Artykuł metodologiczny

Synteza mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) Janusa dla anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania organofilowego/hydrofilowego

DOI:

10.3791/52813

⸱

27 lutego 2016

 ,  ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, Pohang University of Science and Technology (POSTECH), 2School of Interdisciplinary Bioscience and Bioengineering (I-Bio), Pohang University of Science and Technology (POSTECH)

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy protokół syntezy mikrohydrożeli Janusa składających się całkowicie z tego samego materiału bazowego, poli(N-izopropylacrylamidu) (PNIPAAm), z wyraźnie podzieloną strukturą opartą na separacji faz przesyconego roztworu monomeru NIPAAm. Zsyntetyzowane mikrohydrożele Janus wykazują unikalne właściwości, takie jak anizotropowa termoczułość i zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikrocząstki Janusa to podzielone na przedziały cząstki o różnych strukturach molekularnych i/lub funkcjonalnościach po każdej z ich dwóch stron. Ze względu na tę unikalną właściwość, mikrocząstki Janusa zostały uznane za nową klasę materiałów, przyciągając tym samym dużą uwagę z różnych dziedzin badawczych. Wszechstronność tych mikrocząstek została zilustrowana poprzez ich zastosowanie jako elementów budulcowych do samodzielnego montażu, siłowników reagujących elektrycznie, emulgatorów do malowania i kosmetyków oraz nośników do dostarczania leków. Niniejsze badanie wprowadza szczegółowy protokół, który wyraźnie opisuje syntetyczną metodę projektowania nowych mikrohydrożeli Janus składających się z pojedynczego materiału bazowego, poli(N-izopropyloakrylamidu) (PNIPAAm). Mikrokropelki janusa są najpierw generowane przez hydrodynamiczne ogniskujące urządzenie mikroprzepływowe (HFMD) oparte na oddzieleniu przesyconego wodnego roztworu monomeru NIPAAm, a następnie polimeryzowane przez wystawienie na działanie promieniowania UV. Okazało się, że powstałe mikrohydrożele Janus składają się w całości z tego samego materiału bazowego, charakteryzują się łatwą do zidentyfikowania morfologią podziału na przedziały i wykazują anizotropową termoczułość oraz zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego. Uważamy, że proponowana metoda wprowadza nowatorską platformę hydrożelową o potencjale zaawansowanej syntezy wielofunkcyjnych mikrohydrożeli Janusa.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hydrożele to sieć hydrofilowych łańcuchów polimerowych. 1 Rosnąca liczba badań w dziedzinie hydrożeli przyczyniła się do znacznego postępu i ujawniła ich podobieństwo do tkanek biologicznych; Właściwości hydrożeli pozwalają na pobieranie dużych ilości wody przy zachowaniu ich struktury. Hydrożele reagujące na środowisko były również szeroko badane ze względu na ich zdolność do odwracalnego pęcznienia lub kurczenia się w odpowiedzi na bodźce zewnętrzne. 2 Sugeruje się, że kilka czynników wyzwalających, w tym temperatura,3-5 pH,6,7 światło,8,9 pola elektryczne,10,11 i określone cząsteczki, takie jak glukoza,12,13, kontrolują geometryczny kształt hydrożeli. Wśród wielu dostępnych obecnie hydrożeli reagujących na środowisko, poli(N-izopropyloakrylamid) (PNIPAAm), dobrze znany hydrożel reagujący na ciepło, wykazuje skurcz objętościowy powyżej niskiej temperatury krytycznej roztworu (LCST) wynoszącej 32 °C.14 Niedawne badanie przeprowadzone przez Sasaki i wsp. 15 opisało intrygujące rozdzielanie faz ciecz-ciecz przesyconego NIPAAm, który jest monomerem PNIPAAm. Zgodnie z tym raportem, przesycony NIPAAm rozpuszczono z 10-krotnym nadmiarem molowymH2O, a wkrótce potem roztwór rozdzielił się na dwie fazy ciekłe, gdy pozostawiono do odstawienia w temperaturze powyżej 25 °C; w przeciwieństwie do tego, rozcieńczony NIPAAm został rozpuszczony jednorodnie w tych samych warunkach.

Mikrocząsteczki wykonane z hydrożeli reagujących na środowisko są fascynującymi kandydatami do zastosowania w dostarczaniu leków,16,17 katalizie,18 wykrywaniu,19,20 i fotonice. 21 Tradycyjne metody syntezy, w tym polimeryzacja emulsyjna, są stosowane do wytwarzania mikrocząstek hydrożelu o polidyspersyjności. 22,23 Jednak niektóre zastosowania wymagają mikrocząstek o wąskim rozkładzie wielkości, na przykład w celu ustabilizowania farmakokinetyki dostarczania leków. 24 Mikrocząstki zatorowe o nieregularnym kształcie lub polirozproszone agregują się proksymalnie w klastry, prowadząc do przewlekłych reakcji zapalnych w cząstkach zatorowych w leczeniu raka. Pytania z dnia 25,26

Podejście mikroprzepływowe jest w czołówce badań jako sposób wytwarzania mikrocząstek o wąskich rozkładach rozmiarów i skomplikowanych kształtach. 27-31 Korzyści z wytwarzania mikrocząstek w urządzeniu mikroprzepływowym wynikają z małej długości charakterystycznej urządzenia mikroprzepływowego, co skutkuje niską liczbą Reynoldsa. W przeciwieństwie do tradycyjnej emulgacji masowej, w której krople są formowane równolegle, mikrokropelki wytwarzane w urządzeniach mikroprzepływowych są generowane szeregowo, a następnie polimeryzowane w mikrocząstki pod wpływem promieniowania UV. Podstawową zasadą tworzenia kropel za pomocą urządzenia mikroprzepływowego jest równowaga między napięciem międzyfazowym a siłą ścinającą płynu osłonkowego działającego na płyn rdzeniowy.

Pomimo oczywistych zalet mikroprzepływowego wytwarzania kropel/cząstek, kropelki/cząstki Janusa składające się z tego samego materiału bazowego są rzadko zgłaszane, ponieważ wewnętrzna morfologia tych kropel/cząstek jest generalnie zaburzona przez dyfuzję i perturbację płynów rdzeniowych. Aby obejść to wewnętrzne ograniczenie, dwie grupy poinformowały niedawno o przygotowaniu mikrocząstek Janusa poprzez zastosowanie indukowanej ciepłem separacji faz nanocząstek koloidalnych i separacji faz skierowanej promieniowaniem UV. Pytanie grupy 32,33

W tym celu opisujemy mikroprzepływowe podejście do syntezy mikrohydrożeli Janusa w całości składających się z jednego materiału bazowego i uzyskania produktu o wyraźnie podzielonej morfologii. Nasze podejście opiera się na podstawowej koncepcji separacji fazy ciecz-ciecz przesyconego monomeru NIPAAm. Stwierdzono, że uzyskane mikrohydrożele Janus posiadają unikalne właściwości, w tym anizotropową termoczułość i zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Wykonanie głównej formy dla Hydrodynamicznego Urządzenia Mikroprzepływowego (HFMD) za pomocą fotolitografii

  1. Zaprojektuj fotomaskę dla HFMD (Rysunek 1a) za pomocą oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD) zgodnie z protokołem producenta.
  2. Opłucz 4-calową płytkę krzemową acetonem, alkoholem izopropylowym (IPA) i wodą dejonizowaną (DI), aby usunąć pył organiczny i nieorganiczny z płytki.
  3. Wyczyść płytkę krzemową plazmąO2 o mocy 100 W przez 5 minut, aby zwiększyć siłę wiązania między płytką a SU-8.
  4. Przędzić 4 ml ujemnego fotorezystu SU-8 2150 na płytce z prędkością 3000 obr./min przez 30 sekund, aby uzyskać grubość 150 μm (b1 na rysunku 1b).
  5. Umieść wafel powlekany SU-8 na płycie grzejnej na 5 minut w temperaturze 65 °C, ustaw temperaturę na 95 °C, a następnie pozostaw wafel na płycie grzejnej na 30 minut do miękkiego upieczenia.
  6. Umieść zaprojektowaną fotomaskę na płytce i wystaw na działanie światła UV (260 mJ cm-2, 26 sekund dla 10 mW cm-2) w wyrównywaczu maski (b2 na rysunku 1b).
  7. Pieczenie poekspozycyjne wykonuj na płycie grzejnej (65 °C przez 5 min, a następnie 95 °C przez 12 min).
  8. Rozwinąć wafel przez zanurzenie w kąpieli wywoływacza SU-8 na 10 minut, a następnie przenieść go do świeżego wywoływacza na 5 sekund, aby uzyskać czystą powierzchnię.
  9. Opłucz wafel przez 20 sekund wodą DI i susz go przez 10 sekund gazemN2 (b3 na rysunku 1b). Użyj wytworzonej płytki jako formy wzorcowej do odlewania polidimetylosiloksanu (PDMS) w sekcji 2.

2. Wytwarzanie HFMD za pomocą PDMS Casting

  1. Użyj wzorzystej płytki uzyskanej w sekcji 1 jako formy wzorcowej do odlewania PDMS.
  2. Wymieszać prepolimer PDMS i utwardzacz jednorodnie w stosunku wagowym 10:1; na przykład użyć 1 g utwardzacza na 10 g prepolimeru PDMS.
  3. Wlej prepolimer PDMS do formy głównej i odgazowuj go przez 1 godzinę w komorze próżniowej (b4 na rysunku 1b).
  4. Umieścić formę wzorcową z prepolimerem PDMS w piekarniku w temperaturze 65 °C na 3 godziny.
  5. Przytnij utwardzony PDMS do wielkości pojedynczego wióra za pomocą ostrego skalpela. Ostrożnie odklej ręcznie utwardzoną replikę PDMS od formy głównej.
  6. Powtórz kroki od 2.2 do 2.5, aby uzyskać identyczną replikę PDMS.
  7. Otwory wlotowe i wylotowe należy wybić w jednej z replik za pomocą dziurkacza o nieco mniejszej średnicy niż średnica zewnętrzna rurki łączącej.
  8. Zastosuj obróbkę plazmą powietrzną do obszaru klejenia każdej repliki za pomocą obróbki koronowej. 34
    Ostrzeżenie: Używaj urządzenia do obróbki koronowej w miejscu o dobrej wentylacji, aby uniknąć gromadzenia się ozonu.
  9. Upuść 5 μl metanolu na obszary poddane działaniu plazmy powietrznej. Dokładnie wyrównaj dwie identyczne repliki PDMS, aby wytworzyć HFMD za pomocą ręcznej manipulacji i sprawdź wyrównanie za pomocą mikroskopu (b5 na rysunku 1b).
    Uwaga: Repliki PDMS poddane obróbce plazmą powietrzną są dość lepkie i trudne do manipulowania. W ten sposób 5 μl metanolu jest dodawane do powierzchni poddanej plazmie powietrznej, która pełni funkcję smaru.
  10. Umieść HFMD w piekarniku ustawionym na 65 °C na noc, aby wzmocnić wiązanie między dwiema replikami PDMS (b6 na rysunku 1b). Połącz dwie identyczne repliki PDMS, aby zwiększyć wysokość mikrokanału HFMD i uniknąć zatykania mikrokropelek w kanale mikroprzepływowym podczas pracy.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Przegląd procedury wytwarzania HFMD. a) Parametry konstrukcyjne fotomaski dla HFMD. b) Ilustracja procedury wytwarzania HFMD. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Przygotowanie faz bogatych w NIPAAm (N-bogatych) i ubogich w NIPAAm (N-ubogich) poprzez separację faz przesyconego NIPAAm

  1. Rozpuścić monomer NIPAAm w wodzie DI w stosunku w/m 1:1 za pomocą mieszalnika wirowego; na przykład rozpuścić 10 g NIPAAm w 10 ml wody DI (pierwszy rysunek na rysunku 2a).
    Uwaga: Gdy monomer NIPAAm zostanie całkowicie rozpuszczony w temperaturze pokojowej, roztwór wydaje się mętny (drugi obraz na rysunku 2a). Zjawisko to jest pierwszą wskazówką, że indukowana rozpuszczalnością separacja fazowa przesyconego monomeru NIPAAm zakończyła się sukcesem.
  2. Pozostawić roztwór monomeru w pozycji pionowej w temperaturze pokojowej na co najmniej 15 minut. Górna faza to faza bogata w N, a gęstsza dolna faza to faza uboga w N (trzeci obraz na rysunku 2a). Gęstości faz bogatych w N i N ubogich wynoszą odpowiednio 0,93 ± 0,01 i 0,99 ± 0,01 g cm-3. 15
  3. Gdy granica faz oddzielająca dwie fazy stanie się czysta, ostrożnie wyekstrahuj 2 ml roztworu monomeru z fazy bogatej w N i ubogiej w N, nie naruszając tej granicy faz za pomocą pipety.
  4. Dodać 4 mg N,N'-metylenobisakryloamidu (MBAAm) jako środka sieciującego i 4 mg 4-(2-hydroksyetoksy)fenylo-(2-hydroksy-2-propylo)ketonu jako fotoinicjatora do ekstrahowanych roztworów monomerów bogatych w N i ubogich w N, aby przygotować płyny rdzeniowe 1 i 2 dla próbki o niskim stężeniu środka sieciującego (2 mg ml-1) (b1 i b2 na rysunku 2b).
  5. Powtórz poprzedni krok 3.3 i dodaj 80 mg MBAAm i 4 mg 4-(2-hydroksyetoksy)fenylo-(2-hydroksy-2-propylo)ketonu do każdego z ekstrahowanych roztworów monomeru bogatych w N i ubogich w N, aby przygotować płyny rdzeniowe 1 i 2 dla próbki o wysokim stężeniu sieciującym (40 mg ml-1) (b3 i b4 na rysunku 2b).
  6. Rozpuścić 10% wag. olejowego środka powierzchniowo czynnego w oleju mineralnym, aby przygotować płyn osłonowy (b5 na rysunku 2b).

figure-protocol-2
Rysunek 2: Przygotowanie materiału do syntezy mikrohydrożelu Janus. a) Otrzymywanie roztworów monomerów bogatych w N i ubogich w N poprzez rozdzielanie faz przesyconego NIPAAm. b) Szczegółowe informacje na temat materiałów i konfiguracji doświadczalnej wykorzystanych w protokole. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Synteza mikrohydrożeli Janusa za pomocą HFMD

  1. Załadować 2 ml płynów rdzeniowych 1 i 2 ( b1, b2 lub b3, b4 w Rys.2b) i płyn w osłonce (b5 na rysunku 2b) do trzech oddzielnych strzykawek o pojemności 3 ml.
  2. Zamontować strzykawki w pompach strzykawkowych i podłączyć każdą strzykawkę do odpowiedniego wlotu płynu do HFMD za pomocą rurki (rysunek (b). Użyj rurki, aby podłączyć wylot płynu HFMD do zbiornika zbiorczego.
  3. Ustawić pompy strzykawkowe i wlać płyny rdzeniowe 1 i 2 oraz płyn w osłonie z natężeniem przepływu odpowiednio 2, 2 i 10 μl min-1.
  4. (Opcjonalnie) Dostosuj natężenie przepływu płynów rdzeniowych 1 i 2, aby dostosować względne proporcje objętości każdej strony mikrokropli Janusa.
  5. Umieść źródło światła UV prostopadle około 1 cm od zbiornika zbiorczego. Włącz źródło światła UV i wizualnie monitoruj ciągłą produkcję mikrohydrożeli Janus.
    Uwaga: Używaj okularów chroniących przed promieniowaniem UV podczas monitorowania produkcji mikrohydrożelu.
  6. Zbierz sfabrykowane mikrohydrożele Janus do stożkowej tubki i umyj je za pomocą IPA. Następnie odwirować stożkową probówkę (780 g przez 5 minut), aby osadzić mikrohydrożele.
  7. Powtórz krok 4.6 kilka razy, aby całkowicie usunąć olej mineralny otaczający mikrohydrożele Janus.
  8. Powtórz krok 4.6, ale użyj wody demineralizowanej z wodnym środkiem powierzchniowo czynnym 0,005% (v/v) zamiast IPA, aby usunąć resztki IPA wokół mikrohydrożeli Janus.
  9. Całkowicie umyte mikrohydrożele Janus należy przechowywać w 10 ml fiolce zawierającej wodę demineralizowaną.

5. Analiza anizotropowej termoczułości mikrohydrożeli Janusa

  1. Za pomocą pipety umieść mikrohydrożele Janusa zsyntetyzowane z sekcji 4 w 24-dołkowej płytce. Pozostaw mikrohydrożele na 15 sekund, aż na dolnej powierzchni studzienki utworzy się monowarstwa.
  2. Uzyskaj obraz mikrohydrożelu Janusa w temperaturze 24 °C za pomocą pionowego mikroskopu optycznego z soczewką obiektywową 5X.
  3. Umieścić moduł termoelektryczny pod płytką studzienkową i kontrolować napięcie tego modułu, aby zwiększyć temperaturę roztworu zawierającego mikrohydrożele Janusa do 32 °C.
  4. Ponownie uzyskać obraz mikrohydrożelu Janus w temperaturze 32 °C za pomocą pionowego mikroskopu optycznego z soczewką obiektywową 5X.
  5. Powtórz kroki 5.2-5.4 24 razy, uważając, aby wybrać inny mikrohydrożel Janus do analizy statystycznej.
  6. Z 25 obrazów różnych mikrohydrożeli Janus w temperaturze 24 i 32 °C zmierz promień części mikrohydrożeli Janus bogatych i ubogich w PN za pomocą oprogramowania do analizy obrazu zgodnie z instrukcjami producenta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 3a przedstawia schemat eksperymentalnego zestawu używanego do syntezy mikrohydrożeli Janusa za pomocą HFMD. Fazy bogate w N i ubogie w N zostały precyzyjnie wstrzyknięte do HFMD jako płyny rdzeniowe 1 i 2, a następnie połączone i rozbite na mikrokropelki Janusa w otworze przez płyn osłonowy oleju mineralnego z powodu niestabilności kapilarnej Rayleigha. W związku z tym udało się wygenerować mikrokropelki Janusa złożone z faz bogatych w N i ubogich w N, ja...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Do syntezy mikrohydrożeli Janusa stosuje się na ogół dwa niemieszające się ze sobą materiały bazowe. Do niedawna rzadko zgłaszano mikrohydrożele Janus składające się z tego samego materiału bazowego, a opisywane mikrohydrożele Janus nie miały wyraźnej morfologii wewnętrznej ze względu na zakłócenia spowodowane mieszalnością materiałów składowych. 35, 36 W tym protokole demonstrujemy metodę syntezy mikrohydrożeli Janusa składających się w całości z pojedynczego materiału bazowego, PNIPAAm, o wyraźnie podzielone...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez grant Narodowej Fundacji Badawczej Korei (NRF) finansowany przez rząd Korei (MSIP (nr 2014R1A2A1A01006527 i 2011-0030075).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wafel silikonowyLG Siltron4 ", Wafel klasy testowejdo produkcji form mistrzowskich
AcetonSamchun Pure ChemicalA0097Czyszczenie wafla silikonowego
Alkohol izopropylowy (IPA)Daejung Chemicals & Metale5035-4404Czyszczenie wafla silikonowego
System oczyszczania wodyMerck MilliporeEMD Millipore RIOs Essential 5Przygotowanie  Maszyna
plazmowa O2Femto ScienceVITA-ACzyszczenie wafla krzemowa
SU-8 2150 fotorezystor ujemnyMicroChemY111077 0500L1GLPhotoresist do produkcji form mistrzowskich
Płyta grzejnaMisung ScientificHP330D, HP150DPieczenie SU-8
SU-8 deweloperMicrochemY020100 4000L1PE
systemu wyrównywania maski SU-8 do fotolitograpiiShinu Mst Co.CA-6MFotolitografia
Sylgard 184 zestaw elastomerów silikonowychDow Corning1064891PDMS odlew
Laboratorium Corona TreaterElectro-technic Products Inc.Obróbka plazmą powietrznąmodel BD-20AC
N-izopropylokryloamid (NIPAAm)Sigma-Aldrich415324-50GMonomer
N,N'-metylenobisakryloamid (MBAAm)Sigma-Aldrich146072-100GŚrodek sieciujący NIPAAm
4-(2-hydroksyetoksy)fenylo-(2-hydroksy-2-propylo)keton, Irgacure 2959BASF55047962Fotoinicjator NIPAAm
ABIL EM 90Evonik Branże201109Sufaktant do oleju
Mieszalnik wirowyScientific Industries Inc.Vortex-Genie 2
Mieszanie Rurki TygonSaint-GobainID 1/32", O.D. 3/32", Wall 1/32"Rurka łącząca między strzykawkami a źródłem światła UV HFMD
HamamatsuPunktowe źródło światła LC8Polimeryzacja z NIPAAm do PNIPAAm
Strzykawki, NORM-JECT (3 ml)Henke-Sass Wolf GmbH22767Ładowanie materiałów
Pompa strzykawkowaKD NaukowyKDS model 200Perfuzja materiałów
Tegitol Typ NP-10Sigma-AldrichNP10-500MLSurfaktant do wody
Olej czerwony OSigma-AldrichO0625-25GBarwnik do fazy bogatej
N Olej Niebieski NSigma-Aldrich391557-5GBarwnik do fazy bogatej w
N Żółty barwnik spożywczyEdentown F& BNABarwnik do fazy ubogiej w
N Zielony barwnik spożywczyEdentown F& BNABarwnik do fazy ubogiej
N ZasilaczAgilentE3649AŹródło zasilania dla modułu termoelektrycznego
Moduł termoelektrycznyPeltierFALC1-12710T125Kontrola temperatury
WirówkaLabogene1248RMikrohydrożele osadzające Płytka
24-dołkowaSPL Nauki Przyrodnicze32024Zbiornik do obserwacji
Mikroskop optycznyNikonECLIPSE 80iObserwacja optyczna
Oprogramowanie do analizy obrazuIMT i-Solution Inc.iSolutions DTPomiar promienia
Opracowanie PDMS  w

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hoffman, A. S. Hydrogels for biomedical applications. Adv. Drug Delivery Rev. 54 (1), 3-12 (2002).
  2. Qiu, Y., Park, K. Environment-sensitive hydrogels for drug delivery. Adv. Drug Delivery Rev. 53 (3), 321-339 (2001).
  3. Hirokawa, Y., Tanaka, T. Volume phase transition in a nonionic gel. J. Chem. Phys. 81 (12), 6379-6380 (1984).
  4. Bae, Y. H., Okano, T., Hsu, R., Kim, S. W. Thermo-sensitive polymers as on-off switches for drug release. Macromol. Rapid Commun. 8 (10), 481-485 (1987).
  5. Yoshida, R., et al. Comb-type grafted hydrogels with rapid deswelling response to temperature changes. Nature. 374 (6519), 240-242 (1995).
  6. Tanaka, T. Collapse of gels and the critical endpoint. Phys. Rev. Lett. 40 (12), 820-823 (1978).
  7. Tanaka, T., et al. Phase transitions in ionic gels. Phys. Rev. Lett. 45 (20), 1636-1639 (1980).
  8. Zhao, Y. L., Stoddart, J. F. Azobenzene-based light-responsive hydrogel system. Langmuir. 25 (15), 8442-8446 (2009).
  9. Alvarez-Lorenzo, C., Bromberg, L., Concheiro, A. Light-sensitive intelligent drug delivery systems. Photochem. Photobiol. 85 (4), 848-860 (2009).
  10. Tanaka, T., Nishio, I., Sun, S. T., Ueno-Nishio, S. Collapse of gels in an electric field. Science. 218 (4571), 467-469 (1982).
  11. Kwon, I. C., Bae, Y. H., Kim, S. W. Electrically credible polymer gel for controlled release of drugs. Nature. 354 (6351), 291-293 (1991).
  12. Obaidat, A. A., Park, K. Characterization of protein release through glucose-sensitive hydrogel membranes. Biomaterials. 18 (11), 801-806 (1997).
  13. Kataoka, K., Miyazaki, H., Bunya, M., Okano, T., Sakurai, Y. Totally synthetic polymer gels responding to external glucose concentration: their preparation and application to on-off regulation of insulin release. J. Am. Chem. Soc. 120 (48), 12694-12695 (1998).
  14. Heskins, M., Guillet, J. E. Solution properties of poly(N-isopropylacrylamide). J. Macromol. Sci. Part A Pure Appl. Chem. 2 (8), 1441-1455 (1968).
  15. Sasaki, S., Okabe, S., Miyahara, Y. Thermodynamic properties of N-isopropylacrylamide in water: solubility transition, phase separation of supersaturated solution, and glass formation. J. Phys. Chem. B. 114 (46), 14995-15002 (2010).
  16. Bromberg, L., Alakhov, V. Effects of polyether-modified poly(acrylic acid) microgels on doxorubicin transport in human intestinal epithelial Caco-2 cell layers. J. Controlled Release. 88 (1), 11-22 (2003).
  17. Coughlan, D. C., Quilty, F. P., Corrigan, O. I. Effect of drug physicochemical properties on swelling/deswelling kinetics and pulsatile drug release from thermoresponsive poly(N-isopropylacrylamide) hydrogels. J. Controll. Release. 98 (1), 97-114 (2004).
  18. Bergbreiter, D. E., Case, B. L., Liu, Y. S., Caraway, J. W. Poly(N-isopropylacrylamide) soluble polymer supports in catalysis and synthesis. Macromolecules. 31 (18), 6053-6062 (1998).
  19. Lapeyre, V., Gosse, I., Chevreux, S., Ravaine, V. Monodispersed glucose-responsive microgels operating at physiological salinity. Biomacromolecules. 7 (12), 3356-3363 (2006).
  20. Hoare, T., Pelton, R. Engineering glucose swelling responses in poly(N-isopropylacrylamide)-based microgels. Macromolecules. 40 (3), 670-678 (2007).
  21. Xu, S., Zhang, J., Paquet, C., Lin, Y., Kumacheva, E. From hybrid microgels to photonic crystals. Adv. Funct. Mater. 13 (6), 468-472 (2003).
  22. Clarke, J., Vincent, B. Stability of non-aqueous microgel dispersions in the presence of free polymer. J. Chem. Soc., Faraday Trans. 1. 77 (8), 1831-1843 (1981).
  23. Mears, S. J., Deng, Y., Cosgrove, T., Pelton, R. Structure of sodium dodecyl sulfate bound to a poly (NIPAM) microgel particle. Langmuir. 13 (7), 1901-1906 (1997).
  24. Shah, R. K., Kim, J. W., Agresti, J. J., Weitz, D. A., Chu, L. Y. Fabrication of monodisperse thermosensitive microgels and gel capsules in microfluidic devices. Soft Matter. 4 (12), 2303-2309 (2008).
  25. Jack, C. R., Forbes, G., Dewanjee, M. K., Brown, M. L., Earnest, F. Polyvinyl alcohol sponge for embolotherapy: particle size and morphology. Am. J. Neuroradiol. 6 (4), 595-597 (1985).
  26. Derdeyn, C. P., Moran, C. J., Cross, D. T., Dietrich, H. H., Dacey, R. G. Polyvinyl alcohol particle size and suspension characteristics. Am. J. Neuroradiol. 16 (6), 1335-1343 (1995).
  27. Han, K., et al. Effect of flow rates on generation of monodisperse clay-poly(N-isopropylacrylamide) embolic microspheres using hydrodynamic focusing microfluidic device. Jpn. J. Appl. Phys. 50 (6), 06-12 (2011).
  28. Seo, K. D., Doh, J., Kim, D. S. One-step microfluidic synthesis of Janus microhydrogels with anisotropic thermo-responsive behavior and organophilic/hydrophilic loading capability. Langmuir. 29 (49), 15137-15141 (2013).
  29. Seo, K. D., Kim, D. S. Microfluidic synthesis of thermo-responsive poly(N-isopropylacrylamide)-poly(ethylene glycol) diacrylate microhydrogels as chemo-embolic microspheres. J. Micromech. Microeng. 24 (8), 085001(2014).
  30. Seo, K. D., Kwak, B. K., Kim, D. S., Sánchez, S. Microfluidic-assisted fabrication of flexible and location traceable organo-motor. IEEE Trans. Nanobiosci. 14 (3), 298-304 (2015).
  31. Seo, K. D., Kim, D. S., Sánchez, S. Fabrication and application of complex-shaped microparticles via microfluidics. Lab Chip. , (2015).
  32. Shah, R. K., Kim, J. W., Weitz, D. A. Janus supraparticles by induced phase separation of nanoparticles in droplets. Adv. Mater. 21 (19), 1949-1953 (2009).
  33. Lone, S., et al. Microfluidic synthesis of Janus particles by UV-directed phase separation. Chem. Commun. 47 (9), 2634-2636 (2011).
  34. Hauber, K., Drier, T., Beebe, D. PDMS bonding by means of a portable, low-cost corona system. Lab chip. 6 (12), 1548-1549 (2006).
  35. Nisisako, T., Torii, T., Takahashi, T., Takizawa, Y. Synthesis of monodisperse bicolored Janus particles with electrical anisotropy using a microfluidic co-flow system. Adv. Mater. 18 (9), 1152-1156 (2006).
  36. Seiffert, S., Romanowsky, M. B., Weitz, D. A. Janus microgels produced from functional precursor polymers. Langmuir. 26 (18), 14842-14847 (2010).
  37. Peppas, N. A., Hilt, J. Z., Khademhosseini, A., Langer, R. Hydrogels in biology and medicine: from molecular principles to bionanotechnology. Adv. Mater. 18 (11), 1345-1360 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Synteza PNIPAAmogniskowanie hydrodynamicznepolimeryzacja UVurz dzenie mikrofluidycznerozdzia fazsieciuj cy MBAAmdodawanie fotoinicjatora

Powiązane artykuły