Artykuł metodologiczny

Duży zabieg kraniotomii bocznej do mezoskalowego obrazowania optycznego o szerokim polu widzenia aktywności mózgu

11.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52642

⸱

7 maja 2017

 ,  ,  ,  , 
1Canadian Center for Behavioural Neuroscience, University of Lethbridge

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół przedstawia metodę tworzenia dużej jednostronnej kraniotomii nad obszarami skroniowymi i ciemieniowymi kory mózgowej myszy. Jest to szczególnie przydatne do obrazowania w czasie rzeczywistym rozległego obszaru półkuli korowej.

Streszczenie

Kraniotomia jest powszechnie wykonywaną procedurą w celu wystawienia mózgu do eksperymentów in vivo. W badaniach na myszach większość laboratoriów wykorzystuje małą kraniotomię, zwykle 3 mm x 3 mm. Protokół ten wprowadza metodę tworzenia znacznie większego okna czaszki o wymiarach 7 mm x 6 mm, odsłaniającego większość półkuli mózgowej nad korą skroniową i ciemieniową myszy (np. bregma 2,5 - 4,5 mm, boczna 0 - 6 mm). Aby wykonać tę operację, głowa musi być pochylona pod kątem około 30°, a znaczna część mięśnia skroniowego musi być cofnięta. Ze względu na dużą ilość usuwanej kości, procedura ta jest przeznaczona wyłącznie do ostrych eksperymentów ze znieczulonym zwierzęciem podczas operacji i eksperymentu.

Główną zaletą tego innowacyjnego dużego bocznego okna czaszkowego jest zapewnienie jednoczesnego dostępu zarówno do przyśrodkowych, jak i bocznych obszarów kory. To duże jednostronne okno czaszkowe może być wykorzystane do badania dynamiki neuronalnej między komórkami, a także między różnymi obszarami kory mózgowej poprzez połączenie wieloelektrodowych zapisów elektrofizjologicznych, obrazowania aktywności neuronalnej (np. obrazowania wewnętrznego lub zewnętrznego) oraz stymulacji optogenetycznej. Dodatkowo, ta duża kraniotomia odsłania również duży obszar korowych naczyń krwionośnych, co pozwala na bezpośrednią manipulację bocznym unaczynieniem korowym.

Wprowadzenie

Kraniotomia to standardowa procedura stosowana przez neurobiologów do ujawnienia części mózgu. Od zarania elektrofizjologii kraniotomia umożliwiła bezprecedensowe przełomy w dziedzinie neurobiologii. Gęste mapowanie kory mózgowej za pomocą elektrod doprowadziło do eksperymentów testujących hipotezy i teorie oparte na tych mapach. Niedawno wkroczyliśmy w nową erę, w której kraniotomia jest wykorzystywana do obrazowania in vivo przepływu krwi w korze mózgowej1,2,3 i architektura nerwowo-naczyniowa4, umożliwiając wizualizację aktywności kory mózgowej w czasie rzeczywistym w odsłoniętych obszarach5,6,7. Chociaż w wielu badaniach wykorzystuje się kraniotomię w połączeniu z technikami obrazowania optycznego in vivo do badania struktury i funkcji neuronów korowych, gleju i naczyń korowych8,9, dalsze badania są ograniczone przez małe obszary odsłoniętej kory (ale zobacz10).

Celem tego protokołu jest dostarczenie metody tworzenia dużej bocznej kraniotomii, odsłaniającej korę mózgową od linii środkowej do kości łuskowej i wykraczającej poza bregmę i lambdę. Ta duża kraniotomia umożliwia jednoczesne oglądanie kory asocjacyjnej (zaśledzionowej, obręczy i ciemieniowej), motorycznej pierwotnej i wtórnej, somatosensorycznej, wzrokowej i kory słuchowej. Metoda ta została wcześniej połączona z obrazowaniem barwnikowym wrażliwym na napięcie (VSDI) w celu zbadania, w jaki sposób wiele obszarów kory oddziałuje ze sobą podczas spontanicznej i wywołanej bodźcem aktywności korowej5,11,12. Najtrudniejsze aspekty tej procedury obejmują ułożenie głowy zwierzęcia, zamocowanie płytki głowy i uniknięcie krwotoku przy jednoczesnym oddzieleniu mięśnia skroniowego od kości ciemieniowej. Należy również zachować ostrożność podczas procesów wiercenia i usuwania czaszki, ponieważ czaszka zakrzywia się pod kątem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Poniższy protokół jest zgodny z wytycznymi Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Lethbridge (ACC) i jest prowadzony zgodnie ze standardami Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami (CCAC).

1. Przygotowanie

  1. W przypadku dłuższych okresów badania należy autoklawować wszystkie otwarte materiały chirurgiczne i upewnić się, że sterylność jest utrzymana przez cały czas trwania operacji. Jeśli wymagane jest przeprowadzenie wielu operacji, należy przeprowadzić autoklaw między operacjami.
  2. Upewnij się, że masz pod ręką dużo buforu mózgowego (co najmniej 50 ml). Roztwór składa się ze 134 mM chlorku sodu, 5,4 mM potasu, 1 mM sześciowodnego chlorku magnezu, 1,8 mM dwuwodnego chlorku wapnia i 5 mM HEPES sodu, pH zrównoważonego do 7,4 z 5 M chlorowodorem.
  3. Umieść mysz w komorze indukcyjnej i znieczulenie 3 - 4% izofluranem. Następnie zastosuj 1,0 - 2,0% izofluranu w celu podtrzymania podczas operacji. Dalsze zmniejszenie do zaledwie 0,4 – 0,8% podczas obrazowania5,13,14,15, pod warunkiem utrzymania odpowiedniego znieczulenia. Te niskie poziomy znieczulenia wymagają czujnego i częstego monitorowania myszy (mniej więcej co 5 minut), aby upewnić się, że pozostaje ona odruchowa na bolesne bodźce.
    UWAGA: Odwodnienie może stać się problematyczne ze względu na wysoki stosunek powierzchni do objętości myszy i nasilone przez długotrwałe stosowanie izofluranu.
    1. Stosować podskórne iniekcje soli fizjologicznej, 0,1 ml na 10 g masy ciała, co 1 - 2 godziny. Przy odpowiednim nawodnieniu mysz będzie oddawać mocz raz na 1 - 2 godziny.
  4. Uważnie monitoruj mysz, aby zapewnić spójne znieczulenie podczas operacji i obrazowania. Nie zostawiaj myszy bez opieki i uważaj, aby nigdy nie odzyskała przytomności.
  5. Przenieś znieczuloną mysz do zestawu z uchwytem na głowę i umieść na termoregulującej poduszce grzewczej ustawionej na 37 °C. Zabezpiecz górne zęby w uchwycie na zęby.
  6. Obróć głowę myszy w lewo o około 30°, aby odsłonić prawą boczną stronę głowy i zabezpiecz głowę myszy końcem nauszników (Rysunek 1A).
  7. Zastosuj maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
  8. W celu zmniejszenia obrzęku mózgu należy wstrzyknąć deksametazon (4 mg/kg) domięśniowo.
  9. Przetrzyj skórę na obszarze operacyjnym bawełnianymi wacikami zamoczonymi w 4% chlorheksydynie (3 razy) i 70% etanolu (3 razy). Użyj każdego bawełnianego wacika tylko raz.
  10. Załóż rękawice chirurgiczne i przykryj zwierzę samoprzylepną folią. Zapewnić znieczulenie miejscowe poprzez wstrzyknięcie lidokainy (8 - 10 mg/kg; 2% epinefryny) podskórnie w miejsce kraniotomii. Odczekaj 3 - 5 minut, aż lek wchłonie się do tkanki.

2. Usuwanie skóry i cofanie mięśnia z czaszki

  1. Wykonaj prawie wszystkie te procedury, oglądając czaszkę pod mikroskopem preparacyjnym (np. moc 0,7 - 4,5X, w zależności od sytuacji).
  2. Podnieś skórę 1 mm na lewo od linii środkowej (tuż za uchem) za pomocą kleszczy i wykonaj małe poziome nacięcie nożyczkami chirurgicznymi.
  3. Wykonaj boczne nacięcie o średnicy 5 - 6 mm w kierunku prawego ucha, a następnie naciąć w kierunku rostralnego końca głowy.
  4. W początkowym miejscu nacięcia włóż nożyczki i przytnij 10 mm rostralnie.
  5. Przetnij skórę wokół prawego ucha i w pobliżu prawego oka, aby odsłonić prawą stronę czaszki i mięsień skroniowy. Upewnij się, że najszersza część odsłoniętego obszaru ma co najmniej 7 mm. Przycinaj skórę dalej, jeśli obszar operacyjny wymaga rozszerzenia.
  6. Umocuj skórę wokół nacięcia, umieszczając kilka kropli kleju z cyjanoakrylanu butylu między czaszką a skórą. Upewnij się, że tkanka została wcześniej wysuszona za pomocą aplikatorów z bawełnianą końcówką lub zwiniętych chusteczek, aby zwiększyć skuteczność kleju.
  7. Za pomocą bawełnianego wacika przetrzyj powierzchnię czaszki okrężnymi ruchami, aby usunąć okostną z czaszki. Upewnij się, że żaden nie pozostał, całkowicie wysuszając czaszkę.
  8. Za pomocą sprężynowych nożyczek i kleszczy oddziel mięsień skroniowy od czaszki; odetnij i cofnij mięsień na boki, aż dojdziesz do kości łuskowej (Rysunek 1C). Zachowaj szczególną ostrożność, aby nie uszkodzić powierzchownej żyły skroniowej, która biegnie wzdłuż poziomu kości łuskowej w pobliżu oka, w przeciwnym razie może dojść do krwotoku.
  9. Zatamuj krwawienie za pomocą pianki żelowej wstępnie nasączonej buforem mózgu. W przypadku poważnego krwotoku użyj kauteryzatora termicznego. Upuść klej klej z cyjanoakrylanu butylu na miejsca krwawienia po leczeniu kauteryzatorem termicznym. Upewnij się, że obszar został wcześniej wysuszony za pomocą aplikatorów z bawełnianą końcówką lub zwijanych chusteczek, aby zwiększyć skuteczność kleju.

3. Kraniotomia

UWAGA: Chirurg musi zachować ostrożność podczas usuwania czaszki i opony twardej, aby uniknąć niepotrzebnych komplikacji. W przypadku wystąpienia komplikacji znajdują się kroki rozwiązywania problemów.

  1. Zaznacz położenie bregmy markerem z cienką końcówką lub wytnij mały trójkątny kawałek taśmy i skieruj róg na bregma (Rysunek 2A), aby zorientować leżące poniżej obszary mózgu.
  2. Przed przymocowaniem płyty na głowę upewnij się, że czaszka jest całkowicie sucha. Czaszka szybko wyschnie na powietrzu po nałożeniu pianki żelowej nasączonej buforem mózgowym, jeśli potrzebne jest dalsze suszenie, użyj wacików z bawełnianymi końcówkami. Ten krok ma kluczowe znaczenie dla mocowania płyty czołowej ( Rysunek 1B).
    UWAGA: Jeśli na czaszce pozostała okostna lub jeśli czaszka nie jest sucha przed przyklejeniem do płyty głowy, prawdopodobnie odklei się. Jeśli tak się stanie, delikatnie zdejmij płytę głowicy i zacznij od nowa. Podczas tego procesu może wystąpić krwawienie; Odczekaj kilka minut, aż zacznie krzepnąć, a następnie delikatnie usuń. Nie zaleca się powtarzania tego procesu więcej niż dwa razy.
  3. Nałóż klej z cyjanoakrylanu etylu wokół dolnej krawędzi płyty czołowej16 i przyklej płytę głowicy na obszarze kraniotomii (Rysunek 1D i Rysunek 2A).
  4. Wypełnij przestrzeń otworu między czaszką a płytą głowy cementem dentystycznym, pozostawiając odsłonięty tylko obszar kraniotomii. Poczekaj, aż cement dentystyczny wyschnie i stwardnieje, zwykle 5 - 10 minut (Rysunek 2B).
    1. Gdy cement stężeje, na krótko napełnij studzienkę buforem mózgowym i pozostaw do namoczenia na 3 - 5 minut. Użyj zwijanej chusteczki, aby usunąć bufor mózgowy przed wierceniem (Rysunek 2C).
  5. Obrysuj obszar chirurgiczny, lekko nacinając powierzchnię czaszki wiertłem dentystycznym. Użyj wiertarki pneumatycznej (ustawionej na maksymalnie 20 PSI), z zadziorem FG 1/4 i sterowanej za pomocą pedału nożnego o zmiennej prędkości.
  6. Delikatnie prześledź wiertło wzdłuż oryginalnego nacięcia, aby je pogłębić, upewniając się, że wiertło nie przenika przez czaszkę do mózgu (Rysunek 2D). Na zmianę co kilka minut między wierceniem a przecieraniem powierzchni czaszki zwilżonymi zwiniętymi chusteczkami. Zmniejszy to nagrzewanie i wysuszanie czaszki w wyniku tarcia mechanicznego i długotrwałego narażenia.
    UWAGA: Czaszka szybko wyschnie na powietrzu po nałożeniu mokrej pianki żelowej. Jeśli potrzebne jest dalsze suszenie, użyj wacików z bawełnianymi końcówkami.
    Uwaga: Czaszka ma nierówną grubość. Na przykład grzbiet ciemieniowo-skroniowy jest najgrubszym obszarem, podczas gdy obszary czaszki w pobliżu linii środkowej i punktów orientacyjnych łuskowatych są stosunkowo cienkie.
  7. Podczas wiercenia należy okresowo sprawdzać, czy czaszka nie jest wyboczona, delikatnie naciskając na nią kleszczami lub nieruchomym wiertłem. Kiedy kość zacznie się wyginać, przerwij wiercenie i zanurz całe okno w buforze mózgu.
    UWAGA: Jeśli krew wypływa z obszaru, może to sugerować, że opona twarda została uszkodzona. W takim przypadku umieść półmokrą piankę żelową na tym obszarze i spróbuj wchłonąć krew, delikatnie dociskając piankę żelową wacikiem.
  8. Odczekaj co najmniej 5 minut przed usunięciem czaszki, aby zmiękczyć kość i zmniejszyć ryzyko przyklejenia się opony twardej do kości, co ułatwi proces usuwania czaszki.
  9. Wykonaj proces usuwania czaszki, gdy czaszka jest zanurzona w buforze mózgu.
    UWAGA: Jeśli część czaszki pozostaje uparcie przymocowana, można użyć ostrza skalpela #11, aby delikatnie naciąć czaszkę. Zachowaj szczególną ostrożność, aby nie przebić ostrza przez czaszkę i do mózgu.
  10. Zaczynając od przedniej krawędzi, delikatnie podważ luźną czaszkę od opony twardej za pomocą kleszczy.
    UWAGA: Jeśli podczas procesu usuwania czaszki wystąpi niewielka ilość krwawienia, należy usunąć bufor za pomocą pipety transferowej lub strzykawki, a następnie zastąpić go nowym buforem.
  11. Gdy kość jest luźna i "unosi się" na oponie twardej, mocno chwyć kość kleszczami i podnieś kość z opony twardej. Upewnij się, że kość nigdy nie przeniknie do mózgu.
  12. Aby zatamować krwawienie, zwiń róg tkanki w szpic i usuń większość buforu z dołka czaszki. Szybko nałóż piankę żelową, wstępnie nasączoną buforem, na obszar krwawienia, jednocześnie bardzo lekko dociskając wacikiem z bawełnianą końcówką.
    UWAGA: Krwawienie zwykle pochodzi z krawędzi kości lub powierzchni opony twardej; Oba przypadki są normalne, a krwawienie szybko ustaje, jeśli nie zostaną uszkodzone żadne główne naczynia krwionośne. Jeśli krwawienie będzie się utrzymywać, krew może wypełnić całe okienko, tworząc warstwę skrzepu na obszarze obrazowania.
    1. Aby usunąć arkusz skrzepu, ostrożnie podnieś kawałki zakrzepłej krwi z obszaru obrazowania, pozostawiając skrzep krwi nienaruszony wokół źródła pękniętego naczynia krwionośnego. Należy uważać, aby nie usunąć skrzepu krwi ze źródła krwawienia, ponieważ może to spowodować jeszcze większą utratę krwi. Przepłucz powierzchnię mózgu buforem mózgowym, aby zmyć krew.
    2. Uważaj, aby nie dotykać delikatnej tkanki mózgowej ani nie dodawać do niej ciała obcego; powtarzaj aż do ustania krwawienia, przez około 2 - 5 minut (Rysunek 2E).
      UWAGA: W tym momencie kraniotomia jest gotowa do przygotowania okna czaszkowego (patrz krok 5). W razie potrzeby usuń oponę twardą przed wszczepieniem okienka czaszkowego (patrz krok 4).

4. Usuwanie opony twardej

UWAGA: Usuwanie opony twardej wymaga szczególnej ostrożności i może potrwać ponad 15 minut.

  1. Pobrać nadmiar buforu z kraniotomii. Utrzymując wilgotną powierzchnię, chwyć mały kawałek opony twardej kleszczami i delikatnie rozerwij oponę twardą.
  2. Użyj kleszczy i nożyczek sprężynowych, aby delikatnie rozerwać i odciąć oponę twardą.
  3. Upuść więcej bufora mózgowego na powierzchnię mózgu, aby unosić oponę twardą i pomóc jej oddzielić się od mózgu. Kontynuuj, aż cała opona twarda zostanie usunięta z miejsca okna czaszki. Przy prawidłowym wykonaniu mózg będzie wyglądał na bardzo czysty, z wyraźnymi naczyniami krwionośnymi i bez skaz (porównaj Rysunek 2E z 2F).
    Uwaga: Niektóre obszary opony twardej są przyczepione do małych tętniczek na powierzchni mózgu (np. w pobliżu linii środkowej proksymalnie do obszaru asocjacji ciemieniowej), a usunięcie takich może spowodować pęknięcie tętniczki. W takich przypadkach może być lepiej pozostawić mały kawałek opony twardej nienaruszony na szczycie tętniczki. VSD może nie przenikać do tego małego obszaru, ale jest to preferowane niż duże krwawienie.
  4. Zamocuj powierzchnię mózgu w agarozie tak szybko, jak to możliwe, aby zminimalizować ruch spowodowany pulsacją i zapobiec dalszemu obrzękowi (patrz krok 5).

5. Przygotowanie okna czaszkowego

  1. Spryskaj szkło nakrywkowe 70% etanolem i delikatnie wysusz za pomocą kanistra z powietrzem. Upewnij się, że szkło jest całkowicie czyste, bez plam i kurzu.
  2. Przygotuj 1,3% agarozy, podgrzewając 200 mg proszku agarozy rozpuszczonego w 15 ml buforu mózgowego. Ustaw kuchenkę mikrofalową na wysoką temperaturę i podgrzewaj przez 10 - 15 sekund na raz, delikatnie mieszając w międzyczasie, aż cały agar się rozpuści.
    Uwaga: Upewnij się, że nie ma pęcherzyków ani cząstek, ponieważ będą one zakłócać obrazowanie.
  3. Umieścić termometr w gorącej agarozie i schłodzić agarozę do temperatury nieco powyżej temperatury krzepnięcia (~ 40 °C).
    UWAGA: Puszczanie zimnej wody na zewnątrz pojemnika z agarozą może przyspieszyć proces chłodzenia. Delikatnie mieszaj, aby upewnić się, że nie ma pęcherzyków ani cząstek stałych.
  4. Bezpośrednio przed nałożeniem agaru należy usunąć bufor mózgowy z dołka czaszkowego. Pobrać agarozę za pomocą pipety transferowej i upuścić agarozę bezpośrednio na mózg. Szybko umieść szkiełko nakrywkowe na powierzchni i przymocuj szkiełko nakrywkowe kroplami agarozy na rogach.

6. Eutanazja

UWAGA: Z naszego doświadczenia wynika, że ta procedura wymaga od doświadczonych chirurgów co najmniej 3 - 4 operacji, aby osiągnąć więcej niż 90% wskaźnik sukcesu. Mniej doświadczeni chirurdzy mogą wymagać jeszcze większej praktyki. Podczas kraniotomii lub durotomii mózg może doznać uszkodzenia, na przykład jeśli wiertło przebije kość do mózgu. Dopuszczalne mogą być drobne uszkodzenia na krawędzi kraniotomii. Jeśli jednak mózg nie wygląda na "czysty" z jaskrawoczerwonymi, nieuszkodzonymi naczyniami krwionośnymi i białą korą, eksperyment może wymagać przerwania. Przykładami złych preparatów są te z martwymi naczyniami krwionośnymi lub gdy kora jest zaznaczona rozerwanymi lub uszkodzonymi naczyniami krwionośnymi. Jeśli którykolwiek z tych objawów jest obecny, eksperyment prawdopodobnie nie przyniesie wysokiej jakości danych. Niezależnie od tego, czy operacja/eksperyment się powiódł, czy nie, humanitarnie poddaj mysz eutanazji po zakończeniu eksperymentu.

  1. Głęboko znieczulić co najmniej 3,5% izofluranem. Następnie należy wykonać dootrzewnowe wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu w dawce 300 mg/kg. Idealnie, jeśli igła zostanie wprowadzona do wątroby, śmierć będzie bardzo szybka (< 1 minuta).
  2. Jeśli wymagana jest perfuzja, przed przystąpieniem do dalszych czynności sprawdź, czy zwierzę jest głęboko znieczulone (patrz krok 1.3).
  3. Alternatywnie, jeśli perfuzja nie jest wymagana, odczekaj co najmniej 5 minut, a następnie sprawdź, czy mysz jest martwa. Potwierdź brak oddychania, bicia serca, a także brak odstawienia bólu i odruchów rogówkowych. Obserwuj również bladoniebiesko-białe zabarwienie kończyn i ciemnienie naczyń krwionośnych nad korą.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby zbadać interakcje między obszarami kory w obrębie jednej półkuli, zastosowaliśmy szeroką kraniotomię rozciągającą się przez zatokę strzałkową oraz 5 - 6 mm bocznie. Okno czaszkowe to obejmowało korę pierwotną (ruchową, somatosensoryczną, wzrokową, słuchową), wtórną (ruchową, wzrokową) oraz korę asocjacyjną (retrosplenialną, obręczy, asocjacyjną ciemieniową) prawej półkuli mózgu (Ryc. 3A). W niniejszej pracy wykorzystaliśmy obrazowanie barwnikami wrażliwym...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ten innowacyjny protokół dla dużego okna czaszkowego umożliwia jednoczesne obrazowanie w obszarze skroniowym i ciemieniowym kory mózgowej. W połączeniu z obrazowaniem optycznym może pomóc w ujawnieniu dynamiki neuronalnej w obszarach kory mózgowej podczas spontanicznej i wywołanej bodźcem aktywności. Ta ekspansywna kraniotomia odsłania również duże rozszerzenie sieci naczyń korowych, w tym bliższy koniec środkowej tętnicy mózgowej (MCA), umożliwiając obrazowanie in vivo przepływu krwi i bezpośrednią manipulację ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC) Discovery Grant #40352, Campus Alberta for Innovation Program Chair, Alberta Alzheimer Research Program dla MHM, oraz NSERC CREATE w ramach stypendium doktoranckiego BIF i stypendium podyplomowego AIHS dla MK. Dziękujemy Pu Min Wang za opracowanie tego protokołu i za szkolenie chirurgiczne, a Behroo Mirza Agha i Di Shao za hodowlę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Poduszka grzewczaFHC40-90-2
Drobne nożyczkiFine Science Tools14058-09
Kleszcze Fine Science Tools11251-35Zalecane są 2 lub więcej par
Nożyczki sprężynoweFine Science Tools15000-00, 15000-101 para powinna być przeznaczona do usuwania opony twardej 
Jet Tooth Shade PowderLANG DentalJet Tooth Shade Powderdo zmieszania z płynem do
cieniowania zębówJet LANG DentalJet Tooth Shade Liquiddo zmieszania z Jet Powder 
Głowice wiertarskie - wiertła z węglików spiekanych FG 1/4 389Midwest Dental385201
Agaroza w proszkuSigma-AldrichA9793
GelfoamSinclair Dental CanadaPfizer Gelfoam
IsofluraneWestern Drug Distribution Centre Ltd124125
Lidokaina 2% EpinefrynaWestern Drug Distribution Centre Ltd125299
Deksametazon 5  mg/mlZachodnie Centrum Dystrybucji Leków Ltd125231
Klej cyjanoakrylowy butylu (VetBond)Zachodnie Centrum Dystrybucji Leków Ltd12612
Jet

Bibliografia

  1. Sigler, A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. Imaging rapid redistribution of sensory-evoked depolarization through existing cortical pathways after targeted stroke in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (28), 11759-11764 (2009).
  2. Shih, A. Y., et al. Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain. J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).
  3. Grinvald, A., Hildesheim, R. VSDI: a new era in functional imaging of cortical dynamics. Nat Rev Neurosci. 5 (11), 874-885 (2004).
  4. Blinder, P., Shih, A. Y., Rafie, C., Kleinfeld, D. Topological basis for the robust distribution of blood to rodent neocortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (28), 12670-12675 (2010).
  5. Mohajerani, M. H., et al. Spontaneous cortical activity alternates between motifs defined by regional axonal projections. Nat Neurosci. 16 (10), 1426-1435 (2013).
  6. Mohajerani, M. H., McVea, D. A., Fingas, M., Murphy, T. H. Mirrored bilateral slow-wave cortical activity within local circuits revealed by fast bihemispheric voltage-sensitive dye imaging in anesthetized and awake mice. J Neurosci. 30 (10), 3745-3751 (2010).
  7. Lippert, M. T., Takagaki, K., Xu, W., Huang, X., Wu, J. Y. Methods for voltage-sensitive dye imaging of rat cortical activity with high signal-to-noise ratio. J Neurophysiol. 98 (1), 502-512 (2007).
  8. Misgeld, T., Kerschensteiner, M. In vivo imaging of the diseased nervous system. Nat Rev Neurosci. 7 (6), 449-463 (2006).
  9. Kerr, J. N., Denk, W. Imaging in vivo: watching the brain in action. Nat Rev Neurosci. 9 (3), 195-205 (2008).
  10. Aronoff, R., et al. Long-range connectivity of mouse primary somatosensory barrel cortex. Eur J Neurosci. 31 (12), 2221-2233 (2010).
  11. McVea, D. A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. Voltage-sensitive dye imaging reveals dynamic spatiotemporal properties of cortical activity after spontaneous muscle twitches in the newborn rat. J Neurosci. 32 (32), 10982-10994 (2012).
  12. Sweetnam, D., et al. Diabetes impairs cortical plasticity and functional recovery following ischemic stroke. J Neurosci. 32 (15), 5132-5143 (2012).
  13. Yin, Y. Q., et al. In vivo field recordings effectively monitor the mouse cortex and hippocampus under isoflurane anesthesia. Neural Regeneration Research. 11 (12), 1951-1955 (2016).
  14. Sharp, P. S., et al. Comparison of stimulus-evoked cerebral hemodynamics in the awake mouse and under a novel anesthetic regime. Scientific Reports. 5, 12621(2015).
  15. Kyweriga, M., Mohajerani, M. H. Optogenetics: Methods and Protocols. Methods in Molecular Biology. Kianianmomeni, A. 1408, Humana Press Inc. 251-265 (2016).
  16. Grutzendler, J., Gan, W. B. Imaging in neuroscience and development : a laboratory manual. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2005).
  17. Vanni, M. P., Murphy, T. H. Mesoscale transcranial spontaneous activity mapping in GCaMP3 transgenic mice reveals extensive reciprocal connections between areas of somatomotor cortex. J Neurosci. 34 (48), 15931-15946 (2014).
  18. Xie, Y., et al. Resolution of High-Frequency Mesoscale Intracortical Maps Using the Genetically Encoded Glutamate Sensor iGluSnFR. J Neurosci. 36 (4), 1261-1272 (2016).
  19. Chan, A. W., Mohajerani, M. H., LeDue, J. M., Wang, Y. T., Murphy, T. H. Mesoscale infraslow spontaneous membrane potential fluctuations recapitulate high-frequency activity cortical motifs. Nat Commun. 6, 7738(2015).
  20. Lim, D. H., et al. In vivo Large-Scale Cortical Mapping Using Channelrhodopsin-2 Stimulation in Transgenic Mice Reveals Asymmetric and Reciprocal Relationships between Cortical Areas. Front Neural Circuits. 6, (2012).
  21. Ferezou, I., et al. Spatiotemporal dynamics of cortical sensorimotor integration in behaving mice. Neuron. 56 (5), 907-923 (2007).
  22. Mohajerani, M. H., Aminoltejari, K., Murphy, T. H. Targeted mini-strokes produce changes in interhemispheric sensory signal processing that are indicative of disinhibition within minutes. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (22), E183-E191 (2011).
  23. Madisen, L., et al. Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance. Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Obrazowanie p kuli korowejchirurgia m zgu myszyanaliza dynamiki neuronalnejkombinacja stymulacji optogenetycznejintegracja rejestracji elektrofizjologicznejods anianie naczy krwiono nych korytechnika usuwania opony twardejmonta na szkie ku podstawowym z agarozy

Powiązane artykuły