Artykuł metodologiczny

Normothermiczna perfuzja nerek ex vivo w celu zachowania przeszczepów nerek przed przeszczepem

21.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52909

⸱

15 lipca 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery, Toronto General Hospital, 2Division of Nephrology, The Hospital for Sick Children, Toronto, 3Department of General, Visceral & Transplant Surgery, University Medical Center Mainz, 4Department of Abdominal, Vascular & Transplant Surgery, Merheim Medical Center Cologne, 5Laboratory Medicine & Pathobiology, Toronto General Hospital, 6Departments of Surgery (Urology) & Physiology, The Hospital for Sick Children, Toronto, 7Developmental & Stem Cell Biology, The Hospital for Sick Children, Toronto

W tym artykule

Podsumowanie

Poważny niedobór organów spowodował zwiększone wykorzystanie brzeżnych przeszczepów nerek do przeszczepów. Wywołało to zainteresowanie alternatywnymi metodami przechowywania, ponieważ szczególnie przeszczepy brzeżne słabo tolerują przechowywanie w niskiej temperaturze. Technika normotermicznej perfuzji nerek ex vivo (NEVKP) stanowi nowatorską metodę konserwacji przeszczepów nerek przed przeszczepem.

Streszczenie

Przeszczep nerki stał się dobrze znaną opcją leczenia dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek. Poważnym problemem pozostaje utrzymujący się niedobór narządów. W związku z tym kryteria akceptacji dawców narządów zostały rozszerzone, co doprowadziło do stosowania brzeżnych przeszczepów nerek. Te narządy brzeżne słabo tolerują przechowywanie w niskiej temperaturze, co skutkuje zwiększonymi uszkodzeniami konserwatorskimi i wyższymi wskaźnikami opóźnionej funkcji przeszczepu. Aby przezwyciężyć ograniczenia związane z przechowywaniem w chłodniach, szeroko zakrojone badania koncentrują się na alternatywnych metodach konserwacji normotermicznej.

Perfuzja organów normotermicznych ex vivo jest innowacyjną techniką konserwacji. Pierwsze badania eksperymentalne i kliniczne ex vivo dotyczące perfuzji płuc, wątroby i nerek wykazały korzystne wyniki.

Oprócz zmniejszenia uszkodzeń niedokrwiennych spowodowanych zimnem, metoda normotermicznego przechowywania nerek oferuje możliwość oceny i naprawy narządów. Manuskrypt ten zawiera informacje na temat pobierania nerek, technik konserwacji narządów oraz izolowanej normotermicznej perfuzji nerek ex vivo (NEVKP) w modelu świniowym. Demonstrowane są techniki chirurgiczne, konfiguracja roztworu perfuzyjnego i obwodu, potencjalne opcje oceny i reprezentatywne wyniki.

Wprowadzenie

Nerki są najczęściej przeszczepianymi organami stałymi. W przypadku pacjentów cierpiących na schyłkową niewydolność nerek przeszczepienie nerki zapewnia lepszą oczekiwaną długość życia i lepszą jakość życia w porównaniu z dializami1-4. Utrzymujący się niedobór narządów stanowi poważny problem w dziedzinie medycyny transplantacyjnej (Tabela 1) 5.

r. TGL osób
Stany Zjednoczone*Region Eurotransplantacji**
Pacjenci znajdujący się na liście oczekujących na przeszczep nerki101 563 (luty 2015)10 689 (grudzień 2014)
Nerki od zmarłych dawców przeszczepione w 201410 6503 119
Mediana czasu oczekiwania na przeszczep nerki od zmarłego dawcy (w latach)Do 5 lat*Do 4 lat**

Tabela 1. Niedobór przeszczepów nerek w USA i regionie eurotransplantacji.

Czas oczekiwania negatywnie wpływa na wynik przeszczepu nerki, z gorszym wynikiem dla pacjentów poddawanych długotrwałej dializie6. Wywołało to zainteresowanie brzeżnymi przeszczepami nerek jako dodatkowym źródłem dawców, takich jak nerki od starszych dawców, dawcy z wieloma chorobami współistniejącymi (dawcy o rozszerzonych kryteriach (ECD) oraz nerki oddawane po śmierci sercowej (DCD). Nerki od dawców brzeżnych, które w przeszłości uległyby pogorszeniu, są obecnie brane pod uwagę do przeszczepienia7.

Główną przeszkodą dla stosowania brzeżnych przeszczepów nerek jest technika konserwacji polegająca na przechowywaniu w niskiej temperaturze beztlenowej. Obecnie przeszczepy nerek są przechowywane statycznie na lodzie lub perfundowane w temperaturze 4 °C bez tlenu. Technika zachowania zimnego beztlenu wiąże się z trwającym uszkodzeniem przeszczepu podczas konserwacji nerki i nie pozwala na ocenę przeszczepu z powodu braku metabolizmu i produkcji moczu. W szczególności brzeżne przeszczepy nerek słabo znoszą przechowywanie w niskiej temperaturze, co skutkuje znacznym uszkodzeniem nerek i wysokimi wskaźnikami opóźnionej funkcji przeszczepu (DGF) 8,9. DGF jest czynnikiem prognostycznym słabej długotrwałej funkcji przeszczepu.

Pozaustrojowa perfuzja nerek stanowi alternatywną metodę zachowania, oceny i naprawy narządów. W modelu świńskim przedstawiono korzystne wyniki dla nerek ulegających perfuzji ex vivo w warunkach normotermicznych10,11. Pierwsze badanie kliniczne przeprowadzone w 2013 r. wykazało niższy wskaźnik opóźnionej funkcji przeszczepu, gdy nerki pobrane od dawców o rozszerzonych kryteriach były perfundowane przez 1 godzinę bezpośrednio przed przeszczepem12.

Ten artykuł przedstawia model normotermicznej perfuzji nerek ex vivo (NEVKP). Celem pracy jest skrócenie do minimum stosowanego czasu zimnego niedokrwienia oraz wydłużenie okresu NEVKP. NEVKP to alternatywna metoda konserwacji, która ma na celu zmniejszenie szkód, które mogą być spowodowane przez techniki przechowywania w chłodni.

Protokół

Uwaga: Schematyczny przegląd protokołu badania przedstawiono na Rysunku 1.

Schemat procesu przedstawiający system NEVKP z etapami SCS i KTx.

Rycina 1. Protokół badania.Niniejszy protokół badania normotermicznej perfuzji nerek ex vivo oparto na modelu świńskim. Po chirurgicznym wycięciu naczyń przeszczepu nerki i przemyciu 500 ml roztworu histydyna-tryptofan-ketoglutaran (HTK), przeszczep można pobrać. Po 3-godzinnym przechowywaniu w zimnie (SCS), przeszczep nerki jest poddawany normotermicznej perfuzji ex vivo (NEVKP) przez wiele godzin aż do wyznaczonego czasu transplantacji.

Wszystkie zwierzęta były traktowane zgodnie z zasadami humanitarnej opieki, zgodnie z „Principles of Laboratory Animal Care” opracowanymi przez National Society for Medical Research oraz „Guide for the Care of Laboratory Animals” opublikowanym przez National Institutes of Health, Ontario, Kanada. Wszystkie badania zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Toronto General Research Institute.

1. Zwierzęta

  1. W niniejszym protokole należy wykorzystać samce świń rasy Yorkshire (27 - 33 kg).

2. Pobieranie organu

  1. Procedura przedoperacyjna
    1. Utrzymać samce świń rasy Yorkshire w placówce badawczej przez co najmniej jeden tydzień, aby zredukować poziom stresu. Świnie należy głodzić przez minimum 6 h przed indukcją znieczulenia.
    2. Rozpocząć znieczulanie świni poprzez domięśniowy zastrzyk z ketaminy (25 mg/kg), atropiny (0,04 mg/kg) i midazolamu (0,15 mg/kg). Następnie przetransportować zwierzę z pomieszczenia chlewni na salę operacyjną (OR).
    3. Ułożyć świnię w pozycji na plecach na stole operacyjnym. Pozostawić zwierzę na spontanicznym oddychaniu 2 L tlenu z 5% izofluranem. Po rozluźnieniu, odsłonić struny głosowe za pomocą laryngoskopu i spryskać je 2% lidokainą, aby zapobiec skurczowi wywołanemu intubacją. Po intubacji rurką 6,5 mm, napompować mankiet 3 - 5 ml powietrza.
      Uwaga: Kapnometria potwierdza prawidłowe ułożenie rurki intubacyjnej.
    4. Obniżyć stężenie gazu izofluranu do 2,5%. Ustawić respirator na 14 - 16 oddechów/min, a objętość oddechową na 10 - 15 ml/kg masy ciała. Ściśle monitorować świnię. Częstość akcji serca oraz saturację tlenową rejestrować za pomocą pulsoksymetrii.
    5. W warunkach sterylnych wprowadzić cewnik 8,5 Fr. x 10 cm do żyły szyjnej techniką Seldingera13. W tym celu użyć igły do nakłucia naczynia żylnego. Po wprowadzeniu prowadnika, zastąpić igłę cewnikiem. Usunąć prowadnik i przymocować cewnik do skóry. Podać 200 ml roztworu mleczanu Ringera na godzinę przez cały czas trwania operacji.
  2. Procedura chirurgiczna
    1. Po dezynfekcji i obłożeniu pola operacyjnego, wykonać cięcie w linii środkowej od wyrostka mieczowatego do spojenia łonowego. Aby poprawić ekspozycję, rozszerzyć dostęp chirurgiczny poprzez cięcie boczne lewe. Przykryć jelita grube i cienkie ręcznikiem i przesunąć je na lewą stronę, aby uzyskać optymalny dostęp do prawej nerki.
    2. Oddzielić żyłę główną dolną (IVC) od aorty brzusznej. Podwiązać odgałęzienia aorty z tylnej części aorty.
    3. Po całkowitej preparacji aorty do tyłu, założyć ligaturę wokół aorty kranialnie względem odgałęzień nerkowych. Dodatkowo założyć dwie ligatury kranialnie od bifurkacji tętnic biodrowych. Założyć wiązanie wokół lewej tętnicy nerkowej.
    4. Uwolnić prawą nerkę z przyległych tkanek. Przeprowadzić preparację żyły nerkowej, tętnicy i moczowodu.
    5. Otworzyć przeponę i podać 1 000 IU heparyny na kg masy ciała dawcy bezpośrednio do serca. W modelu DCD, wstrzyknąć 40 mval KCl wewnątrzsercowo 3 min po systemowej heparynizacji, aby wywołać zatrzymanie akcji serca. Zatrzymanie akcji serca uznaje się za punkt początkowy niedokrwienia ciepłego.
    6. W tym samym czasie, w celu pobrania krwi, podłączyć linie worków CPDA (cytrynian, fosforan, dekstroza, adenozyna) do cewnika wprowadzonego do lewej górnej żyły szyjnej. Wykonać wirowanie niskoprędkościowe (1 500 ×g bez hamowania). Usunąć osocze i warstwę leukocytarną w warunkach sterylnych (komora z laminarnym przepływem powietrza klasy II) i przechowywać erytrocyty do transfuzji.
    7. Kaniulować aortę linią do płukania organów powyżej bifurkacji biodrowej. Zawiązać ligatury na aorcie i lewej tętnicy nerkowej.
    8. Przepłukać nerkę roztworem histydyna-tryptofan-ketoglutaran (HTK) pod ciśnieniem 100 cm H2O. Zakleszczyć żyłę główną w klatce piersiowej i zebrać krew przez cewnik szyjny. Przeciąć żyłę główną brzuszną poniżej żyły nerkowej, aby zapewnić optymalne płukanie nerki.
    9. Po całkowitym wypłukaniu prawej nerki, pobrać przeszczep wraz z segmentem aorty. Przeciąć żyłę nerkową i pozostawić długi moczowód.
  3. Przygotowanie przeszczepu nerki na stole operacyjnym do perfuzji
    1. Uwolnić nerkę z przyległych tkanek. Zamknąć część kranialną aorty wiązaniem i zakaniulować część dolną reduktorem 1/4” x 3/8”. Podwiązać mniejsze odgałęzienia tętnicze odchodzące z aorty.
    2. Zakaniulować bezpośrednio żyłę nerkową reduktorem 1/4” x 3/8”. Intubować moczowód zgłębnikiem do żywienia 8 Fr.
    3. Umieścić nerkę w lodzie do czasu rozpoczęcia NEVKP.

3. Normotermiczna perfuzja nerek ex vivo (NEVKP)

  1. Przygotowanie układu perfuzyjnego
    Układ perfuzyjny składa się z noworodkowego sprzętu do krążenia pozaustrojowego (Rysunek 2).
    Schemat perfuzji ex-vivo; strzykawka, pompy infuzyjne, komora organowa; przepływ krążenia, proces natleniania.
    Rysunek 2. Schematyczny rysunek układu perfuzyjnego. Układ opiera się na technologii noworodkowego krążenia pozaustrojowego. Roztwór perfuzyjny jest zbierany w zbiorniku żylnym. Pompa odśrodkowa tłoczy roztwór do oksygenatora, gdzie jest on nasycany tlenem i ogrzewany do 37 °C. Po przejściu przez tętniczy filtr pęcherzykowy, perfuzat jest tłoczony pod ciśnieniem 60 – 80 mmHg przez tętnicę nerkową do nerki. Odpływ żylny (0 - 3 mmHg) prowadzi perfuzat z powrotem do zbiornika żylnego. Pompy strzykawkowe i infuzyjne zapewniają dopływ dodatkowych substancji. Mocz jest zbierany przez cały czas trwania perfuzji. Parametry układu perfuzyjnego są rejestrowane w sposób ciągły. Co godzinę analizowane są próbki gazometrii krwi żylnej i tętniczej oraz markery uszkodzenia nerek.

    1. Podłącz wykonany na zamówienie układ perfuzyjny do urządzenia do perfuzji nerek.
    2. Podłącz przewody do zbiornika żylnego i oksygenatora. Podłącz przewód linii tętniczej do odpływu tętniczego oksygenatora i umieść filtr pęcherzykowy w jego uchwycie. Podłącz linię odpowietrzającą. Podłącz przewód linii żylnej do wlotu zbiornika żylnego.
    3. W celu monitorowania parametrów podczas perfuzji, wetknij sondę temperatury do wylotu tętniczego, podłącz przepływomierz oraz czujnik pęcherzyków do przewodu linii tętniczej i podłącz linie ciśnieniowe. Podłącz czujnik poziomu.
    4. Podłącz linie do pobierania próbek żylnych i tętniczych do odpowiednich portów pobierania.
    5. Umieść komorę organową na statywie i wprowadź przewody żylne i tętnicze przez przygotowane otwory. Mocno przymocuj przewody do stołu i komory.
    6. Włóż przewód ssący do pompy perystaltycznej i umieść jeden jego koniec w komorze w celu zbierania płynów.
    7. Podłącz przewód tlenowy do zbiornika z gazem zawierającym 95% O2 / 5% CO2 oraz do oksygenatora. Podłącz przewody jednostki grzewczej do oksygenatora i komory organowej.
    8. Użyj zacisków do przewodów, aby zamknąć linie odpływu żylnego i tętniczego. Załóż kolejny zacisk na odpływ ze zbiornika żylnego.
  2. Przygotowanie roztworu perfuzyjnego, dodatków i torowanie układu
    1. Użyj jednej pompy infuzyjnej, aby zastępować wydalany mocz roztworem Ringer-laktytowym.
    2. Użyj jednej pompy strzykawkowej do podawania substancji odżywczych (glukoza 0,5 ml/godz, aminokwasy 0,5 ml/godz) i insuliny (5 IU/godz) do zbiornika żylnego. Wykorzystaj drugą pompę strzykawkową do infuzji leku rozszerzającego naczynia (werapamil, 0,25 mg/godz) bezpośrednio do linii tętniczej.
    3. Napełnij zbiornik żylny roztworem perfuzyjnym. W tym celu wlej do zbiornika żylnego Ringer-laktyt (175 ml), roztwór STEEN (200 ml), dRO (27 ml), heparynę (1 000 IU), wodorowęglan sodu w celu regulacji pH oraz glukonian wapnia. Na koniec dodaj przemyte erytrocyty (125 ml).
    4. Włącz maszynę do krążenia pozaustrojowego (HLM). Aktywuj panele czujników ciśnienia, temperatury, poziomu i pęcherzyków. Uruchom system zarządzania danymi (DMS), aby rejestrować dane przez cały czas trwania perfuzji. Włącz jednostkę grzewczą, aby ogrzać roztwór perfuzyjny i komorę organową do 37 °C. Otwórz dopływ O2.
    5. Otwórz zacisk przewodu za zbiornikiem żylnym i całkowicie usuń powietrze z głowicy pompy odśrodkowej. Uruchom pompę odśrodkową z prędkością 1 000 obr/min i pozwól roztworowi przepłynąć przez cały układ. Zaciśnij przewód omijający filtr tętniczy i usuń powietrze z filtra tętniczego.
    6. Wykonywanie zerowania linii ciśnieniowych. Uruchom pompy strzykawkowe i infuzyjne.
  3. Perfuzja przeszczepu nerki
    1. Wyjmij nerkę z lodu i umieść ją na podłożu w komorze organowej. Wprowadź cewnik moczowy do kolektora moczu. Po upewnieniu się, że przewody żylne i tętnicze są wolne od powietrza, podłącz złącza do przewodów.
    2. Zamknij obejście pomiędzy liniami przewodów tętniczego i żylnego. Ustaw ciśnienie tętnicze na 75 mmHg poprzez regulację prędkości pompy odśrodkowej.
    3. Za pomocą systemu DMS w sposób ciągły rejestruj ciśnienia, przepływ tętniczy, temperaturę oraz obecność pęcherzyków. Uważnie monitoruj wartości przez cały czas trwania perfuzji. Podczas perfuzji krew wyciekająca do komory jest zbierana za pomocą przewodu ssącego z powrotem do zbiornika żylnego.
    4. Rejestruj ilość wydalanego moczu. Co godzinę pobieraj próbki krwi żylnej i moczu. Monitoruj perfuzję, wykonując analizy gazometrii krwi żylnej i tętniczej, poziomu aminotransferazy asparaginianowej (AST) oraz mleczanów.
    5. Po zakończeniu perfuzji odłącz przewody od tętnicy i żyły nerkowej, przemyj przeszczep zimnym roztworem HTK i przechowuj go w lodzie w sterylnym worku na organy do czasu transplantacji.

Wyniki

Poniżej przedstawiono wyniki sześciu eksperymentów z wykorzystaniem modelu pobrania nerki z bijącym sercem. Po płukaniu in situ i pobraniu nerki, przeszczepy przechowywano w lodzie przez 3 hr (SCS) podczas przygotowywania erytrocytów. W warunkach klinicznych symuluje to czas wymagany na pobranie narządu oraz przygotowanie na stole operacyjnym. Procedurę NEVKP przeprowadzano przez 10 hr.

Aby utrzymać warunki fizjologiczne i symulować otoczenie in vivo dla nerki, komora z organem powinna być ogrzewana i szczelnie zamknięta. Roztwór do perfuzji i zastępowania moczu powinien odpowiadać wartościom fizjologicznym pod kątem analizy gazów krwi, ciśnienia onkotycznego i osmolarności. Normalne wartości (wartości bazowe) uzyskane od świń rasy Yorkshire in situ znajdują się odpowiednio w opisach poszczególnych rycin (Ryciny 3 - 13). Celem NEVKP jest zapewnienie przeszczepowi dostatecznej ilości tlenu i składników odżywczych. Ponieważ niedokrwienie powoduje skurcz naczyń krwionośnych, zwiększając tym samym opór wewnątrznerkowy, osiągnięcie stałego przepływu przy stabilnym ciśnieniu jest dobrym wskaźnikiem odpowiedniego natlenienia. Po osiągnięciu docelowej temperatury przeszczepu 37 °C poprzez ponowne ogrzanie organu po SCS, wartości przepływu i opór wewnątrznerkowy pozostają stabilne przy stałym fizjologicznym ciśnieniu około 60-80 mmHg przez cały czas trwania perfuzji (Ryciny 3 i 4). Ilość produkowanego moczu zależy głównie od składu roztworu perfuzyjnego (Rycina 5).

Godzinowe pomiary pO2 w żyłach i tętnicach ujawniają aktywność metaboliczną nerki. Zużycie tlenu obliczono za pomocą równania ((pO2art – pO2ven) x przepływ / masa) (Rysunek 6) 14. Podczas perfuzji pH, HCO3 oraz elektrolity pozostają stabilne bez konieczności podejmowania interwencji (Rysunki 7 - 10). Pomiary AST i mleczanów w czasie rzeczywistym służą do monitorowania uszkodzeń komórkowych. W okresie NEVKP nie wykryto wzrostu parametrów uszkodzenia komórek (Rysunki 11 i 12). Osmolarność roztworu perfuzyjnego jest stabilna (Rysunek 13). Ocena histologiczna wykazuje niewielkie zmiany (Rysunki 14 - 16).

Wykres przepływu w funkcji czasu z słupkami błędów; analiza statystyczna zmienności danych w ciągu 10 godzin.
Rycina 3. Średni przepływ tętniczy z odchyleniem standardowym (ml/min). Przez cały czas perfuzji przepływ utrzymuje się w zakresie fizjologicznym. Fizjologiczne wartości u świń, mierzone in situ: średni przepływ tętniczy: 170 ± 57 ml/min (zakres 83 – 325 ml/min).

Wykres przedstawiający IRR w funkcji czasu; obejmuje słupki błędów; analiza danych kinetycznych w badaniu farmakokinetycznym.
Rycina 4. Opór wewnątrznerkowy (IRR), średnia i odchylenie standardowe (mmHg/ml/min). Średnie ciśnienie tętnicze (MAP) pozostaje stałe w zakresie od 60 do 80 mmHg. Opór wewnątrznerkowy stale utrzymuje się poniżej 0,5 mmHg/ml/min.

Wykres wydalania moczu w czasie z słupkami błędów, przedstawiający mL na godzinę w okresie 10 godzin.
Rycina 5. Całkowita objętość moczu, średnia i odchylenie standardowe (ml). Całkowita objętość moczu zależy głównie od składu roztworu perfuzyjnego. Im wyższe ciśnienie onkotyczne i osmolarność, tym niższa produkcja moczu.

Wykres zużycia tlenu w funkcji czasu; mierzy tempo metaboliczne, pokazuje słupki błędów dla analizy wariancji.
Rysunek 6. Zużycie tlenu, średnia i odchylenie standardowe (ml/min/g).

Wykres stabilności pH krwi żylnej w ciągu 10 godzin, z zaznaczonymi słupkami błędów; analiza danych biochemicznych.
Rycina 7. pH krwi żylnej, średnia i odchylenie standardowe. pH pozostaje stałe w zakresie fizjologicznym bez podawania wodorowęglanów. Wartości fizjologiczne u świń, mierzone in situ: pH 7.46 ± 0.06 (zakres 7.34 – 7.63).

Wykres stabilizacji stężenia HCO3-; słupki błędów; pomiary prowadzone przez 10 godzin.
Rycina 8. HCO3 w krwi żylnej, średnia i odchylenie standardowe (mmol/l). Stężenie HCO3 pozostaje w zakresie fizjologicznym bez podawania wodorowęglanów. Wartości fizjologiczne u świń, zmierzone in situ: HCO3 30.3 ± 2.4 mmol/L (zakres 21.6 – 35.8 mmol/L).

Wykres stężenia sodu w czasie; słupki błędów; analiza danych; badanie stabilności Na+; wykres liniowy.
Rysunek 9. Żylne stężenie sodu, średnia i odchylenie standardowe (mmol/L). Sód utrzymuje się w zakresie fizjologicznym. Wartości fizjologiczne dla świń, zmierzone in situ: 137,1 ± 3,8 mmol/L (zakres 118,7 – 140,9 mmol/L).

Wykres stabilności stężenia potasu; czas (godziny) vs. K+ (mmol/L); słupki błędów, analiza danych.
Rycina 10. Stężenie potasu w żyłach, średnia i odchylenie standardowe (mmol/L). Stężenie potasu pozostaje stałe w zakresie fizjologicznym. Fizjologiczne wartości dla świń, pomierzone in situ: 3,85 ± 0,46 mmol/L (zakres 3,5 – 5,36 mmol/L).

Wykres aktywności enzymu AST w funkcji czasu, słupki błędów, analiza danych w badaniu kinetyki enzymatycznej.
Rycina 11. Aspartaminianowa aminotransferaza żylna, średnia i odchylenie standardowe (AST; U/L). W normotermicznej perfuzji nerki ex vivo AST służy jako marker uszkodzenia komórek. Wartości AST pozostają niskie przez cały czas trwania perfuzji.

Wykres stężenia mleczanów w czasie, mierzonego w mmol/L przez 10 godzin, podkreślający zmiany.
Rycina 12: Mleczany, średnia i odchylenie standardowe (mmol/L). W normotermicznej perfuzji nerki ex vivo mleczany stanowią marker uszkodzenia komórek. Wartości te pozostają stabilne przez cały czas trwania perfuzji.

Wykres osmolarności surowicy w funkcji czasu, przedstawiający stałe poziomy osmolarności w ciągu 10 godzin z słupkami błędów.
Rycina 13: Osmolarność surowicy, średnia i odchylenie standardowe (mosm/L). Stała osmolarność w roztworze perfuzyjnym zapewnia niską, lecz stałą produkcję moczu. Świńskie wartości fizjologiczne, mierzone in situ: 282 ± 1.7 mosm/L (zakres 279 – 283 mosm/L).

Histologia, tkanka nerkowa pod mikroskopem; struktura komórkowa, badanie patologiczne, analiza badawcza.
Rycina 14: Histologia (H&E). Powiększenie 50X / 200X połączenia korowo-rdzeniowego wykazujące łagodną wakuolizację kanalikową. Brak oznak martwicy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Schemat histologiczny; tkanka nerek, powiększenie, analiza struktury komórkowej, badanie mikroskopowe.
Rycina 15: Histologia (PAS). Powiększenie 50X / 200X w obrębie połączenia korowo-rdzeniowego wykazujące łagodne wakuolizację kanalików. Brak oznak martwicy. Aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Mikroskopia histologiczna, tkanka wątroby, struktura komórkowa, barwiony preparat, analiza patomorfologiczna.
Rycina 16: Histologia (barwienie TUNEL). Powiększenie 25X / 200X. Sporadycznie barwią się jądra komórkowe, co wskazuje na bardzo niski poziom apoptozy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Dyskusja

Badanie to pokazuje, że NEVKP z roztworem na bazie erytrocytów może być wykonywany z doskonałymi wynikami przez dłuższy czas w modelu świniowym. Podczas 10-godzinnej perfuzji ex vivo nerki wykazywały stabilne parametry perfuzji, aktywny metabolizm nerkowy, homeostazę i minimalne uszkodzenie nerek.

Wytwarzanie moczu i uszkodzenie nerek zależą od składu roztworu perfuzyjnego. Ważne jest, aby utrzymać ciśnienie onkotyczne i osmolarność perfuzatu w zakresie fizjologicznym. W szczególności niskie ciśnienie onkotyczne spowoduje niefizjologicznie wysoką produkcję moczu ze znacznym obrzękiem nerek i wzrostem markerów uszkodzenia nerek. W tym modelu wybrano roztwór STEEN zawierający albuminę do regulacji ciśnienia onkotycznego i symulacji warunków fizjologicznych dla nerek. Wodorowęglan sodu i glukonian wapnia są dodawane do systemu w celu uzyskania fizjologicznych wartości pH, HCO3, sodu, potasu, wapnia i chlorku. Wybór i dawkowanie leku rozszerzającego naczynia krwionośne jest ważne, aby zapewnić wystarczający przepływ krwi i dopływ tlenu.

Technika normotermicznej perfuzji nerek ex vivo ma kilka ograniczeń. Perfuzja ex vivo nie jest związana ze wspomaganiem hormonalnym nerek, co może negatywnie wpływać na dłuższe okresy perfuzji. Ponadto nowa technologia, w tym momencie, wiąże się ze zwiększonymi kosztami. Przyszłe ulepszenia mogą uprościć technologię i obniżyć koszty. Opracowanie przenośnego urządzenia do perfuzji nerek może pozwolić w przyszłości na całkowite uniknięcie przechowywania nerek w zimnie.

Poważny i utrzymujący się niedobór narządów prowadzi do zwiększonego wykorzystania narządów brzeżnych (przeszczepy nerek ECD lub DCD) 7. Obecnie konserwacja narządów opiera się na statycznym przechowywaniu w chłodni lub hipotermicznej perfuzji maszynowej. Ponieważ wydłużony czas niedokrwienia zimna ma znaczący wpływ na wynik funkcji nerek standardowych kryteriów15 i przeszczepów brzeżnych8,9, szczególnie interesujące są nowe techniki konserwacji minimalizujące przechowywanie w chłodni16-19.

Główną przeszkodą w szerszym stosowaniu przeszczepów brzeżnych jest brak możliwości oceny jakości i żywotności narządów przed przeszczepieniem. Obecnie tylko parametry kliniczne, takie jak wiek dawcy, choroby związane z dawcą i ciepły czas niedokrwienia przeszczepów, są wykorzystywane do podjęcia decyzji o przyjęciu lub odrzuceniu narządu do przeszczepu. Dzięki przechowywaniu przeszczepu w warunkach normotermicznych możliwa jest ocena przeszczepu na podstawie charakterystyki perfuzji i danych. Parametry w czasie rzeczywistym, takie jak przepływ naczyniowy w nerkach, ciśnienie, opór wewnątrznerkowy, produkcja moczu, zużycie tlenu i parametry uszkodzenia nerek (takie jak AspAT i mleczan) mają być parametrami przydatnymi do oceny żywotności przeszczepu.

Ponadto aktywny metabolizm podczas NEVKP pozwala na zastosowanie strategii naprawczych w celu poprawy brzeżnych przeszczepów nerek przed przeszczepieniem. Na przykład hamowanie szlaków prozapalnych, immunomodulacja, transfer genów, a także podawanie komórek macierzystych mogą być przyszłymi technikami modyfikacji przeszczepów nerek w czasie konserwacji i poprawy wyników biorcy.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Chcemy podziękować Sorin Group (Mediolan, Włochy) za dostarczenie nam niestandardowych obwodów perfuzji nerek. Ponadto dziękujemy firmie XVIVO Perfusion Inc. (Göteborg, Szwecja) za dostarczenie nam rozwiązania Steen, firmie BBraun AG (Melsungen, Niemcy) za dostawę pomp strzykawkowych oraz firmie Rieber GmbH & Co KG (Reutlingen, Niemcy).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Technologia pomostowania krążeniowo-oddechowego u noworodkówSORIN GROUP Canada Inc (Markham, Kanada)Wykonany na zamówieniezbiornik żylny dla noworodków D100 (500 ml, 1/16" wlot i odpływ), dotleniacz noworodków D100, głowica pompy odśrodkowej (Revolution), filtr pęcherzykowy tętniczy (D130)
Płuco-płucna maszyna, Stö ckert S3SORIN GROUP Canada Inc (Markham, Kanada)Wykonana na zamówieniepompa odśrodkowa, pompa rolkowa, panel sterowania (czujniki ciśnienia, przepływu, temperatury, pęcherzyków i poziomu), mieszalnik tlenu, jednostka grzewcza
RurkiSORIN GROUP Canada Inc (Markham, Kanada)01906BPC SG XS3/16" x 1/16"
019071PC SG XS1/4" x 1/16"
019060PC SG XHŁączniki rurowe 3/8" x 1/16"
SORIN GROUP Canada Inc (Markham, Kanada)Różne rozmiary
rozwiązania STEENXVIVO (Gö teborg, SWE)19004200 ml
Mleczan RingeraBaxter (Mississauga, ON, CAN)JB2324175 ml
Wodorowęglan soduHospira (Montré al, QC, CAN 6625050
Glukonian wapniaPharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)C31110Heparyna wapniozależna
Sandoz Canada Inc (Toronto, ON, CAN)107501,000 IU
Aminokwasy i glukoza, Travasol 10%Baxter (Mississauga, ON, CAN)JB67601 ml/h
Insulina szybko działająca, NovorapidNovo Nordisk Canada Inc (Mississauga, ON, CAN)DS6H7485 IE/godz
VerapamilSandoz Canada Inc (Quebec, QC, CAN)522160,25 mg/godz
zależny od pH . .

Bibliografia

  1. Wolfe, R. A., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. The New England journal of medicine. 341 (23), 1725-1730 (1999).
  2. Rabbat, C. G., Thorpe, K. E., Russell, J. D., Churchill, D. N. Comparison of mortality risk for dialysis patients and cadaveric first renal transplant recipients in Ontario, Canada. Journal of the American Society of Nephrology : JASN. 11 (5), 917-922 (2000).
  3. Fuquay, R., Teitelbaum, I. Transplant outcomes and dialysis modality. Contributions to nephrology. 178, 251-257 (2012).
  4. Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
  5. Davis, A. E., et al. The extent and predictors of waiting time geographic disparity in kidney transplantation in the United States. Transplantation. 97 (10), 1049-1057 (2014).
  6. Perico, N., Cattaneo, D., Sayegh, M. H., Remuzzi, G. Delayed graft function in kidney transplantation. Lancet. 364 (9447), 1814-1827 (2004).
  7. Maggiore, U., Cravedi, P. The marginal kidney donor. Current opinion in organ transplantation. 19 (4), 372-380 (2014).
  8. Dittrich, S., et al. Influence of cold storage on renal ischemia reperfusion injury after non-heart-beating donor explantation. Nephron. Experimental nephrology. 96 (3), e97-e102 (2004).
  9. Summers, D. M., et al. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
  10. Hosgood, S. A., et al. et al. pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. The Journal of surgical research. 171 (1), 283-290 (2011).
  11. Hosgood, S. A., Patel, M., Nicholson, M. L. The conditioning effect of ex normothermic perfusion in an experimental kidney model. The Journal of surgical research. 182 (1), 153-160 (2013).
  12. Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: the first clinical study. American journal of transplantation. official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 13 (5), 1246-1252 (2013).
  13. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiologica. 39 (5), 368-376 (1953).
  14. Stubenitsky, B. M., et al. Exsanguinous metabolic support perfusion--a new strategy to improve graft function after kidney transplantation. Transplantation. 70 (8), 1254-1258 (2000).
  15. Delpech, P. O., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. The British journal of surgery. , (1002).
  16. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England journal of medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  17. Knaak, J. M., et al. Subnormothermic Ex vivo liver perfusion reduces endothelial cell and bile duct injury after DCD pig liver transplantation. Liver transplantation : official publication of the American Association for the Study of Liver Diseases and the International Liver Transplantation Society. , (2014).
  18. Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. Ex vivo normothermic perfusion of declined human kidneys after inadequate in situ perfusion. American journal of transplantation official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 14 (2), 490-491 (2014).
  19. Op den Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. American journal of transplantation official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 13 (5), 1327-1335 (2013).

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Konserwacja przeszczepu nerkiperfuzja organu ex vivokaniulacja naczyń nerkowychkonfiguracja obwodu perfuzyjnegoocena i naprawa organuporcine kidney modelpłukanie roztworem HTKmonitorowanie produkcji moczuanaliza uszkodzeń komórkowych
Normothermiczna perfuzja nerek ex vivo w celu zachowania przeszczepów nerek przed przeszczepem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.