Artykuł metodologiczny

Krok po kroku: Mikrochirurgiczna metoda treningowa łącząca dwa nieożywione modele zwierzęce

DOI:

10.3791/52625

⸱

9 maja 2015

 ,  ,  , 
1Orthopaedic Surgery Department, Hand Surgery Unit, POVISA Hospital, 2Christine M Kleintert Institute for Hand and Microsurgery

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy, jak założyć małą stację do ćwiczeń mikrochirurgicznych oraz prostą i tanią metodę szkolenia mikrochirurgii z wykorzystaniem nieożywionych modeli zwierzęcych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nauka technik mikrochirurgicznych i utrzymanie umiejętności mikrochirurgicznych tradycyjnie opierały się na wykorzystaniu żywych zwierząt, głównie szczurów laboratoryjnych. Metoda ta, choć niezwykle cenna, może być ekonomicznie wymagająca zarówno dla chirurga, jak i instytucji sponsorującej; Wymaga to również specjalnego zaplecza szkoleniowego, które nie zawsze może być dostępne lub dostępne. Ponadto względy etyczne mogą ograniczać wykorzystywanie żywych zwierząt do celów szkoleniowych. Alternatywne metody treningowe, takie jak obojętne rurki i rękawice, nie zyskały popularności wśród chirurgów, ponieważ nie oferują doświadczenia podobnego do tego, jakie ma miejsce w sytuacji klinicznej. Nieożywione modele zwierzęce obejmują wykorzystanie udek i skrzydeł kurczaka; Oferują one doświadczenie praktyczne, które w znacznym stopniu przypomina sytuację kliniczną. Tego typu szkolenia są stosunkowo tanie i łatwo dostępne. Potrzebny mikroskop i instrumenty można nabyć przez Internet, a kawałki kurczaka można kupić w lokalnym supermarkecie.

To podejście pozwala zmotywowanemu stażyście na kilkukrotne przećwiczenie różnych typów technik chirurgicznych za rozsądną cenę, pomagając rozwinąć lub utrzymać swoją wiedzę chirurgiczną, jeśli bardziej skomplikowane obiekty nie są dostępne. W aktualnym manuskrypcie opisujemy, jak założyć małe stanowisko do ćwiczeń, jak analizować okazy i jak ćwiczyć zarówno z udkami z kurczaka, jak i ze skrzydełkami kurczaka w sposób progresywny. Takie podejście wykorzystuje wszechstronność modelu uda kurczaka i niewielki rozmiar tętnicy ramiennej skrzydełka kurczaka.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano szeroki wachlarz modeli treningowych do nauki i utrzymywania zarówno podstawowych, jak i zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych. Należą do nich żywe zwierzęta1,2, ludzkie zwłoki3, bezwładne modele4,5 i nieożywione modele zwierzęce6-9. Żywe modele zwierzęce, w szczególności te wykorzystujące szczury, były szeroko stosowane w nauczaniu mikrochirurgii 1,2; I są one uważane za obecny złoty standard szkolenia. Pomimo ich niezwykłej wartości edukacyjnej, gdy wymagane jest intensywne lub długotrwałe szkolenie; Względy ekonomiczne i etyczne mogą utrudniać ich praktyczne stosowanie.

Modele zwłok3 oferują możliwość praktykowania w środowisku podobnym do rzeczywistej sytuacji klinicznej; są one niestety ograniczone do laboratoriów anatomicznych i podobnych obiektów, mikroskop musi być również dostępny w laboratorium; dlatego te modele nie są powszechnie dostępne. Modele obojętne, takie jak rurki gumowe lub rękawice4,5, są tanie i łatwo dostępne, wymagany sprzęt do ich zastosowania jest minimalny. Podobieństwo do sytuacji klinicznej jest jednak wątłe; A ich zastosowanie ogranicza się na ogół do wstępnych etapów szkolenia, zanim uczestnik zacznie ćwiczyć na szczurach. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, Hino6 był pierwszym, który zaproponował wykorzystanie nieożywionych kurczaków do rozwoju i utrzymania klinicznych umiejętności mikrochirurgicznych. Jego model opiera się na ekstrakcji, a następnie wykorzystaniu tętnicy ramiennej kurczaka z komercyjnych skrzydełek kurczaka. Takie podejście nie wymaga zatwierdzenia przez komisję rewizyjną instytucji, znieczulenia gryzoni, techników laboratoryjnych ani opieki pooperacyjnej.

Po opisie modelu tętnicy skrzydła kurczaka przez Hino, opublikowano wiele innych nieożywionych modeli zwierzęcych. Użycie komercyjnych udek z kurczaka zostało po raz pierwszy zasugerowane przez Marsha i wsp.7, którzy opisali wykorzystanie tętnicy udowej, żyły i nerwu do celów dydaktycznych. Ten konkretny model rozszerza możliwości treningu obejmujące struktury inne niż tętnice; Pozwala to stażyście na wykonywanie różnych skomplikowanych zabiegów, takich jak przeszczepy żył, przeszczepy nerwów lub naprawy pęczków. Jeong i wsp.8 Dalej badali model udka kurczaka Marsha i jego zastosowania w nauczaniu lekarzy rezydentów. Autorzy przeanalizowali histologicznie próbki tkanek kurczaka i stwierdzili, że wykazują one podobieństwa do tkanek ludzkich. Czas wykonania zespolenia przez stażystę został znacznie skrócony dzięki praktyce w jego badaniu. Doszli do wniosku, że "wiązki nerwowo-naczyniowe kości udowej kurczaka są odpowiednim i skutecznym modelem do nauczania i praktykowania mikrochirurgii". W 2013 roku moi koledzy i jaopublikowaliśmy schemat szkolenia mikrochirurgicznego, który łączył zarówno modele udka kurczaka, jak i skrzydełek kurczaka; Takie podejście korzysta z wszechstronności udek kurczaka i ograniczonego rozmiaru tętnicy ze skrzydełkami kurczaka, która może stanowić większe wyzwanie niż naczynia udowe dla bardziej zaawansowanych stażystów.

Na obecnym manuskrypcie opisujemy krok po kroku proces zakładania stanowiska do praktyki mikrochirurgicznej; wymagane materiały, jak przeprowadzić analizę struktur nerwowo-naczyniowych każdego modelu i jak skutecznie zastosować schemat treningowy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie:

  1. Zaopatrz się w stacjonarny mikroskop stereoskopowy ze zmiennym zoomem od 3,5 x do 45x, odległością roboczą 200 mm, zmiennym rozstawem źrenic od 55 do 75 mm i dodatkową lampą pierścieniową LED. Każdy podobny mikroskop jest wystarczający, można go ustawić na małym stole i nie jest bardzo drogi.
  2. Zbierz i przygotuj zestaw narzędzi mikrochirurgicznych z dwoma przetwornikami mikrochirurgicznymi, jednym nożyczkami preparacyjnymi i jednym wkrętakiem igłowym; jest to wymagane minimum, należy wziąć pod uwagę, że są to instrumenty do ćwiczeń i nie są potrzebne instrumenty wysokiej jakości.
  3. Do wszystkich ćwiczeń używaj mikroszwu monofilamentowego 9/0. Kup dostępne w handlu udka lub skrzydełka z kurczaka i barwnik spożywczy w lokalnym supermarkecie.
  4. Cewnik angiologiczny o sile 20 G służy do badań drożności tętnic udowych kurczaka. W przypadku tętnic ramiennych potrzebny jest cieńszy cewnik 27 G. Można je nabyć przez Internet w lokalnej aptece lub za pomocą zestawu instrumentów. Kup dostępną w handlu strzykawkę do wstrzykiwania barwnika spożywczego.

2. Makroskopowe techniki preparacji:

  1. Podejście do naczyń udowych jest proste. W przypadku udek kurczaka należy wykonać technikę sekcji przyśrodkowej do trzonu kości udowej, oddzielić mięsień udowy od kości i odsłonić tętnicę udową, żyłę i nerw. Nerw można dalej rozciąć na dwa oddzielne pęczki dla różnych rodzajów praktyk naprawy nerwów.
  2. Aby uzyskać dostęp do tętnicy ramiennej kurczaka w skrzydełkach kurczaka, naciąć skórę wzdłużnie nożyczkami, od ramienia do czubka skrzydełka. Obserwuj tętnicę biegnącą między bicepsem a tricepsem brachii.

3. Zalecany schemat treningowy:

  1. Trening z tętnicą udową.
    UWAGA: Pierwszym krokiem w schemacie treningowym jest ćwiczenie z tętnicą udową kurczaka.

  1. Umieść kawałek pod mikroskopem i rozpocznij sekcję mikrochirurgiczną. Uwolnij tętnicę udową od leżących poniżej tkanek; i podziel go poziomo. Wykonaj adwentyctomię. Użyj mikro-pickupów i mikronożyczek, aby przyciąć wszelkie przybytki pokrywające światło tętnicy. Opłucz wewnętrzne światło zwykłą wodą z kranu. Zapisz godzinę rozpoczęcia
  2. Wykonaj zespolenie typu end-to-end.
    1. Zacznij od tylnej ściany tętnicy po stronie przeciwnej do operatora. Umieść pierwszy ścieg; Zacznij od lewej strony, jeśli pracujesz poziomo, od dołu, jeśli pracujesz pionowo. Przełóż igłę od zewnątrz tętnicy w kierunku światła, a następnie od światła na zewnątrz tętnicy.
    2. Zawiąż ścieg, najpierw wykonaj podwójny węzeł, a następnie dwa pojedyncze rzuty naprzemiennie. Uzupełnij całą tylną ścianę wyżej opisaną techniką.
    3. Zaczynając od prawej strony, jeśli pracujesz poziomo lub górnej, jeśli pracujesz pionowo, umieść pojedynczy ścieg od zewnątrz do światła, a następnie od światła na zewnątrz. Zawiąż węzeł zgodnie z powyższym opisem. Uzupełnić ścianę przednią, powtarzając procedurę opisaną w ppkt 3.1.2.2.
    4. Zapisz ostatni czas, który pozwoli Ci to na prowadzenie rejestru czasu, dzięki czemu będziesz mógł kontrolować swoje postępy.
      UWAGA: Autorzy preferują technikę jednokierunkową w górę; Ale każdy rodzaj szwu mikrochirurgicznego może być przećwiczony. Zaleca się, aby stażysta wykonał w ten sposób około 25 zespoleń mikrochirurgicznych, zanim będzie mógł wypróbować inne scenariusze kliniczne. Należą do nich przeszczepy żył w przypadku szczelin tętniczych, kompleksowe naprawy nerwów oraz stosowanie przewodów żylnych do leczenia przerw nerwowych. Ważną techniką w chirurgii mikronaczyniowej, której można się nauczyć za pomocą tej metody treningowej, jest szew ciągły lub ciągły, aby wykonać tę technikę, uczestnik postępuje jak 3.1.2.1, ale ścieg nie jest przecinany, kontynuuj wykonywanie szwów jak w 3.1.2.1 bez ich przecinania, aż wykonasz cały szew i przywiążesz go do oryginalnego ściegu na końcu.

  1. Trening z tętnicą ramienną
    1. Umieść kawałek pod mikroskopem. Wykonaj procedurę opisaną powyżej dla tętnicy udowej.
      UWAGA: Jedyną różnicą jest rozmiar. Tętnica ramienna jest znacznie mniejsza niż tętnica udowa, a zespolenie jest znacznie trudniejsze.
  2. Badania drożności
    1. Przełóż gładki angiocewnik 20 lub 27 G przez zespolenie, aby sprawdzić, czy nie ma przeszkód spowodowanych szwami zszywającymi obie ściany naczynia.
    2. Nałóż strzykawkę z dostępnym w handlu barwnikiem spożywczym na koniec cewnika naczynio-naczyniowego i wlej barwnik do tętnicy, aby sprawdzić, czy nie ma wycieku strumienia
    3. Otwórz tętnicę wzdłużnie, aby uwidocznić szwy, ich równoległość i ilość pobranej ściany.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy zmierzyli swoje czasy za pomocą obecnej metody treningowej i zaobserwowali, że znacznie skraca ona czas zespolenia tętnicy udowej pod koniec trzeciego tygodnia. Trenujący może kontrolować poprawę swojej techniki, sprawdzając swoje czasy, procentową drożność i wyrównanie ściegów. System opisany w tym manuskrypcie jest przedstawiony na rycinie 1, składa się z mikroskopu stołowego i zestawu narzędzi mikrochirurgicznych. Makroskopowe rozwarstwienia przedstawiono na rysunkach 2 i 3. Przykład zespolenia mikrochirurgicz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praktyka kliniczna mikrochirurgii wymaga ciągłej praktyki i wysokiego poziomu wiedzy specjalistycznej; Jego zastosowanie obejmuje bezpłatne płaty, zabiegi replantacji i rewaskularyzacji, zespolenia wewnątrzczaszkowe – zewnątrzczaszkowe do zabiegów neurochirurgicznych, chirurgii nerwów obwodowych i inne. Pomimo dużej różnorodności zabiegów, które wymagają technik mikrochirurgicznych, niektóre z nich są rzadko wykonywane w wielu ośrodkach. W związku z tym chirurdzy muszą czasami utrzymywać swój poziom umiejętności, ćwiczą...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikroskop stereoskopowyAmscopeSM-1BX
Mikroskop Światło LEDSystem oświetleniaAmscopeLED-80S-YA
Zestaw narzędzi mikrochirurgicznychChen hen instrumenty mikrochirurgiczneHC-X803-1Instrumenty mikrochirurgiczne
Szwy mikrochirurgiczneS / T mikrochirurgiczne9/0Szwy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lee, S. Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation. Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).
  2. Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons. Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).
  3. Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. Human cadaveric infusión model for neurosurgical training. Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).
  4. Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. Microsilicone anastomoses. Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).
  5. Gluer, N. M., Rao, G. S. Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery. Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).
  6. Hino, A. Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery. Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).
  7. Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. Microsurgical training the Chicken thigh model. Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).
  8. Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics. Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).
  9. Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. Microsurgical training regimen with nonliving chicken models. Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).
  10. Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model. Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).
  11. Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant. Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model uda kurczakamodel skrzyd a kurczakaszew ko c wka ko c wkadyssekcja t tnicy udowejwiczenia z t tnicy ramiennejrozw j umiej tno ci chirurgicznychanastomoza naczydyssekcja mikroskopowa

Powiązane artykuły