszej 14.
  14. Zmierz średnicę korzenia tętnicy płucnej na końcu zastawek płucnych na osi mniejszej view 14.
  15. Zmierz przegrodę i tylną ścianę lewej komory podczas rozkurczu w ruchu TM w widoku podłużnym na początku załamków Q w EKG i w skurczu na końcu załamka T w EKG 14.
  16. Zmierz średnicę końcowoskurczową lewej komory (LVEDD) i średnicę końcowoskurczową lewej komory (LVESD). Oblicz ułamkowe skrócenie (FS) za pomocą wzoru FS (%) = (LVEDD-LVESD)/LVEDD. Zmierz średnicę aorty oraz powierzchnię prawego i lewego przedsionka.
  17. Z całki prędkości-czas przepływów krwi w załodze mitralnej i trójdzielnej zmierz następujące elementy: maksymalną amplitudę fali E i A, czas połowicznego zanik opóźnienia fali E, czas trwania przepływu, wskaźnik prędkości-czas 14.
  18. Z pomiarów dopplerowskich tętnicy płucnej zmierz następujące elementy: prędkość maksymalna, czas połowicznego zaniku wznoszenia, czas trwania przepływu i jego całka 14.
  19. Oceń objętość lewej komory za pomocą metody Simpsona 15.
  20. Przechowuj dane dla każdego prosiąt w bazie danych w celu późniejszej analizy statystycznej całej grupy.

2. Cewnikowanie prawego serca

  1. Przygotowanie zwierząt
    1. Przed wprowadzeniem cewnika pulsacyjnego świnię umieszcza się w komorze hipobarycznej na 3 tygodnie w celu wywołania nadciśnienia płucnego.
    2. Pościć zwierzęta przez 24 godziny przed zabiegiem (24 godziny w przypadku pokarmów stałych, od 8 do 12 godzin w przypadku wody).
    3. Na 24 godziny przed RHC dobrze wyszkolony weterynarz powinien przeprowadzić badanie kliniczne przed znieczuleniem, aby ocenić kolor błony śluzowej, czas napełniania naczyń włosowatych, ogólne funkcje płuc i serca za pomocą stetoskopu oraz temperaturę ciała za pomocą termometru doodbytniczego.
    4. Wstrzyknięcia midazolamu (domięśniowo, 0,5 mg/kg) i chlorowodorku morfiny (domięśniowo, 0,1 mg/kg) należy podawać 15 do 30 minut przed indukcją znieczulenia. Powtarzać wstrzyknięcie chlorowodorku morfiny (0,05 do 0,5 mg/kg, domięśniowo) podczas indukcji co 4 do 6 godzin.
    5. Tiopental sodu (10 mg/kg mc., dożylnie) należy podawać we wstrzyknięciu początkowym w bolusie w dawce 5 mg/kg mc., a następnie we wstrzyknięciu częściowym, aż do uzyskania skuteczności. Następnie wykonaj wentylację worka i maski, aż do intubacji dotchawiczej.
    6. Intubacja prosiąt
      1. Nasmaruj rurkę żelem pramocaine. Włóż metalowy rysik do rurki, aby ją usztywnić i ułatwić proces intubacji.
      2. Dotknij powieki, aby zapewnić głębokie znieczulenie. Wykonaj intubację poprzez bezpośrednią wizualizację krtani, używając laryngoskopu w celu podniesienia języka i uniknięcia uszkodzenia strun głosowych. Napompuj balon z rurką, aby zapobiec problemom związanym z niedomykalnością.
    7. Kontroluj częstość oddechów przy 10-12 oddechach na minutę; aktualna objętość 7-10 ml/kg, ciśnienie wdmuchiwania od 25 do 30 cmH2O i faza wdechowa trwająca 2 sekundy z dodatnim ciśnieniem końcowo-wydechowym 5 cm H2O.
    8. Znieczulić zwierzę izofluranem w 100% tlenu (indukcja 3-5% przy przepływie tlenu od 2 do 3 l/min, utrzymanie 1,5-2,5% przepływu tlenu przy 1 l/min). Nałóż żel Carbopol na rogówkę, jak w kroku 1.5.1.
    9. Wprowadzić heparynizowany cewnik do tętnicy ogonowej usznej (5 ml 0,9% soli fizjologicznej z dodatkiem 5 000 j.m./ml heparyny) poprzez infuzję podskórną z zieloną kaniulą zamocowaną za pomocą szwu.
    10. Wlać roztwór Ringera z mleczanami (10-20 ml/kg/godz.).
    11. Umieść zwierzę na lekko pochylonym stole do badań. Trzymaj głowę lekko pochyloną w dół, aby pobudzić przepływ śliny.
  2. monitoring
    1. Co 5 minut sprawdzaj i zapisuj następujące wartości w indywidualnym opisie przypadku znieczulenia: kolor błony śluzowej i czas napełniania naczyń włosowatych, napięcie mięśni żuchwy i położenie gałki ocznej, zwężenie/rozszerzenie źrenic, odruch powiekowy.
    2. Stale monitoruj tętno i częstość oddechów, pulsoksymetrię, temperaturę ciała i elektrokardiogramy. Włóż wprowadzacz tętniczy do tętnicy udowej. Wprowadzić cewnik dużego kalibru o długości 10 cm do tętnicy udowej i monitorować ogólnoustrojowe ciśnienie krwi.
  3. Zakładanie cewnika pulsacyjnego
    UWAGA: Ten wyrób medyczny składa się z dwóch cewników umieszczonych obok siebie i zespawanych ze sobą. Dystalna część pierwszego z nich jest połączona ze standardowym balonem o średnicy 20 mm i maksymalnej pojemności 5 ml. Drugi cewnik umożliwia wprowadzenie drutu ułatwiającego pozycjonowanie w tętnicy płucnej. Urządzenie ma długość 750 mm z wewnętrznym rozstawem 0,035 i średnicą zewnętrzną 12 Fr.
    1. Na potrzeby eksperymentów należy wykonać pulsację za pomocą małego wentylatora dla zwierząt Harvard 683, który wytwarza aktywne podciśnienie do balonu podczas opróżniania i nadciśnienie podczas napełniania, o objętości 2,5 ml na każdy impuls. Użyj helu jako gazu pędnego do pompy balonowej, aby zapobiec zatorowi gazowemu.
    2. Rejestruj powierzchniowe zapisy elektrokardiograficzne w sposób ciągły, aby udokumentować wszelkie zaburzenia rytmu serca podczas protokołu. W lewej tętnicy udowej podłącz czujnik do cewnika o rozmiarze 20, podłączonego do hemodynamicznego systemu monitorowania.
  4. Cewnikowanie prawego serca
    1. Umyj i ogol szyję zwierzęcia. Oczyść skórę roztworem antyseptycznym na skórę (peeling Betadine) za pomocą kompresu z gazy. Aby wyznaczyć pole operacyjne, umieść sterylne zasłony wokół prawej szyi między prawym ramieniem a rękojeścią mostka.
    2. Wykonaj 4-centymetrowe nacięcie wzdłużne sterylnymi nożyczkami w połowie odległości między prawym ramieniem a rękojeścią mostka.
    3. Ostrożnie usuń warstwy skóry i mięśni za pomocą kleszczy. Następnie delikatnie usuń tkankę łączną otaczającą żyłę na długości około 5 cm. Przypnij dystalną stronę, aby zapobiec krwawieniu. Umieść drut wiążący wokół bliższej strony, aby móc kontrolować otwór żyły po półsekcji.
    4. Za pomocą specjalnego małego, bardzo ostrego dłuta przeciąć żyłę na pół poprzecznie. Upewnij się, że krawędzie nacięcia są schludne. Za pomocą cienkiej pianki podnieś jedną krawędź nacięcia i delikatnie wepchnij cewnik w bliższą stronę żyły. Kontrolować krwawienie za pomocą drutu wiążącego.
    5. Wprowadzić cewnik do żyły szyjnej i kolejno przepychać przez żyłę główną górną, prawy przedsionek, prawą komorę i wreszcie tętnicę płucną.
    6. Rejestruj ciśnienie w ciągu 10 stabilnych cykli pracy serca, w każdej jamie serca i tętnicy płucnej (T0). Zmierz przepływ krwi w sercu trzy razy w odstępach 1-minutowych.
    7. Umieścić cewnik balonowy w tętnicy płucnej pod kontrolą radioskopową. Napompuj i opróżnij balon (pulsacja) 1cm3 helu. Kontynuuj pulsację przez 10 minut. Rejestruj ciśnienie w ciągu 10 stabilnych cykli pracy serca, w każdej jamie serca i tętnicy płucnej, a następnie zmierz przepływ krwi w sercu po 10 minutach (T1).
    8. Zmierz ponownie przepływ krwi w sercu 30 minut po protokole pulsacji (T2).

3. BRAK pomiaru

  1. Podłącz worek Douglas do przewodu odprowadzającego wydychany gaz oddechowy, aż zostanie całkowicie napełniony. Umieść go nad rurą wewnętrzną analizatora oddechu NO.
  2. Powoli i stale wtłaczaj wydychane powietrze do analizatora, ściskając elastyczną torbę Douglas. Zmierz wypływ worka za pomocą przepływomierza analizatora, aby utrzymać stały przepływ.

4. Pomiary histologiczne

  1. W znieczuleniu wstrzyknąć 30 ml leku Dolethal (roztwór do wstrzykiwań do eutanazji) do pulsującego cewnika umieszczonego w sercu.
  2. Bezpośrednio po eutanazji otwórz klatkę piersiową, przecinając manubrium wzdłużnie, lekko przesuń serce i przytrzymaj prawe płuco. Następnie za pomocą nożyczek preparacyjnych wytnij dwie próbki o długości 2 lub 3 cm3 ze środkowego płata płuca.
  3. Błyskawicznie zamrozić jedną próbkę w ciekłym azocie i przechowywać w temperaturze -80 °C. Drugą próbkę należy umieścić w 3,7% paraformaldehydzie na 24 godziny, a następnie zanurzyć w parafinie w celu dalszej analizy histologicznej.
  4. Wykonaj pomiary histologiczne zgodnie z wcześniejszym opisem 16. Zmierz grubość ścianki PA w następujący sposób: 2 pomiary/tętnicę w 10 tętnicach/prosięt i u 6 prosiąt/grupa.
  5. Przeprowadzanie analiz statystycznych. Wartości zostały wyrażone jako zmiana krotności ± SEM.
    1. Aby porównać dwie średnie, użyj niesparowanego testu t Studenta. Aby porównać więcej niż dwie średnie, użyj jednoczynnikowej ANOVA, a następnie testu Dunna. A p <0,05 uznano za statystycznie istotne (*).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwiększenie pulsacyjnego przepływu w tętnicy płucnej poprawia indukowane przewlekłe niedotlenienie płuc u prosiąt

Przed wystawieniem zwierząt na zwiększenie przepływu pulsującego, ultradźwięki były używane nieinwazyjnie, aby sprawdzić, czy u prosiąt rozwinęło się nadciśnienie płucne. Jak pokazano na rycinie 2, trzy tygodnie przewlekłego niedotlenienia indukowały rozwój nadciśnienia płucnego u prosiąt, charakteryzującego się znacznym skróceniem czasu przyspieszenia tętnicy płuc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po raz pierwszy wykazano, że zmiany w pulsacyjnym przepływie płucnym są przyczynowo związane z rozwojem PAH wtórnym do przewlekłej ekspozycji na niedotlenienie. To podejście translacyjne dostarcza dowodów na to, że indukowanie sztucznego wzrostu pulsacyjnego przepływu w płucach za pomocą specjalnie zaprojektowanego cewnika poprawia nadciśnienie płucne, prawdopodobnie poprzez zwiększenie wytwarzania NO.

Odkrycia te są nie tylko oryginalne, ale mają również duże znaczenie terapeutyczne, pokazują...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować instytutowi INRA, w którym znajdowały się prosięta, oraz systemom Cardio Innovating za dofinansowanie.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Leki do znieczulenia
tiopental sodu, THIOPENTAL SÓDAbbott, Francja0000071-73-8proszek
3 miejsce Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.
  izofluran, FORANEAbbott, Francja05260-05szklana butelka 250 ml
3 miejsce Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.
midazolam, HypnovelAccord Healthcare Ampułki do wstrzykiwań Vidal1mg/ml
45 Rue du Faubourg de Roubaix 59000 Lille France
pramocaine,TRONOTHANE 1% Laboratoires LISAPHARMVidalGel appl locale T/30g
3, rue Scheffer. 75016 Paryż.
morfina chlohydrat LavoisierCMD Lavoisier Laboratoires CHAIX et DU MARAISAmpułki iniekcyjne Vidal 
7, rue Labie -75017 Paryż - Francja
Akrylany Kopolimer-Carbopol® Aqua SF-1 PolimerLubrizolżel stosowany miejscowo
Elysé es La Dé fense 19 le Parvis 92073 Paris la dé Materiał ogrodzenia
 
Ventilateur Harvard 683Harvard apparatusHarvard apparatusDRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine    
Echographe Voluson E8 z sondą 3,5 MHzGeneral ElectricGEHealthcareDRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine    
Pulsatil CatheterCardio innovating systemCardio innovative systems, 33 rue Vivienne, Paryż, Francja 75002
NO oddech AnalyseurRespurRespur26 rue Felix Rouget 95490 Vaureal France

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Malenfant, S., et al. Signal transduction in the development of pulmonary arterial hypertension. Pulm Circ. 3 (2), 278-293 (2013).
  2. Paulin, R., et al. Signal transducers and activators of transcription-3/pim1 axis plays a critical role in the pathogenesis of human pulmonary arterial hypertension. Circulation. 123 (11), 1205-1215 (2011).
  3. Courboulin, A., et al. Role for miR-204 in human pulmonary arterial hypertension. J Exp Med. 208 (3), 535-548 (2011).
  4. Bonnet, S., et al. The nuclear factor of activated T cells in pulmonary arterial hypertension can be therapeutically targeted. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (27), 11418-11423 (2007).
  5. Meloche, J., et al. Role for DNA damage signaling in pulmonary arterial hypertension. Circulation. 129 (7), 786-797 (2014).
  6. Humbert, M., et al. Cellular and molecular pathobiology of pulmonary arterial hypertension. J Am Coll Cardiol. 43 (12 Suppl S), 13S-24S (2014).
  7. Archer, S. L., Michelakis, E. D. An evidence-based approach to the management of pulmonary arterial hypertension. Curr Opin Cardiol. 21 (4), 385-392 (2006).
  8. Li, M., Scott, D. E., Shandas, R., Stenmark, K. R., Tan, W. High pulsatility flow induces adhesion molecule and cytokine mRNA expression in distal pulmonary artery endothelial cells. Ann Biomed Eng. 37 (6), 1082-1092 (2009).
  9. Li, M., Stenmark, K. R., Shandas, R., Tan, W. Effects of pathological flow on pulmonary artery endothelial production of vasoactive mediators and growth factors. J Vasc Res. 46 (6), 561-571 (2009).
  10. Nour, S., et al. Intrapulmonary shear stress enhancement: a new therapeutic approach in pulmonary arterial hypertension. Pediatr Cardiol. 33 (8), 1332-1342 (2012).
  11. Barst, R. J., et al. Diagnosis and differential assessment of pulmonary arterial hypertension. J Am Coll Cardiol. 43 (12 Suppl S), 40S-47S (2004).
  12. Galie, N., et al. Guidelines on diagnosis and treatment of pulmonary arterial hypertension. The Task Force on Diagnosis and Treatment of Pulmonary Arterial Hypertension of the European Society of Cardiology. Eur Heart J. 25 (24), 2243-2278 (2004).
  13. Naeije, R., Dewachter, L. Animal models of pulmonary arterial hypertension. Rev Mal Respir. 24 (4 pt 1), 481-496 (2007).
  14. Via, G., et al. International evidence-based recommendations for focused cardiac ultrasound. J Am Soc Echocardiogr. 27 (7), e681-e683 (2014).
  15. Folland, E. D., et al. Assessment of left ventricular ejection fraction and volumes by real-time, two-dimensional echocardiography. A comparison of cineangiographic and radionuclide techniques. Circulation. 60 (4), 760-766 (1979).
  16. Meloche, J., et al. Critical role for the advanced glycation end-products receptor in pulmonary arterial hypertension etiology. J Am Heart Assoc. 2 (1), e005157(2013).
  17. Nour, S., et al. Intrapulmonary shear stress enhancement: a new therapeutic approach in acute myocardial ischemia. Int J Cardiol. 168, 4199-4208 (2013).
  18. Barrier, M., et al. Today's and tomorrow's imaging and circulating biomarkers for pulmonary arterial hypertension. Cell Mol Life Sci. 69 (17), 2805-2831 (2012).
  19. Budev, M. M., Arroliga, A. C., Jennings, C. A. Diagnosis and evaluation of pulmonary hypertension. Cleve Clin J Med. 70, Suppl 1. S9-S17 (2003).
  20. Barst, R. J., Channick, R., Ivy, D., Goldstein, B. Clinical perspectives with long-term pulsed inhaled nitric oxide for the treatment of pulmonary arterial hypertension. Pulm Circ. 2 (2), 139-147 (2012).
  21. Pepke-Zaba, J., Higenbottam, T. W., Dinh-Xuan, A. T., Stone, D., Wallwork, J. Inhaled nitric oxide as a cause of selective pulmonary vasodilatation in pulmonary hypertension. Lancet. 338 (8776), 1173-1174 (1991).
  22. Zapol, W. M., Rimar, S., Gillis, N., Marletta, M., Bosken, C. H. Nitric oxide and the lung. Am J Respir Crit Care Med. 149 (5), 1375-1380 (1994).
  23. Stenmark, K. R., Meyrick, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (6), L1013-L1032 (2009).
  24. Torre-Amione, G., et al. Reversal of secondary pulmonary hypertension by axial and pulsatile mechanical circulatory support. J Heart Lung Transplant. 29 (2), 195-200 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ci nienie w t tnicy p ucnejpulsacyjny przep yw krwimechanizm tlenku azotumodel prosi ciaocena echokardiograficznaprotok z u yciem cewnika pulsacyjnegocewnikowanie prawej komory sercaprzewlek a ekspozycja na hipoksjodpowied wazodylatacyjna

Powiązane artykuły