Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Badanie wpływu alkoholu etylowego na prędkość poruszania się Caenorhabditis elegans

8.5K wyświetleń

DOI:

10.3791/52681

9 kwietnia 2015

W tym artykule

Podsumowanie

C. elegans jest przydatnym modelem do badania wpływu alkoholu etylowego na zachowanie. Prezentujemy test behawioralny, który ilościowo określa wpływ alkoholu etylowego na szybkość poruszania się pełzających dżdżownic; zarówno początkową wrażliwość, jak i rozwój ostrej tolerancji funkcjonalnej na alkohol etylowy można zmierzyć za pomocą tego testu.

Streszczenie

Zaburzenia związane z używaniem alkoholu są istotnym problemem zdrowia publicznego, dla którego istnieje niewiele skutecznych strategii leczenia. Jedną z trudności, która opóźniła opracowanie bardziej skutecznych terapii, jest względny brak rozumienia molekularnych podstaw wpływu etanolu na zachowanie. Glebacz, Caenorhabditis elegans (C. elegans), zapewnia przydatny model do generowania i testowania hipotez dotyczących molekularnych efektów etanolu. W tym miejscu opisujemy test, który został opracowany i wykorzystany do badania ról poszczególnych genów i czynników środowiskowych w reakcjach behawioralnych na etanol, w których ruch jest wyjściowym zachowaniem. Etanol w sposób zależny od dawki powoduje ostrą depresję pełzania na powierzchni agaru. Efekty są dynamiczne; zwierzęta narażone na wysokie stężenie wykazują początkowo silną depresję pełzania, nazywaną tu początkową wrażliwością, a następnie częściowo odzyskują prędkość lokomocji mimo ciągłej obecności leku. Ta indukowana etanolem plastyczność behawioralna jest tu nazywana rozwojem ostrej tolerancji funkcjonalnej. Test ten został wykorzystany do wykazania, że te dwa fenotypy są odrębne i genetycznie oddzielne. Prosty test lokomocji opisany tutaj nadaje się do badania wpływu zarówno manipulacji genetycznych, jak i środowiskowych na te ostre reakcje behawioralne na etanol w C. elegans.

Wprowadzenie

Zaburczenia związane z używaniem alkoholu (AUD) są powszechne i powodują poważne problemy zdrowotne, społeczne i ekonomiczne. U ludzi podatność na rozwój AUD jest znacznie wpłynięta zarówno przez genetykę, jak i środowisko1,2. Silnym fizjologicznym predyktorerem skłonności do nadużywania jest początkowy poziom reakcji (LR) na alkohol (etanolu), który jest wykazywany przez naiwnych pijaków3-5. Ten fenotyp LR jest wpłynięty przez komponenty genetyczne i niegenetyczne6. Określenie mechanizmów molekularnych, które wpływają na LR do etanolu, jest ważnym celem badań nad zachowaniami reakcji na etanol.

Niemiec, Caenorhabditis elegans, jest coraz częściej stosowany jako model do badania wpływu etanolu na zachowanie7-9. Istnieje silne molekularne zachowanie w mechanizmie funkcji układu nerwowego między robakami a ssakami, a kilka genów, które wykazano, że wpływają na LR do etanolu u robaków, wykazano, że wpływają na LR do etanolu u ssaków10-16, i zostały zaangażowane w skłonności do nadużywania u ludzi17-19.

Etanol odurza robaki, co znajduje odzwierciedlenie w zmniejszeniu ich prędkości poruszania się. Kilka różnych laboratoriów opracowało testy behawioralne, które różnią się pod wieloma względami, na przykład w badanym zachowaniu ruchowym (pełzanie versus pływanie11,12,14,20,21) lub w składzie roztworów, w których przeprowadza się testy (medium do hodowli nematodów versus sól Dent’a20,22). Co ciekawe, te różnorodne testy dały nieco różne profile dawki-reakcji dla efektów etanolu. Wyniki te wskazały na istotne różnice w podstawowych zachowaniach pełzania i pływania9,23, a także na rolę zmiennej środowiskowej osmolarności w reakcjach na etanol20, i podkreśliły znaczenie opisu szczegółów eksperymentu dla różnych testów.

Prezentowany jest test do pomiaru ostrego wpływu etanolu na zachowanie pełzania. Test ten był szeroko stosowany do badania genetycznych i środowiskowych wpływów na LR do etanolu8,10,20,24,25. Fenotyp LR u ssaków jest złożony z co najmniej dwóch komponentów, początkowej wrażliwości na etanol i ostrej tolerancji funkcjonalnej na etanol26,27. U robaków fenotyp LR został wykazany jako oddzielny na te dwa komponenty za pomocą tego testu behawioralnego. Wpływ manipulacji genetycznych i środowiskowych na oba fenotypy można badać za pomocą tego pojedynczego testu. Co ważne, te dwa fenotypy są genetycznie oddzielne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Kroki wykonywane w dniu przed badaniem

  1. Wybierz robaki w stadium L4 na świeże płytki z podłoża do hodowli nicieni (NGM) obsiane darnią OP50 E. coli i hodują je w temperaturze 20 ˚C przez całą noc. Każda warunkowa próba wymaga 10 robaków; wybierz więcej robaków, aby zapobiec utracie robaków przez całą noc.
    1. Tylko zwierzęta badane w pierwszy dzień dorosłości; wiele mutantów rośnie wolniej niż dzikiego typu. Skoryguj czas wybierania dla szczepów, które mają opóźnienia rozwojowe, tak aby wszystkie testowane zwierzęta były dorosłe w pierwszy dzień.

2. Kroki wykonywane w dniu badania

  1. Przygotowanie do badania:
    1. Przeprowadź badania na standardowych, nieobsianych płytkach NGM o wymiarach 60 x 15 mm. Wysusz wszystkie płytki, które mają być użyte w badaniu w temperaturze 37 ˚C przez 2 godziny, z pokrywkami zdejmowanymi. Na każde pojedyncze eksperymentalne testowanie użyj czterech wysuszonych płytek NGM; będą to płytki do badania o stężeniu 0 mM i 400 mM etanolu oraz towarzyszące im płytki aklimatyzacyjne.
      UWAGA: Użycie płytek NGM jest tutaj ważne; różnice w składzie płytek, w szczególności ich osmolarność, mogą znacznie wpływać na reakcję dawkową na etanol w zachowaniu, co jest spowodowane przynajmniej częściowo zmianami w ilości etanolu akumulowanego przez zwierzęta20. Agar NGM ma 160 mOsm.
    2. Po wysuszeniu waży każdą z nieobsianych płytek NGM, które mają być użyte w badaniu i odnotuj wagę. Określ objętość podłoża na płytkach na podstawie wagi pustej płytki. Aby przybliżyć konwersję wagi agaru na objętość, zakłada się, że podłoże waży tak samo jak równoważna objętość wody.
      UWAGA: Nasze najbardziej spójne wyniki uzyskano dla podłoża NGM, które zostało wystarczająco odwodnione, aby oryginalny objętość 10 ml miał objętość po wysuszeniu między 8,3–8,9 ml. Alternatywą dla czasu wysuszania 2 godzin jest wysuszenie, aż płytki osiągną ten zakres objętości, aby uwzględnić różnice w inkubatorach.
    3. Wtop 4 pierścienie miedziane (średnica wewnętrzna 1,6 cm) w powierzchnię każdej z płytek, aby służyły jako wybiegi dla różnych genotypów lub grup leczenia robaków. Chwytaj każdy pierścień kleszczami i podgrzewaj w płomieniu (dobrze sprawdza się mocny płomień z palnika Bunsena) przez około 3 s. Natychmiast umieść pierścień na płytce, nadal trzymając go kleszczami, aby zapobiec jego ‘skakaniu’.
      1. Upewnij się, że pierścień spoczywa płasko na powierzchni agaru, delikatnie przyciskając go kleszczami w kilku punktach na pierścieniu. Podczas umieszczania pierścienia uważaj, aby pozostawić miejsce na dodatkowe trzy pierścienie.
      2. Wtop trzy dodatkowe pierścienie miedziane w powierzchnię płytki, uważając, aby umieścić je jak najbliżej siebie, aby wszystkie cztery były w polu widzenia kamery.
        UWAGA: Utworzenie dobrego uszczelnienia z agarem jest niezbędne, aby utrzymać robaki w pierścieniach podczas badania. Pierścienie, które skaczą po płytce, prawdopodobnie nie utworzyą prawidłowego uszczelnienia z agarem i mogą uszkodzić agar, co pozwala robakom na kopanie i interferencję z wizualizacja robaków.
      3. Dla każdej płytki do badania przygotuj towarzyszącą “aklimatyzację”, która powinna być wysuszona i nieobsiana i nie będzie otrzymywać etanolu. Umieść cztery pierścienie miedziane na tych płytkach.
    4. Oznacz dno płytek obok każdego pierścienia szczepem robaków, który ma być użyty w pierścieniu, uważając, aby nie pisać w polu widzenia samego pierścienia. Dopasuj etykiety na płytce do badania do towarzyszącej jej płytki aklimatyzacyjnej.
    5. Oblicz ilość 100% etanolu do dodania do każdej płytki do badania, aby ostateczne stężenie wynosiło 0 mM lub 400 mM etanolu (waga do objętości). Dla każdego eksperymentu (n = 1) będą jedna płytka 0 mM i jedna płytka 400 mM etanolu; płytki aklimatyzacyjne nie otrzymują etanolu. Dodaj etanol, pipetując go na powierzchnię płytki. Użyj folii laboratoryjnej, aby uszczelnić płytkę i pozwól jej równoważeniu na blacie przez 2 godziny.
    6. Kiedy minęło 1,5 godziny, rozpocznij krok aklimatyzacji badania, krok 2.2.
  2. Przeprowadź badanie ruchliwości: Płytki do badania
    1. Starannie przenieś 10 robaków z każdej grupy eksperymentalnej do środka pierścienia miedzianego na płytce aklimatyzacyjnej. Usuń widoczny pokarm na agarze w tym momencie, delikatnie zdrapywając go za pomocą szczypiec do robaków. Zmieniaj kolejność, w jakiej grupy eksperymentalne są umieszczane na płytkach w poszczególnych eksperymentach, aby te same szczepy nie były umieszcz

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przedstawione dane (Rysunek 1) z kilku różnych genotypów i ich sparowanych kontroli są przedstawione8,24; dane zostały specjalnie wybrane, aby podkreślić różnice w badanych zwierzętach. Stopień wpływu po 10 min ekspozycji jest uważany za początkową wrażliwość szczepu, która jest pokazana na lewej osi w Rysunku 1B-G. Szczepy mutantów o względnej prędkości większej niż kontrola po 10 min uważane są za odporne na etanol (Rysunek 1F, G), podczas gdy szczepy mutant...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Prosta neurobiologia i dostępne narzędzia genetyczne C. elegans sprawiają, że dżdżownica jest doskonałym modelem do badania molekularnych podstaw działania alkoholu na zachowanie. Opisujemy tutaj metodę, która została wykorzystana do zidentyfikowania kilku molekularnych i środowiskowych mediatorów ostrej reakcji behawioralnej na alkohol8,10,20,24,25. Ta metoda umożliwia różnicowanie i jednoczesne badanie dwóch różnych fenotypow zachowania reakcji na alkohol, początkowej wrażliwości i rozwoju ostrej to...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnięcia.

Podziękowania

Te badania były wspierane przez granty National Institutes of Health, National Institute for Alcoholism and Alcohol Abuse: R01AA016837 (JCB) i P20AA017828 (AGD i JCB).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
C. elegans strainsCaenorhabditis Genetics Center
60 x 15 mm Petri plates, triple ventedGreiner Bio-One628161Other plate brands will suffice.
NGM agarVariousNaCl (3 g/L), agar (17 g/L), peptone (2.5 g/L), 1 ml cholesterol (5 mg/ml in ethanol), 1 ml (1 M) MgSO4, 1 ml (1 M) CaCl2, 25 ml (1 M) KPO4, pH=6, 975 ml H2O
ForcepsVariousnp. Fisher Scientific #10300
37 °C IncubatorVariousFor drying agar
Digital balanceVariousFor determining plate weights and agar volume
Copper ringsPlumbmasterSTK#35583 (48 cap thread gasket)1.6 cm inner diameter, 1.8 cm outer diameter copper rings
100% ethanolVarious
Parafilm MBemisPM996
CCD cameraQImagingRET-4000R-F-M-12This camera has a large field of view.
Stereomicroscope with C-mount and 0.5X objectiveLeicaMZ6Discontinued model, M60 is current equivalent.
Light sourceSchottA089233”x3”  backlight for even illumination across the field of view
Imaging and tracking softwareMedia CyberneticsImagePro-Plus v6.0-6.3Newer versions of the software have tracking functions.

Bibliografia

  1. Prescott, C. A., Kendler, K. S. Genetic and environmental contributions to alcohol abuse and dependence in a population-based sample of male twins. Am. J. Psychiatry. 156, 34-40 (1999).
  2. Schuckit, M. A. Genetics of the risk for alcoholism. Am. J. Addict. Article Review. 9, 103-112 (2000).
  3. Heath, A. C., et al. Genetic differences in alcohol sensitivity and the inheritance of alcoholism risk. Psychol. Med. 29, 1069-1081 (1999).
  4. Rodriguez, L. A., Wilson, J. R., Nagoshi, C. T. Does psychomotor sensitivity to alcohol predict subsequent alcohol use. Alcohol. Clin. Exp. Res. 17, 155-161 (1993).
  5. Schuckit, M. A., Smith, T. L. An 8-year follow-up of 450 sons of alcoholic and control subjects. Arch. Gen. Psychiatry. 53, 202-210 (1996).
  6. Kalu, N., et al. Heritability of level of response and association with recent drinking history in nonalcohol-dependent drinkers. Alcohol. Clin. Exp. Res. 36, 522-529 (2012).
  7. Davis, S. J., Scott, L. L., Hu, K., Pierce-Shimomura, J. T. Conserved single residue in the BK potassium channel required for activation by alcohol and intoxication in. C. elegans. J. Neurosci. 34, 9562-9573 (2014).
  8. Raabe, R. C., Mathies, L. D., Davies, A. G., Bettinger, J. C. The Omega-3 Fatty Acid Eicosapentaenoic Acid Is Required for Normal Alcohol Response Behaviors in C. elegans. PLoS ONE. 9, e105999(2014).
  9. Topper, S. M., Aguilar, S. C., Topper, V. Y., Elbel, E., Pierce-Shimomura, J. T. Alcohol disinhibition of behaviors in C. elegans. PLoS ONE. 9, e92965(2014).
  10. Bhandari, P., et al. Chloride intracellular channels modulate acute ethanol behaviors Drosophila,Caenorhabditis elegans and mice. Genes Brain Behav. 11, 387-397 (2012).
  11. Davies, A. G., et al. A central role of the BK potassium channel in behavioral responses to ethanol in C. elegans. Cell. 115, 655-666 (2003).
  12. Davies, A. G., Bettinger, J. C., Thiele, T. R., Judy, M. E., McIntire, S. L. Natural variation in the npr-1 gene modifies ethanol responses of wild strains of C. elegans. Neuron. 42, 731-743 (2004).
  13. Kapfhamer, D., et al. Loss of RAB-3/A in Caenorhabditis elegans and the mouse affects behavioral response to ethanol. Genes Brain Behav. 7, 669-676 (2008).
  14. Speca, D. J., et al. Conserved role of unc-79 in ethanol responses in lightweight mutant mice. PLoS Genet. 6, e1001057(2010).
  15. Thiele, T. E., Badia-Elder, N. E. A role for neuropeptide Y in alcohol intake control: evidence from human and animal research. Physiol. Behav. 79, 95-101 (2003).
  16. Treistman, S. N., Martin, G. E. BK Channels: mediators and models for alcohol tolerance. Trends Neurosci. 32, 629-637 (2009).
  17. Han, S., et al. Integrating GWASs and human protein interaction networks identifies a gene subnetwork underlying alcohol dependence. Am. J. Hum. Genet. 93, 1027-1034 (2013).
  18. Kendler, K. S., et al. Genomewide association analysis of symptoms of alcohol dependence in the molecular genetics of schizophrenia (MGS2) control sample. Alcohol. Clin. Exp. Res. 35, 963-975 (2011).
  19. Schuckit, M. A., et al. Autosomal linkage analysis for the level of response to alcohol. Alcohol. Clin. Exp. Res. 29, 1976-1982 (2005).
  20. Alaimo, J. T., et al. Ethanol metabolism and osmolarity modify behavioral responses to ethanol in C. elegans. Alcohol. Clin. Exp. Res. 36, 1840-1850 (2012).
  21. Morgan, P. G., Sedensky, M. M. Mutations affecting sensitivity to ethanol in the nematode, Caenorhabditis elegans. Alcohol. Clin. Exp. Res. 19, 1423-1429 (1995).
  22. Mitchell, P. H., et al. The concentration-dependent effects of ethanol on Caenorhabditis elegans behaviour. Pharmacogenomics J. 7, 411-417 (2007).
  23. Vidal-Gadea, A., et al. Caenorhabditis elegans selects distinct crawling and swimming gaits via dopamine and serotonin. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 108, 17504-17509 (2011).
  24. Bettinger, J. C., Leung, K., Bolling, M. H., Goldsmith, A. D., Davies, A. G. Lipid environment modulates the development of acute tolerance to ethanol in Caenorhabditis elegans. PLoS ONE. 7, e35129(2012).
  25. Davies, A. G., et al. Different genes influence toluene- and ethanol-induced locomotor impairment in C. elegans. Drug Alcohol Depend. 122, 47-54 (2012).
  26. Newlin, D., Thomson, J. Alcohol challenge with sons of alcoholics: a critical review and analysis. Psychol. Bull. 108, 383-402 (1990).
  27. Ponomarev, I., Crabbe, J. C. A novel method to assess initial sensitivity and acute functional tolerance to hypnotic effects of ethanol. J. Pharmacol. Exp. Ther. 302, 257-263 (2002).
  28. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9, 671-675 (2012).
  29. Husson, S. J., Costa, W. S., Schmitt, C., Gottschalk, A. Keeping track of worm trackers. WormBook. , The C. elegans Research Community. (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Lokomocja C eleganstest ekspozycji na etanolmiedziana zagroda pier cieniowawideo pomiar pr dko ciwra liwo pocz tkowaostra tolerancja funkcjonalnagenetyczno rodowiskowa manipulacjaoprogramowanie do rozpoznawania obiekt wprzygotowanie p ytek NGMprotok transferu nicieni