Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Synteza mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) Janusa dla anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania organofilowego/hydrofilowego

10K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52813

⸱

27 lutego 2016

 ,  ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, Pohang University of Science and Technology (POSTECH), 2School of Interdisciplinary Bioscience and Bioengineering (I-Bio), Pohang University of Science and Technology (POSTECH)

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy protokół syntezy mikrohydrożeli Janusa składających się całkowicie z tego samego materiału bazowego, poli(N-izopropylacrylamidu) (PNIPAAm), z wyraźnie podzieloną strukturą opartą na separacji faz przesyconego roztworu monomeru NIPAAm. Zsyntetyzowane mikrohydrożele Janus wykazują unikalne właściwości, takie jak anizotropowa termoczułość i zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego.

Streszczenie

Mikrocząstki Janusa to podzielone na przedziały cząstki o różnych strukturach molekularnych i/lub funkcjonalnościach po każdej z ich dwóch stron. Ze względu na tę unikalną właściwość, mikrocząstki Janusa zostały uznane za nową klasę materiałów, przyciągając tym samym dużą uwagę z różnych dziedzin badawczych. Wszechstronność tych mikrocząstek została zilustrowana poprzez ich zastosowanie jako elementów budulcowych do samodzielnego montażu, siłowników reagujących elektrycznie, emulgatorów do malowania i kosmetyków oraz nośników do dostarczania leków. Niniejsze badanie wprowadza szczegółowy protokół, który wyraźnie opisuje syntetyczną metodę projektowania nowych mikrohydrożeli Janus składających się z pojedynczego materiału bazowego, poli(N-izopropyloakrylamidu) (PNIPAAm). Mikrokropelki janusa są najpierw generowane przez hydrodynamiczne ogniskujące urządzenie mikroprzepływowe (HFMD) oparte na oddzieleniu przesyconego wodnego roztworu monomeru NIPAAm, a następnie polimeryzowane przez wystawienie na działanie promieniowania UV. Okazało się, że powstałe mikrohydrożele Janus składają się w całości z tego samego materiału bazowego, charakteryzują się łatwą do zidentyfikowania morfologią podziału na przedziały i wykazują anizotropową termoczułość oraz zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego. Uważamy, że proponowana metoda wprowadza nowatorską platformę hydrożelową o potencjale zaawansowanej syntezy wielofunkcyjnych mikrohydrożeli Janusa.

Wprowadzenie

Hydrożele to sieć hydrofilowych łańcuchów polimerowych. 1 Rosnąca liczba badań w dziedzinie hydrożeli przyczyniła się do znacznego postępu i ujawniła ich podobieństwo do tkanek biologicznych; Właściwości hydrożeli pozwalają na pobieranie dużych ilości wody przy zachowaniu ich struktury. Hydrożele reagujące na środowisko były również szeroko badane ze względu na ich zdolność do odwracalnego pęcznienia lub kurczenia się w odpowiedzi na bodźce zewnętrzne. 2 Sugeruje się, że kilka czynników wyzwalających, w tym temperatura,3-5 pH,6,7 światło,8,9 pola elektryczne,10,11 i określone cząsteczki, takie jak glukoza,12,13, kontrolują geometryczny kształt hydrożeli. Wśród wielu dostępnych obecnie hydrożeli reagujących na środowisko, poli(N-izopropyloakrylamid) (PNIPAAm), dobrze znany hydrożel reagujący na ciepło, wykazuje skurcz objętościowy powyżej niskiej temperatury krytycznej roztworu (LCST) wynoszącej 32 °C.14 Niedawne badanie przeprowadzone przez Sasaki i wsp. 15 opisało intrygujące rozdzielanie faz ciecz-ciecz przesyconego NIPAAm, który jest monomerem PNIPAAm. Zgodnie z tym raportem, przesycony NIPAAm rozpuszczono z 10-krotnym nadmiarem molowymH2O, a wkrótce potem roztwór rozdzielił się na dwie fazy ciekłe, gdy pozostawiono do odstawienia w temperaturze powyżej 25 °C; w przeciwieństwie do tego, rozcieńczony NIPAAm został rozpuszczony jednorodnie w tych samych warunkach.

Mikrocząsteczki wykonane z hydrożeli reagujących na środowisko są fascynującymi kandydatami do zastosowania w dostarczaniu leków,16,17 katalizie,18 wykrywaniu,19,20 i fotonice. 21 Tradycyjne metody syntezy, w tym polimeryzacja emulsyjna, są stosowane do wytwarzania mikrocząstek hydrożelu o polidyspersyjności. 22,23 Jednak niektóre zastosowania wymagają mikrocząstek o wąskim rozkładzie wielkości, na przykład w celu ustabilizowania farmakokinetyki dostarczania leków. 24 Mikrocząstki zatorowe o nieregularnym kształcie lub polirozproszone agregują się proksymalnie w klastry, prowadząc do przewlekłych reakcji zapalnych w cząstkach zatorowych w leczeniu raka. Pytania z dnia 25,26

Podejście mikroprzepływowe jest w czołówce badań jako sposób wytwarzania mikrocząstek o wąskich rozkładach rozmiarów i skomplikowanych kształtach. 27-31 Korzyści z wytwarzania mikrocząstek w urządzeniu mikroprzepływowym wynikają z małej długości charakterystycznej urządzenia mikroprzepływowego, co skutkuje niską liczbą Reynoldsa. W przeciwieństwie do tradycyjnej emulgacji masowej, w której krople są formowane równolegle, mikrokropelki wytwarzane w urządzeniach mikroprzepływowych są generowane szeregowo, a następnie polimeryzowane w mikrocząstki pod wpływem promieniowania UV. Podstawową zasadą tworzenia kropel za pomocą urządzenia mikroprzepływowego jest równowaga między napięciem międzyfazowym a siłą ścinającą płynu osłonkowego działającego na płyn rdzeniowy.

Pomimo oczywistych zalet mikroprzepływowego wytwarzania kropel/cząstek, kropelki/cząstki Janusa składające się z tego samego materiału bazowego są rzadko zgłaszane, ponieważ wewnętrzna morfologia tych kropel/cząstek jest generalnie zaburzona przez dyfuzję i perturbację płynów rdzeniowych. Aby obejść to wewnętrzne ograniczenie, dwie grupy poinformowały niedawno o przygotowaniu mikrocząstek Janusa poprzez zastosowanie indukowanej ciepłem separacji faz nanocząstek koloidalnych i separacji faz skierowanej promieniowaniem UV. Pytanie grupy 32,33

W tym celu opisujemy mikroprzepływowe podejście do syntezy mikrohydrożeli Janusa w całości składających się z jednego materiału bazowego i uzyskania produktu o wyraźnie podzielonej morfologii. Nasze podejście opiera się na podstawowej koncepcji separacji fazy ciecz-ciecz przesyconego monomeru NIPAAm. Stwierdzono, że uzyskane mikrohydrożele Janus posiadają unikalne właściwości, w tym anizotropową termoczułość i zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Wykonanie formy matrycy dla mikrofluidycznego urządzenia do ogniskowania hydrodynamicznego (HFMD) za pomocą fotolitografii

  1. Zaprojektuj fotomaskę dla HFMD (Rycina 1a) przy użyciu oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD) zgodnie z protokołem producenta.
  2. Opłucz 4-calowy wafle krzemowy acetonem, alkoholem izopropylowym (IPA) i wodą dejonizowaną (DI), aby usunąć z wafla pył organiczny i nieorganiczny.
  3. Oczyść wafle krzemowy plazmą O2 przy mocy 100 W przez 5 min, aby zwiększyć siłę wiązania między waflem a SU-8.
  4. Nanieś metodą spin-coatingu 4 ml negatywowego fotorezystu, SU-8 2150, na wafle przy 3 000 rpm przez 30 s, aby uzyskać grubość 150 μm (b1 na Rycynie 1b).
  5. Umieść wafle pokryty SU-8 na płycie grzewczej na 5 min w temperaturze 65 °C, ustaw temperaturę na 95 °C, a następnie pozostaw wafle na płycie grzewczej przez 30 min w celu wstępnego wypalenia (soft bake).
  6. Umieść zaprojektowaną fotomaskę nad waflem i naświetl światłem UV (260 mJ cm-2, 26 s dla 10 mW cm-2) w urządzeniu do wyrównywania masek (b2 na Rycynie 1b).
  7. Przeprowadź wypalanie po naświetlaniu na płycie grzewczej (65 °C przez 5 min, a następnie 95 °C przez 12 min).
  8. Wywołaj wafle poprzez zanurzenie w kąpieli z wywoływaczem SU-8 na 10 min, a następnie przenieś go do świeżego wywoływacza na 5 s, aby uzyskać czystą powierzchnię.
  9. Opłucz wafle przez 20 s wodą DI i osusz go przez 10 s gazem N2 (b3 na Rycynie 1b). Wykonany wafle wykorzystaj jako formę matkę do odlewania polidimetylosiloksanu (PDMS) w Sekcji 2.

2. Wytwarzanie HFMD metodą odlewania z PDMS

  1. Użyć wzorowanego wafla uzyskanego w sekcji 1 jako formy matki do odlewania PDMS.
  2. Homogenicznie zmieszać prepolimer PDMS z utwardzaczem w stosunku masowym 10:1; na przykład użyć 1 g utwardzacza na 10 g prepolimeru PDMS.
  3. Wlać prepolimer PDMS do formy matki i odgazować go przez 1 hr w komorze próżniowej (b4 na Rysunku 1b).
  4. Umieścić formę matkę z prepolimerem PDMS w piecu w temperaturze 65 °C na 3 hr.
  5. Wyciąć utwardzony PDMS do rozmiaru pojedynczego chipa za pomocą ostrego skalpela. Ostrożnie odkleić ręcznie utwardzoną replikę PDMS od formy matki.
  6. Powtórzyć kroki od 2.2 do 2.5, aby uzyskać identyczną replikę PDMS.
  7. Wykonać otwory wlotowe i wylotowe w jednej z replik za pomocą dziurkacza o średnicy nieco mniejszej niż średnica zewnętrzna rurek łączących.
  8. Poddać obszar wiązania każdej repliki obróbce plazmą powietrzną za pomocą urządzenia do wyładowań koronowych.34
    Ostrzeżenie: Urządzenia do wyładowań koronowych należy używać w miejscu z dobrą wentylacją, aby uniknąć gromadzenia się ozonu.
  9. Nanieść 5 μl metanolu na obszary poddane obróbce plazmą powietrzną. Precyzyjnie dopasować dwie identyczne repliki PDMS, aby ręcznie wykonać HFMD, a następnie sprawdzić wyrównanie pod mikroskopem (b5 na Rysunku 1b).
    Uwaga: Repliki PDMS po obróbce plazmą powietrzną są dość lepkie i trudne w manipulacji. Dlatego do powierzchni poddanej obróbce plazmą powietrzną dodaje się 5 μl metanolu, który pełni funkcję lubrykantu.
  10. Umieścić HFMD w piecu ustawionym na 65 °C na całą noc, aby wzmocnić wiązanie między dwiema replikami PDMS (b6 na Rysunku 1b). Połączyć dwie identyczne repliki PDMS, aby zwiększyć wysokość mikrokanału HFMD i uniknąć zapychania się mikrokropel w kanale mikroprzepływowym podczas pracy.

Schemat wytwarzania mikrokanałów metodą fotolitografii, tworzenie formy z PDMS, naświetlanie UV, wafelek krzemowy.
Rycina 1: Przegląd procedury wytwarzania HFMD. (a) Parametry projektowe fotomaski dla HFMD. (b) Ilustracja procedury wytwarzania HFMD. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Przygotowanie faz bogatej w NIPAAm (N-rich) i ubogiej w NIPAAm (N-poor) poprzez rozdział faz przesyconego NIPAAm

  1. Rozpuścić monomer NIPAAm w wodzie DI w stosunku masowym 1:1, używając mieszadła wortex; na przykład rozpuścić 10 g NIPAAm w 10 ml wody DI (pierwszy obrazek na Rysunku 2a).
    Uwaga: Po całkowitym rozpuszczeniu monomeru NIPAAm w temperaturze pokojowej roztwór staje się mętny (drugi obrazek na Rysunku 2a). Zjawisko to jest pierwszą oznaką, że rozdzielenie faz indukowane rozpuszczalnością przesyconego monomeru NIPAAm przebiegło pomyślnie.
  2. Pozostawić roztwór monomeru w pozycji pionowej w temperaturze pokojowej na co najmniej 15 min. Faza górna to faza bogata w N, a gęstsza faza dolna to faza uboga w N (trzeci obrazek na Rysunku 2a). Gęstości fazy bogatej w N i ubogiej w N wynoszą odpowiednio 0.93 ± 0.01 oraz 0.99 ± 0.01 g cm-3.15
  3. Gdy granica rozdzielająca obie fazy stanie się wyraźna, ostrożnie pobrać za pomocą pipety 2 ml roztworu monomeru z fazy bogatej w N oraz z fazy ubogiej w N, nie zakłócając tej granicy.
  4. Do pobranych roztworów monomeru bogatego w N i ubogiego w N dodać 4 mg N,N'-metylenobisakryloamidu (MBAAm) jako sieciujący oraz 4 mg 4-(2-hydroksyetoksy)fenylo-(2-hydroksy-2-propylo)ketonu jako fotoinicjatora, aby przygotować ciecze rdzeniowe 1 i 2 dla próbki o niskim stężeniu sieciującego (2 mg ml-1) (b1 i b2 na Rysunku 2b).
  5. Powtórzyć poprzedni krok 3.3 i dodać 80 mg MBAAm oraz 4 mg 4-(2-hydroksyetoksy)fenylo-(2-hydroksy-2-propylo)ketonu do każdego z pobranych roztworów monomeru bogatego w N i ubogiego w N, aby przygotować ciecze rdzeniowe 1 i 2 dla próbki o wysokim stężeniu sieciującego (40 mg ml-1) (b3 i b4 na Rysunku 2b).
  6. Rozpuścić 10% wag. surfaktantu olejowego w oleju mineralnym, aby przygotować ciecz osłonową (b5 na Rysunku 2b).

Diagram fazowego rozdzielania NIPAAm w systemie mikrofluidycznym; zmienność stężenia sieciowania.
Rycina 2: Przygotowanie materiałów do syntezy mikrohydrożeli Janus.** (a) Przygotowanie roztworów monomerów bogatych w azot (N-rich) i ubogich w azot (N-poor) poprzez rozdzielenie fazowe nasyconego NIPAAm. (b) Szczegóły dotyczące materiałów i układu eksperymentalnego wykorzystanego w protokole. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

4. Synteza mikrohydrożeli Janus przy użyciu HFMD

  1. Napełnij trzy oddzielne strzykawki o pojemności 3 ml odpowiednio 2 ml płynów rdzeniowych 1 i 2 (b1, b2 lub b3, b4 na Ryc. 2b) oraz płynem osłonowym (b5 na Ryc. 2b).
  2. Zamontuj strzykawki w pompach strzykawkowych i połącz każdą strzykawkę z odpowiednim wlotem płynu w HFMD za pomocą przewodów (Ryc. (b). Użyj przewodów, aby połączyć wylot płynu z HFMD ze zbiornikiem odbiorczym.
  3. Ustaw pompy strzykawkowe i podawaj płyny rdzeniowe 1 i 2 oraz płyn osłonowy z prędkościami przepływu odpowiednio 2, 2 i 10 μl min-1.
  4. (Opcjonalnie) Dostrój prędkość przepływu płynów rdzeniowych 1 i 2, aby dostosować względne stosunki objętości każdej strony mikrokropli Janus.
  5. Ustaw źródło światła UV prostopadle w odległości około 1 cm od zbiornika odbiorczego. Włącz źródło światła UV i wizualnie monitoruj ciągłą produkcję mikrohydrożeli Janus.
    Uwaga: Podczas monitorowania produkcji mikrohydrożeli należy używać okularów ochronnych przed promieniowaniem UV.
  6. Zbierz wytworzone mikrohydrożele Janus do probówki stożkowej i przemyj je IPA. Następnie odwiruj probówkę stożkową (780 g przez 5 min), aby osadzić mikrohydrożele.
  7. Powtórz krok 4.6 kilka razy, aby całkowicie usunąć olej mineralny otaczający mikrohydrożele Janus.
  8. Powtórz krok 4.6, ale zamiast IPA użyj wody DI z surfaktantem wodnym o stężeniu 0,005% (v/v), aby usunąć pozostałości IPA wokół mikrohydrożeli Janus.
  9. Przechowuj całkowicie wypłukane mikrohydrożele Janus w fiolce o pojemności 10 ml zawierającej wodę DI.

5. Analiza anizotropowej termoodpowiedzi mikrohydrożeli Janus

  1. Za pomocą pipety przenieś mikrogele Janus zsyntetyzowane w sekcji 4 do płytki 24-dołkowej. Odczekaj 15 sec, aż mikrogele opadną i utworzą monowarstwę na dnie dołka.
  2. Wykonaj obraz mikrogelu Janus w temperaturze 24 °C, korzystając z pionowego mikroskopu optycznego z obiektywem 5X.
  3. Umieść moduł termoelektryczny pod płytką z dołkami i reguluj napięcie tego modułu, aby zwiększyć temperaturę roztworu zawierającego mikrogele Janus do 32 °C.
  4. Ponownie wykonaj obraz mikrogelu Janus w temperaturze 32 °C, korzystając z pionowego mikroskopu optycznego z obiektywem 5X.
  5. Powtórz kroki 5.2-5.4 24 razy, pamiętając o wyborze innego mikrogelu Janus do analizy statystycznej.
  6. Na podstawie 25 obrazów różnych mikrogeli Janus w temperaturach 24 i 32 °C, zmierz promień części bogatej w PN oraz części ubogiej w PN mikrogeli Janus, używając oprogramowania do analizy obrazu zgodnie z instrukcjami producenta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rycina 3a przedstawia schemat układu eksperymentalnego wykorzystanego do syntezy mikrohydrożeli Janusowych poprzez HFMD. Fazy bogate w N oraz ubogie w N zostały precyzyjnie wstrzyknięte do HFMD jako płyny rdzeniowe 1 i 2, a następnie połączone i rozbite na mikrokrople Janusowe w otworze przez płyn osłonowy w postaci oleju mineralnego na skutek niestabilności kapilarnej Rayleigha. W konsekwencji pomyślnie wygenerowano mikrokrople Janusowe składające się z faz boga...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Do syntezy mikrohydrożeli Janusa stosuje się na ogół dwa niemieszające się ze sobą materiały bazowe. Do niedawna rzadko zgłaszano mikrohydrożele Janus składające się z tego samego materiału bazowego, a opisywane mikrohydrożele Janus nie miały wyraźnej morfologii wewnętrznej ze względu na zakłócenia spowodowane mieszalnością materiałów składowych. 35, 36 W tym protokole demonstrujemy metodę syntezy mikrohydrożeli Janusa składających się w całości z pojedynczego materiału bazowego, PNIPAAm, o wyraźnie podzielone...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez grant Narodowej Fundacji Badawczej Korei (NRF) finansowany przez rząd Korei (MSIP (nr 2014R1A2A1A01006527 i 2011-0030075).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wafel silikonowyLG Siltron4 ", Wafel klasy testowejdo produkcji form mistrzowskich
AcetonSamchun Pure ChemicalA0097Czyszczenie wafla silikonowego
Alkohol izopropylowy (IPA)Daejung Chemicals & Metale5035-4404Czyszczenie wafla silikonowego
System oczyszczania wodyMerck MilliporeEMD Millipore RIOs Essential 5Przygotowanie  Maszyna
plazmowa O2Femto ScienceVITA-ACzyszczenie wafla krzemowa
SU-8 2150 fotorezystor ujemnyMicroChemY111077 0500L1GLPhotoresist do produkcji form mistrzowskich
Płyta grzejnaMisung ScientificHP330D, HP150DPieczenie SU-8
SU-8 deweloperMicrochemY020100 4000L1PE
systemu wyrównywania maski SU-8 do fotolitograpiiShinu Mst Co.CA-6MFotolitografia
Sylgard 184 zestaw elastomerów silikonowychDow Corning1064891PDMS odlew
Laboratorium Corona TreaterElectro-technic Products Inc.Obróbka plazmą powietrznąmodel BD-20AC
N-izopropylokryloamid (NIPAAm)Sigma-Aldrich415324-50GMonomer
N,N'-metylenobisakryloamid (MBAAm)Sigma-Aldrich146072-100GŚrodek sieciujący NIPAAm
4-(2-hydroksyetoksy)fenylo-(2-hydroksy-2-propylo)keton, Irgacure 2959BASF55047962Fotoinicjator NIPAAm
ABIL EM 90Evonik Branże201109Sufaktant do oleju
Mieszalnik wirowyScientific Industries Inc.Vortex-Genie 2
Mieszanie Rurki TygonSaint-GobainID 1/32", O.D. 3/32", Wall 1/32"Rurka łącząca między strzykawkami a źródłem światła UV HFMD
HamamatsuPunktowe źródło światła LC8Polimeryzacja z NIPAAm do PNIPAAm
Strzykawki, NORM-JECT (3 ml)Henke-Sass Wolf GmbH22767Ładowanie materiałów
Pompa strzykawkowaKD NaukowyKDS model 200Perfuzja materiałów
Tegitol Typ NP-10Sigma-AldrichNP10-500MLSurfaktant do wody
Olej czerwony OSigma-AldrichO0625-25GBarwnik do fazy bogatej
N Olej Niebieski NSigma-Aldrich391557-5GBarwnik do fazy bogatej w
N Żółty barwnik spożywczyEdentown F& BNABarwnik do fazy ubogiej w
N Zielony barwnik spożywczyEdentown F& BNABarwnik do fazy ubogiej
N ZasilaczAgilentE3649AŹródło zasilania dla modułu termoelektrycznego
Moduł termoelektrycznyPeltierFALC1-12710T125Kontrola temperatury
WirówkaLabogene1248RMikrohydrożele osadzające Płytka
24-dołkowaSPL Nauki Przyrodnicze32024Zbiornik do obserwacji
Mikroskop optycznyNikonECLIPSE 80iObserwacja optyczna
Oprogramowanie do analizy obrazuIMT i-Solution Inc.iSolutions DTPomiar promienia
Opracowanie PDMS  w

Bibliografia

  1. Hoffman, A. S. Hydrogels for biomedical applications. Adv. Drug Delivery Rev. 54 (1), 3-12 (2002).
  2. Qiu, Y., Park, K. Environment-sensitive hydrogels for drug delivery. Adv. Drug Delivery Rev. 53 (3), 321-339 (2001).
  3. Hirokawa, Y., Tanaka, T. Volume phase transition in a nonionic gel. J. Chem. Phys. 81 (12), 6379-6380 (1984).
  4. Bae, Y. H., Okano, T., Hsu, R., Kim, S. W. Thermo-sensitive polymers as on-off switches for drug release. Macromol. Rapid Commun. 8 (10), 481-485 (1987).
  5. Yoshida, R., et al. Comb-type grafted hydrogels with rapid deswelling response to temperature changes. Nature. 374 (6519), 240-242 (1995).
  6. Tanaka, T. Collapse of gels and the critical endpoint. Phys. Rev. Lett. 40 (12), 820-823 (1978).
  7. Tanaka, T., et al. Phase transitions in ionic gels. Phys. Rev. Lett. 45 (20), 1636-1639 (1980).
  8. Zhao, Y. L., Stoddart, J. F. Azobenzene-based light-responsive hydrogel system. Langmuir. 25 (15), 8442-8446 (2009).
  9. Alvarez-Lorenzo, C., Bromberg, L., Concheiro, A. Light-sensitive intelligent drug delivery systems. Photochem. Photobiol. 85 (4), 848-860 (2009).
  10. Tanaka, T., Nishio, I., Sun, S. T., Ueno-Nishio, S. Collapse of gels in an electric field. Science. 218 (4571), 467-469 (1982).
  11. Kwon, I. C., Bae, Y. H., Kim, S. W. Electrically credible polymer gel for controlled release of drugs. Nature. 354 (6351), 291-293 (1991).
  12. Obaidat, A. A., Park, K. Characterization of protein release through glucose-sensitive hydrogel membranes. Biomaterials. 18 (11), 801-806 (1997).
  13. Kataoka, K., Miyazaki, H., Bunya, M., Okano, T., Sakurai, Y. Totally synthetic polymer gels responding to external glucose concentration: their preparation and application to on-off regulation of insulin release. J. Am. Chem. Soc. 120 (48), 12694-12695 (1998).
  14. Heskins, M., Guillet, J. E. Solution properties of poly(N-isopropylacrylamide). J. Macromol. Sci. Part A Pure Appl. Chem. 2 (8), 1441-1455 (1968).
  15. Sasaki, S., Okabe, S., Miyahara, Y. Thermodynamic properties of N-isopropylacrylamide in water: solubility transition, phase separation of supersaturated solution, and glass formation. J. Phys. Chem. B. 114 (46), 14995-15002 (2010).
  16. Bromberg, L., Alakhov, V. Effects of polyether-modified poly(acrylic acid) microgels on doxorubicin transport in human intestinal epithelial Caco-2 cell layers. J. Controlled Release. 88 (1), 11-22 (2003).
  17. Coughlan, D. C., Quilty, F. P., Corrigan, O. I. Effect of drug physicochemical properties on swelling/deswelling kinetics and pulsatile drug release from thermoresponsive poly(N-isopropylacrylamide) hydrogels. J. Controll. Release. 98 (1), 97-114 (2004).
  18. Bergbreiter, D. E., Case, B. L., Liu, Y. S., Caraway, J. W. Poly(N-isopropylacrylamide) soluble polymer supports in catalysis and synthesis. Macromolecules. 31 (18), 6053-6062 (1998).
  19. Lapeyre, V., Gosse, I., Chevreux, S., Ravaine, V. Monodispersed glucose-responsive microgels operating at physiological salinity. Biomacromolecules. 7 (12), 3356-3363 (2006).
  20. Hoare, T., Pelton, R. Engineering glucose swelling responses in poly(N-isopropylacrylamide)-based microgels. Macromolecules. 40 (3), 670-678 (2007).
  21. Xu, S., Zhang, J., Paquet, C., Lin, Y., Kumacheva, E. From hybrid microgels to photonic crystals. Adv. Funct. Mater. 13 (6), 468-472 (2003).
  22. Clarke, J., Vincent, B. Stability of non-aqueous microgel dispersions in the presence of free polymer. J. Chem. Soc., Faraday Trans. 1. 77 (8), 1831-1843 (1981).
  23. Mears, S. J., Deng, Y., Cosgrove, T., Pelton, R. Structure of sodium dodecyl sulfate bound to a poly (NIPAM) microgel particle. Langmuir. 13 (7), 1901-1906 (1997).
  24. Shah, R. K., Kim, J. W., Agresti, J. J., Weitz, D. A., Chu, L. Y. Fabrication of monodisperse thermosensitive microgels and gel capsules in microfluidic devices. Soft Matter. 4 (12), 2303-2309 (2008).
  25. Jack, C. R., Forbes, G., Dewanjee, M. K., Brown, M. L., Earnest, F. Polyvinyl alcohol sponge for embolotherapy: particle size and morphology. Am. J. Neuroradiol. 6 (4), 595-597 (1985).
  26. Derdeyn, C. P., Moran, C. J., Cross, D. T., Dietrich, H. H., Dacey, R. G. Polyvinyl alcohol particle size and suspension characteristics. Am. J. Neuroradiol. 16 (6), 1335-1343 (1995).
  27. Han, K., et al. Effect of flow rates on generation of monodisperse clay-poly(N-isopropylacrylamide) embolic microspheres using hydrodynamic focusing microfluidic device. Jpn. J. Appl. Phys. 50 (6), 06-12 (2011).
  28. Seo, K. D., Doh, J., Kim, D. S. One-step microfluidic synthesis of Janus microhydrogels with anisotropic thermo-responsive behavior and organophilic/hydrophilic loading capability. Langmuir. 29 (49), 15137-15141 (2013).
  29. Seo, K. D., Kim, D. S. Microfluidic synthesis of thermo-responsive poly(N-isopropylacrylamide)-poly(ethylene glycol) diacrylate microhydrogels as chemo-embolic microspheres. J. Micromech. Microeng. 24 (8), 085001(2014).
  30. Seo, K. D., Kwak, B. K., Kim, D. S., Sánchez, S. Microfluidic-assisted fabrication of flexible and location traceable organo-motor. IEEE Trans. Nanobiosci. 14 (3), 298-304 (2015).
  31. Seo, K. D., Kim, D. S., Sánchez, S. Fabrication and application of complex-shaped microparticles via microfluidics. Lab Chip. , (2015).
  32. Shah, R. K., Kim, J. W., Weitz, D. A. Janus supraparticles by induced phase separation of nanoparticles in droplets. Adv. Mater. 21 (19), 1949-1953 (2009).
  33. Lone, S., et al. Microfluidic synthesis of Janus particles by UV-directed phase separation. Chem. Commun. 47 (9), 2634-2636 (2011).
  34. Hauber, K., Drier, T., Beebe, D. PDMS bonding by means of a portable, low-cost corona system. Lab chip. 6 (12), 1548-1549 (2006).
  35. Nisisako, T., Torii, T., Takahashi, T., Takizawa, Y. Synthesis of monodisperse bicolored Janus particles with electrical anisotropy using a microfluidic co-flow system. Adv. Mater. 18 (9), 1152-1156 (2006).
  36. Seiffert, S., Romanowsky, M. B., Weitz, D. A. Janus microgels produced from functional precursor polymers. Langmuir. 26 (18), 14842-14847 (2010).
  37. Peppas, N. A., Hilt, J. Z., Khademhosseini, A., Langer, R. Hydrogels in biology and medicine: from molecular principles to bionanotechnology. Adv. Mater. 18 (11), 1345-1360 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Synteza PNIPAAmogniskowanie hydrodynamicznepolimeryzacja UVurządzenie mikrofluidycznerozdział fazsieciujący MBAAmdodawanie fotoinicjatora
Synteza mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) Janusa dla anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania organofilowego/hydrofilowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.