Artykuł metodologiczny

Protokoły solidnych testów odporności na herbicydy u różnych gatunków chwastów

DOI:

10.3791/52923

⸱

2 lipca 2015

 ,  ,  , 
1Institute of Agro-environmental and Forest Biology (IBAF), National Research Council (CNR), Italy

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono solidne i elastyczne podejście do potwierdzania odporności na herbicydy w populacjach chwastów. Protokół ten pozwala na określenie poziomów odporności na herbicydy i zastosowanie ich do szerokiej gamy gatunków chwastów i herbicydów z niewielkimi dostosowaniami.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Solidne protokoły do testowania przypuszczalnie odpornych na herbicydy populacji chwastów na poziomie całej rośliny są niezbędne do potwierdzenia statusu odporności. Przedstawione protokoły, oparte na testach biologicznych całych roślin przeprowadzonych w szklarni, można łatwo dostosować do szerokiej gamy gatunków chwastów i herbicydów poprzez odpowiednie warianty. Próbki nasion roślin, które przetrwały zabieg herbicydowy na polu, są zbierane i przechowywane w suchym miejscu w niskiej temperaturze do czasu wykorzystania. Metody kiełkowania różnią się w zależności od gatunku chwastów i rodzaju spoczynku nasion. Sadzonki na podobnym etapie wzrostu przesadza się i utrzymuje w szklarni w odpowiednich warunkach, aż rośliny osiągną odpowiedni etap wzrostu do zabiegu herbicydowego. Do przygotowania roztworu herbicydu wymagana jest dokładność, aby uniknąć nieweryfikowalnych błędów. Oceniane są również inne krytyczne etapy, takie jak objętość aplikacji i prędkość natrysku. Zalety tego protokołu, w porównaniu z innymi opartymi na testach biologicznych całej rośliny przy użyciu jednej dawki herbicydu, są związane z wyższą wiarygodnością i możliwością wnioskowania o poziomie odporności. Zaproponowano szybsze i tańsze diagnostyczne testy przesiewowe in vivo lub in vitro (testy biologiczne na szalce Petriego, testy spektrofotometryczne), ale dostarczają one jedynie informacji jakościowych, a ich powszechne stosowanie jest utrudnione ze względu na pracochłonną konfigurację, której mogą wymagać niektóre gatunki. W przypadku rutynowych badań odporności proponowany test biologiczny całej rośliny może być stosowany tylko przy jednej dawce herbicydu, co zmniejsza koszty.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Herbicydy są najczęściej stosowanym środkiem zwalczania chwastów, stanowiąc do 50% światowego rynku środków ochrony roślin 1. Są to stosunkowo tanie narzędzia, pozwalają uniknąć pracochłonnych i czasochłonnych praktyk uprawy gleby, a ostatecznie skutkują opłacalną, bezpieczną i opłacalną produkcją żywności 2. Jednak duża zmienność fenologiczna i genetyczna występująca u wielu gatunków chwastów, wraz z nadmiernym poleganiem na stosowaniu herbicydów, często prowadzi do selekcji populacji chwastów odpornych na herbicydy. Wprowadzenie selektywnych herbicydów o bardzo specyficznym celu metabolicznym 3-5 radykalnie zwiększyło liczbę przypadków oporności na przestrzeni lat. Do tej pory 240 gatunków chwastów (140 dwuliściennych i 100 jednoliściennych) na całym świecie wykształciło odporność na różne miejsca działania herbicydów (SoA) 4. Jest to poważny problem w zakresie zwalczania chwastów i ogólnie dla zrównoważonej produkcji roślinnej.

Wczesne wykrycie odporności, oparte na wiarygodnych testach, często przeprowadzanych w szklarniach, jest kluczowym krokiem do zwalczania chwastów odpornych na herbicydy. Opracowano różne podejścia w zależności od celów, wymaganego poziomu dokładności, dostępnego czasu i zasobów, a także gatunków chwastów rozważanych w wieku 6-12 lat. Jeżeli jednak wymagane jest potwierdzenie statusu odporności nowego biotypu chwastów (tj. grupy osobników, które mają kilka wspólnych cech fizjologicznych, w tym zdolność do przetrwania jednego lub więcej herbicydów należących do określonej grupy stosowanych w dawce, która normalnie by je kontrolowała), należy przeprowadzić solidny test biologiczny całej rośliny w kontrolowanym środowisku 4, Rozdział 11.

Biotyp rzadko jest odporny na tylko jeden herbicyd. Każdy biotyp charakteryzuje się zatem określonym wzorcem odporności, tj. liczbą i rodzajem SoA herbicydów, na które jest odporny, oraz danym poziomem odporności na każdy herbicyd 13. Wczesne i wiarygodne określenie wzorca oporu krzyżowego lub wielokrotnego 5, 14 jest ważne dla zarządzania odpornością pola.

Warto wspomnieć, że odporność na herbicydy nie ma nic wspólnego z naturalną tolerancją, jaką niektóre gatunki chwastów wykazują wobec niektórych herbicydów, np. gatunki dwuliścienne vs. herbicydy hamujące ACCase, gatunki jednoliścienne vs. 2,4-D, Equisetum arvense vs. glifosat.

Ten artykuł przedstawia solidne podejście do testowania przypuszczalnie odpornych na herbicydy biotypów pobranych na polach, na których odnotowano słabą kontrolę herbicydów. Przedstawiono odpowiednie warianty standardowych protokołów w odniesieniu do danych gatunków chwastów. Zalety w porównaniu z alternatywnymi technikami/protokołami opartymi na testach biologicznych całej rośliny przy użyciu tylko jednej dawki herbicydu 15 lub zaprawianiu nasion na szalkach Petriego 8 są związane z wyższą wiarygodnością i możliwością wnioskowania o poziomie odporności ze względu na włączenie dwóch dawek herbicydów do eksperymentów. Jednak w przypadku rutynowych badań odporności te same metody można zastosować tylko przy jednej dawce herbicydu, co zmniejsza koszty.

Oprócz umożliwienia potwierdzenia statusu odporności, uzyskane informacje mogą być wykorzystane zarówno do optymalizacji kolejnych etapów badań, jak i/lub opracowania strategii zarządzania odpornością.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Pobieranie próbek i przechowywanie nasion

  1. Monitoruj pola uprawne pod kątem nieuzasadnionej słabej skuteczności herbicydów, tj. nie z powodu niekorzystnych warunków klimatycznych lub niskiej jakości zabiegów herbicydowych.
  2. Zbierz próbkę nasion z jednego gatunku na raz i przypisz unikalny kod. Dojrzałe nasiona są zwykle zbierane przed zbiorem roślin z roślin, które przetrwały zabiegi herbicydowe. Monitoruj w odpowiednim czasie, aby zaobserwować, czy nasiona są zrzucane przez roślinę mateczną, gdy są dojrzałe.
  3. Wypełnij formularz dla każdej próbki, podając przypisany niepowtarzalny kod, nazwę gatunku, datę zbioru, współrzędne GPS, gminę, nazwę rolnika, wielkość pola, poziom porażenia, uprawę, herbicyd (herbicydy) użyty w sezonie oraz historyczne zapisy pola.
  4. Zbierz nasiona z co najmniej 30 losowo wybranych roślin, które są reprezentatywne dla inwazji polowej. Upewnij się, że próbka nasion zawiera co najmniej 5,000 dojrzałych nasion. W przypadku obowiązkowych krzyżówek gatunków chwastów (np. Lolium spp. lub Amaranthus spp.) należy zmniejszyć liczbę roślin do 10-15, utrzymując całkowitą liczbę nasion na poziomie około 5 000 11.
  5. Należy pobrać podpróbki z pola, jeśli kępy chwastów są rozrzucone na dużych obszarach (ponad hektar), ponieważ wybierane są różne biotypy odporne na herbicydy.
  6. Przechowuj nasiona w niezamkniętych papierowych torebkach oznaczonych przypisanym unikalnym kodem.
  7. Pozwól wilgoci odparować, ale nie wystawiaj nasion na działanie wysokiej temperatury (tj. unikaj pozostawiania ich w samochodzie na słońcu) ani na ekstremalne wahania temperatury, aby uniknąć indukcji wtórnego spoczynku.
  8. Oczyść (usuń plewy, nasiona obłuszczone itp.) i przechowuj je w temperaturze otoczenia w suchym pomieszczeniu. Po przeprowadzeniu pierwszych testów odporności należy przechowywać nasiona przez długi czas w ciemnym pomieszczeniu w temperaturze 4 °C, najlepiej w zamkniętych próżniowo plastikowych torebkach. W ten sposób nasiona zachowują swoją żywotność przez znacznie dłuższy czas.

2. Przerwanie spoczynku nasion

UWAGA: Spoczynek nasion zapewnia elastyczny i wydajny mechanizm, który umożliwia chwastom adaptację i przetrwanie w agroekosystemach. Aby przerwać spoczynek i umożliwić kiełkowanie nasion, należy stosować różne protokoły w zależności od gatunku chwastów, tj. rodzaj spoczynku 16,
Istnieją trzy główne sposoby usuwania spoczynku:

  1. Wernalizacja
    UWAGA: Aby uzyskać jednoczesne kiełkowanie i wschody siewek, wymagany jest okres wernalizacji nasion trwający od kilku dni do tygodnia, aby usunąć fizjologiczny spoczynek wielu gatunków: np. Amaranthus retroflexus, Chenopodium album, Lolium spp., Avena fatua, Polygonum persicaria, Phalaris paradoxa17-19. W przypadku Papaver rhoeas, Cyperus difformis i Ammania coccinea wymagany jest dłuższy okres do 15 dni oraz do 30 dni w przypadku Schoenoplectus mucronatus20.
    1. Wlej trochę wody dejonizowanej do plastikowych naczyń. Wytnij dwie warstwy bibuły filtracyjnej i namocz je w wodzie, usuń nadmiar. Umieść wysuszone na powietrzu nasiona na papierze. Przenieść plastikowe naczynia do lodówki w temperaturze 4 °C na wymagany okres czasu.
  2. Wertykulacja
    UWAGA: Niektóre gatunki chwastów są bardziej oporne na kiełkowanie niż inne ze względu na mechaniczny spoczynek, tj. cechy okrywy nasiennej, i wymagają zastosowania chemicznej wertykulacji z użyciem kwasu siarkowego do kiełkowania 21.
    1. Przygotować zlewkę ze stężonym kwasem siarkowym (95-98%). Przygotuj zlewkę pełną wody. Umieść nasiona w kopercie z włókniny.
    2. Namocz np. Echinochloa spp. lub nasiona halepensu sorgo odpowiednio przez 20 minut lub 5 minut w stężonym kwasie siarkowym.
    3. Wyjmij kopertę ze zlewki za pomocą pęsety i włóż ją do zlewki pełnej wody. Otwórz kopertę, włóż nasiona do małego durszlaka i dokładnie opłucz je pod bieżącą wodą.
    Wariant: A. plantago-aquatica potrzebuje innego protokołu 22, 23
    1. Moczyć nasiona przez 2 minuty w chloroformie. Opłucz nasiona wodą dejonizowaną i osusz je chłonnym papierem. Zanurz nasiona w 80% kwasie siarkowym na 5 minut.
    2. Umieść nasiona w małym durszlaku i dokładnie opłucz je pod bieżącą wodą.
  3. Dojrzewanie nasion po zbiorach
    UWAGA: Nasiona innych gatunków chwastów w ogóle nie kiełkują przez kilka miesięcy po osiągnięciu dojrzałości, niezależnie od metody zastosowanej do przerwania spoczynku.
    1. Przechowuj nasiona przez okres co najmniej 3-4 miesięcy w temperaturze pokojowej i niskiej wilgotności, a następnie postępuj zgodnie z powyższymi protokołami dotyczącymi przerywania spoczynku (np. Oryza sativa var. sylvatica lub P. rhoeas).

3. Kiełkowanie nasion

  1. Umieść nasiona do kiełkowania w plastikowych naczyniach zawierających 0,6% (m/v) agar z dodatkiem 0,1% azotanu potasu (KNO3):
    1. Przygotuj roztwór agaru o stężeniu 0,6% + 0,1% KNO3 przy użyciu wody dejonizowanej. Rozpuść agar w kuchence mikrofalowej.
    2. Wlej roztwór agaru do plastikowych naczyń. Ostudzić podłoże, a następnie włożyć nasiona.
    Wariant: Gleba może być również używana jako podłoże w naczyniach plastikowych. Praktyka ta jest szczególnie skuteczna w przypadku Echinochloa spp., S. halepense i Lolium spp.
  2. Umieść plastikowe naczynia w szafce do kiełkowania na około tydzień w warunkach świetlnych i temperaturowych w zależności od optymalnych warunków dla każdego gatunku chwastów. Dla większości gatunków zimowych zakres temperatur wynosi 15/25 °C noc/dzień i 12 godzin fotoperiodu z rurkami neonowymi zapewniającymi gęstość strumienia fotonów fotosyntetycznych (PPFD) 15-30 μmol m-2 sec-1. Dla wielu gatunków letnich zakres temperatur wynosi 15/30 °C noc/dzień.
    Wariant: Niektóre gatunki, takie jak S. halepense, wymagają obróbki cieplnej. Dlatego po wertykulacji nasiona S. halepense poddaje się następującym warunkom: cykle 4 godzin w temperaturze 45 °C i 20 godzin w temperaturze 24 °C przez trzy dni w komorze do kiełkowania, a następnie trzy dni w normalnych warunkach.

4. Sadzenie i wzrost sadzonek

  1. Przeszczep piętnaście do dwudziestu sadzonek do plastikowych tacek (325 x 265 x 95 mm) wypełnionych standardową mieszanką doniczkową (60% ziemi pylisto-gliniastej, 15% piasku, 15% agriperlitu i 10% torfu — objętościowo).
    UWAGA: Przesadzanie, zamiast siewu bezpośredniego, pozwala na uzyskanie jednolitego stanowiska roślin na tym samym etapie wzrostu, co jest ważnym warunkiem wstępnym optymalizacji wydajności zabiegu herbicydowego.
  2. Zidentyfikuj każdą tackę za pomocą kodu kreskowego zawierającego wszystkie informacje potrzebne do niepowtarzalnej identyfikacji: kod populacji, testowany herbicyd, numer repliki i progresywny numer tacy.
  3. Umieść tace w ogrzewanej szklarni i podlewaj rośliny w razie potrzeby, aby utrzymać podłoże na poziomie lub w pobliżu pojemności pola.
    UWAGA: Temperatura wzrostu różni się w zależności od gatunku chwastów. Często testy wykonywane są w okresie jesienno-zimowym/wiosennym, więc światło uzupełnia się za pomocą lamp metalohalogenkowych o mocy 400 W, które zapewniają PPFD około 150 μmol m-2 sec-1 i 12-godzinny fotoperiod 24, 19. Letnie gatunki chwastów z cyklem fotosyntezy C4 zwykle wymagają większego natężenia światła, dlatego testy wykonuje się późną wiosną i latem lub dodatkowe natężenie światła wynosi około 400 μmol m-2 sec-1 przy 14 godzinnym fotoperiodze.
  4. W przypadku niektórych gatunków chwastów atakujących ryż niełuskany, np. A. plantago-aquatica, S. mucronatus i C. difformis, należy stosować inny protokół, jak opisano w pkt 22.
    1. Sadzonki przesadzić do tacek styropianowych z 24 okrągłymi komórkami (średnica 55 mm, głębokość 64 mm) wypełnionymi 60% pylistą glebą gliniastą, 30% piaskiem i 10% torfem (objętościowo).
    2. Umieść tace w plastikowych pojemnikach o głębokości 12 cm, wypełnionych wodą i przykręconych prętami ze stali nierdzewnej, aby zapobiec ich unoszeniu się (Rysunek 1).
    3. Utrzymuj poziom wody w pojemnikach na poziomie 1-2 cm poniżej poziomu powierzchni gleby i dodaj 1,5 g siarczanu miedzi do każdego pojemnika (który zawiera 10-12 L wody), aby uniknąć namnażania się glonów.

5. Zabiegi herbicydowe

  1. Zabiegi herbicydami przedwschodowymi:
    1. Po około trzech dniach w komorze do kiełkowania, jak opisano w sekcji 3, przesadzić kiełkujące nasiona do plastikowych tacek zawierających opisane powyżej podłoże i przykryć warstwą gleby (około 1 cm). Jest to kluczowy krok, aby zapewnić, że siewki nie pojawią się z powodu działania herbicydu, a nie z powodu nadmiernej głębokości zakopania.
    2. Doprowadź podłoże do pojemności polowej, umieszczając tace, które mają kilka otworów na dole, na spodkach wypełnionych wodą.
    3. Dzień po przesadzeniu potraktuj tace herbicydem przedwschodowym 25.
    4. Utrzymuj podłoże na poziomie lub w pobliżu pojemności pola, dodając wodę w razie potrzeby zarówno z góry, jak i z dołu przez kapilarność ze spodka. Procedura ta sprzyja trwałości herbicydu na odpowiedniej głębokości (tj. tam, gdzie znajdują się kiełkujące nasiona), aby zapewnić dobrą skuteczność zabiegu.
  2. Zabiegi herbicydami powschodowymi:
    1. Opryskiwać rośliny, gdy osiągną fazę 2-3 liści (tj. fazę wzrostu 12-13 w rozszerzonej skali wzrostu BBCH 26).
    2. Począwszy od następnego dnia po zabiegu należy ustawić system nawadniania zgodnie z zapotrzebowaniem na wodę gatunków chwastów i porą roku (np. dla Echinochloa spp. dostarcza wodę przez 3 min 4 razy dziennie, w regularnych odstępach czasu od 9 rano do 21 wieczorem). Woda jest rozprowadzana za pomocą automatycznego systemu nawadniania zraszaczowego.
      Wariant: glifosat stosuje się w fazie roślinnej BBCH 14–21.
  3. Przygotowanie i dystrybucja herbicydów.
    UWAGA: Wszystkie herbicydy (przed- i powschodowe) są stosowane jako preparaty handlowe z zalecanymi środkami powierzchniowo czynnymi w dwóch dawkach, zalecanej dawce polowej (1x) i trzykrotnie większej (3x).
    1. W razie potrzeby należy przygotować roztwór środka powierzchniowo czynnego luzem zgodnie z instrukcjami na etykiecie; końcowe stężenie jest zwykle wyrażane jako procent końcowej objętości (np. 0,3%) lub jako objętość, która ma być rozprowadzona na jednostkę powierzchni (np. 1 L ha-1).
    2. Roztwór środka powierzchniowo czynnego należy stosować jako rozpuszczalnik do roztworu herbicydu (substancji rozpuszczonej) w celu utrzymania odpowiedniego stężenia składnika aktywnego. Najpierw przygotuj najbardziej skoncentrowany roztwór herbicydu (3x). Obliczyć ilość produktu handlowego do rozpuszczenia w roztworze środka powierzchniowo czynnego (lub w wodzie dejonizowanej, jeśli środek powierzchniowo czynny nie jest konieczny), stosując następujące równanie:
      Dawkazioła = [(Pole dawki x Dawkamax) x Vfin] / Vdel
      gdzie: Dawkaziela = dawka herbicydu (ml),Pole dawki = dawka polowa herbicydu (ml ha-1),Dawka max = maksymalna dostarczona dawka, Vpłetwa = końcowa objętość roztworu (L), Vdel = objętość dostarczona przez opryskiwacz stołowy (L ha-1).
    3. Rozcieńczyć (2:1, v/v) roztwór herbicydu 3x, aby przygotować mniej skoncentrowany (1x). Procedura ta zmniejsza ryzyko popełnienia błędów podczas ważenia lub pipetowania herbicydów. Stężenie roztworu herbicydu jest wyrażone jako objętość, która ma być rozprowadzona na jednostkę powierzchni (L ha-1).
    4. Sekwencję zabiegu należy rozpocząć od mniejszej dawki herbicydu (1x). W ten sposób nie ma potrzeby mycia szafki opryskiwacza pomiędzy dwoma zabiegami tym samym herbicydem.
    5. Rozprowadzać roztwór herbicydu za pomocą precyzyjnego opryskiwacza stołowego dostarczającego 300 l ha-1 (±1%), pod ciśnieniem 215 kPa i prędkością 0,75 m sec-1, z belką wyposażoną w trzy dysze hydrauliczne z płaskim wentylatorem (rozszerzony zakres).
    6. Po zmianie herbicydu należy dwukrotnie umyć komorę natryskową za pomocą wybielacza 1% (v/v), a następnie spłukać.
      Wariant: glifosat aplikuje się w ilości oprysku 200 L ha-1 27,
      UWAGA: Szczególną uwagę należy zwrócić w przypadku stosowania herbicydów o wysokim stopniu biologii, takich jak pochodne sulfonylomocznika sulfometuron lub flazasulfuron. W tym drugim przypadku należy umyć jedno pranie roztworem wybielacza, a drugie amoniakiem (2,5% v/v), a następnie ostrożnie spłukać wodą.

6. Gromadzenie i analiza danych

  1. Za pomocą czytnika kodów kreskowych, który automatycznie identyfikuje każdą tacę, zapisz liczbę roślin, które przeżyły zabieg, a także wizualną szacunkową biomasę (VEB). Rośliny są oceniane jako martwe, jeśli nie wykazują aktywnego wzrostu, niezależnie od koloru lub innego wyglądu.
    1. Dokonaj oceny trzy lub cztery tygodnie po leczeniu (WAT) w zależności od badanych herbicydów (np. trzy WAT dla inhibitorów ACCazy i cztery WAT dla inhibitorów ALS lub glifosatu).
    2. Oceń ogólną skuteczność leczenia, włączając do wszystkich doświadczeń populację podatną (sprawdź S), tj. populację zebraną w miejscu, w którym nigdy lub rzadko stosowano herbicydy.
    3. Wyrazić przeżywalność roślin jako odsetek liczby roślin poddanych działaniu herbicydu, policzonych bezpośrednio przed zabiegiem herbicydowym, i obliczyć błąd standardowy (S.E.) na wartość średnią (wartość średnia z dwóch kontrprób).
    4. VEB uzyskuje się poprzez wizualne porównanie biomasy roślinnej między kontrolą poddaną działaniu środka i niepoddanej działaniu środka w tej samej populacji 25, 28. Każdej poddanej działaniu herbicydu przyznaje się punktację w zakresie od 10 dla roślin, które nie zostały poddane działaniu herbicydu (w porównaniu z kontrolą niepoddaną działaniu herbicydu) do 0, gdy rośliny są wyraźnie martwe.
  2. Przypisz populacje do czterech kategorii na podstawie wyników uzyskanych z zabiegów z użyciem dwóch dawek herbicydów: S, gdy mniej niż 5% roślin przeżyło dawkę herbicydu 1x, SR, gdy osoby, które przeżyły, mieściły się w zakresie od 5% do 20% przy dawce herbicydu 1x, R, gdy ponad 20% roślin przeżyło dawkę herbicydu 1x i RR, gdy osoby, które przeżyły, przeżyły ponad 20% przy dawce herbicydu 1x i więcej niż 10% przy dawce herbicydu 3x 17.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby ocenić stan odporności populacji przypuszczalnie odpornej, fundamentalne jest włączenie do testu kontroli podatności w celu sprawdzenia skuteczności herbicydu. Wyniki badania przesiewowego przeprowadzonego na populacjach P. rhoeas, chwastów atakujących pola pszenicy, przedstawiono na rysunku 2, gdzie przedstawiono skuteczność czterech herbicydów powschodowych w teście podatności (09-36) i w przypadku podejrzenia odporności (10-91). Populacja 09-36 była całkowicie kontrolowana przez inhibitor...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kilka etapów w ramach protokołów ma kluczowe znaczenie dla skutecznej oceny odporności na herbicydy w populacji: 1) dojrzałe nasiona powinny być zbierane z roślin, które przetrwały zabiegi herbicydowe. Dojrzewanie nasion na roślinie matecznej ma kluczowe znaczenie dla uniknięcia trudności z późniejszym kiełkowaniem nasion; 2) zaleca się właściwe przechowywanie nasion, aby uniknąć namnażania się pleśni, które uniemożliwiałyby kiełkowanie; 3) Sadzonki należy traktować we właściwej fazie wzrostu, zgodnie z informacją podaną...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania były wspierane przez Narodową Radę ds. Badań Naukowych (CNR) z Włoch. Autorzy dziękują członkom GIRE za zebranie próbek nasion i są wdzięczni Alison Garside za poprawienie języka angielskiego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Worki papieroweCelcar SAS
Naczynia plastikoweISI plast S.p.A.SO600Przezroczyste tworzywo sztuczne
Kwas siarkowy 95-98%Sigma-Aldrich320501
WłókninaCarretta TessituraArt.TNT17Waga 17 g m-2
Chloroform >99,5%Sigma-AldrichC2432
AgarSigma-AldrichA1296
Azotan potasu >99,0%Sigma-AldrichP8394
Pojemniki plastikoweGiganplast1875/M600 x 400 x 110 mm
Tacki plastikowePiber plastG1210A325 x 265 x 95 mm
Tacki polistyrenowePlastisavioS24537 x 328 x 72 mm, 24 okrągłe komórki (6x4)
Siarczan miedziSigma-Aldrich451657
AgriperliteBlu Agroingross sas
TorfBlu Agroingross sasTORBA250
Szafa do kiełkowaniaKWW87R
DyszeTeejetXR11002-VK, TP11001-VHDrugi typ dysz jest używany tylko do glifosatu
Generator kodów kreskowychToshiba TECSX4
Etykiety z kodem kreskowymFelgaTT20200Stick-in etykiety z zaokrąglonymi rogami Czytnik
kodów kreskowychCipherlab8300-LPrzenośny terminal danych
OpryskiwaczWbudowany w domu
Herbicydy uwzględnione w wynikach:
Produkt handlowySkładnik aktywnyFirmaKomentarze
AltoreximazamoxBASF
AzimutflorasulamDow AgroSciences
BiopowerBayer Crop ScienceSurfact do stosowania z Hussar WG
DashBASFSurfact do stosowania z Altorex
Granstartribenuron-methylDupont
GuliwerazimsulfuronDupont
Hussar WGjodosulfuronBayer Crop Science
Nominowanybispyribac-NaBayer Crop Science
RoundupglifosatMonsanto
TrendDupontSurfact do stosowania z Granstar i Guliwer
ViperpenoxsulamDow AgroSciences
Weedone LV42,4-DIsagro
AGRI100 stołowy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Massa, D., Kaiser, Y. I., Andújar-Sánchez, D., Carmona-Alférez, R., Mehrtens, J., Gerhards, R. Development of a geo-referenced database for weed mapping and analysis of agronomic factors affecting herbicide resistance in Apera spica-venti L. Beauv. (Silky Windgrass). Agronomy. 3 (1), 13-27 (2013).
  2. Powles, S. B., Shaner, D. L. Herbicides Resistance and World Grains. , CRC Press LLC. Raton, FL. 308(2001).
  3. Sattin, M. Herbicide resistance in Europe: an overview. Proc. BCPC International Congress. , Crop Science & Technology. UK. 131-138 (2005).
  4. Heap, I. M. International Survey of Herbicide Resistant Weeds. , Available from: http://www.weedscience.org (2015).
  5. Jasieniuk, M., Le Corre, V. Deciphering the evolution of herbicide resistance in weeds. Trends Genet. 29 (11), 649-658 (2013).
  6. Heap, I. M. Identification and documentation of herbicide resistance. Phytoprotection. 75 (4), 85-90 (1994).
  7. Beckie, H. J., Heap, I. M., Smeda, R. J., Hall, L. M. Screening for herbicide resistance in weeds. Weed Technol. 14 (2), 428-445 (2000).
  8. Tal, A., Kotoula-Syka, E., Rubin, B. Seed-bioassay to detect grass weeds resistant to acetyl coenzyme A carboxylase inhibiting herbicides. Crop Prot. 19, 467-472 (2000).
  9. Boutsalis, P. Syngenta Quick-Test: a rapid whole-plant test for herbicide resistance. Weed Technol. 15 (2), 257-263 (2001).
  10. Menchari, Y., et al. Weed response to herbicides: regional-scale distribution of herbicide resistance alleles in the grass weed Alopecurus myosuroides. New Phytol. 171 (4), 861-874 (2006).
  11. Burgos, N. R., et al. Review: confirmation of resistance to herbicides and evaluation of resistance levels. Weed Sci. 61 (1), 4-20 (2013).
  12. Owen, M. J., Martinez, N. J., Powles, S. B. Multiple herbicide-resistant Lolium rigidum. (annual ryegrass) now dominates across the Western Australian grain belt. Weed Res. 54 (3), 314-324 (2014).
  13. Herbicide Resistance Action Committee. Classification of herbicides according to site of action. , Available from: http://www.hracglobal.com/Education/ClassificationofHerbicideSiteofAction.aspx (2015).
  14. Beckie, H. J., Tardif, F. J. Herbicide cross resistance in weeds). Crop Prot. 35, 15-28 (2012).
  15. Moss, S. R., et al. The occurrence of herbicide-resistant grass-weeds in the United Kingdom and a new system for designating resistance in screening assays. Proc. BCPC Weeds. , Brighton. 179-184 (1999).
  16. Baskin, C. C., Baskin, J. M. Seeds, Ecology, Biogeography and Evolution of dormancy and Germination. , Academic Press. San Diego, USA. 27-42 (1998).
  17. Sattin, M., Gasparetto, M. A., Campagna, C. Situation and management of Avena sterilis. ssp. ludoviciana. and Phalaris paradoxa. resistant to ACCase inhibitors in Italy. Proc. BCPC - Weeds. , Brighton, UK. 755-762 (2001).
  18. Scarabel, L., Varotto, S., Sattin, M. A European biotype of Amaranthus retroflexus. cross-resistant to ALS inhibitors and response to alternative herbicides. Weed Res. 47 (6), 527-533 (2007).
  19. Collavo, A., Panozzo, S., Lucchesi, G., Scarabel, L., Sattin, M. Characterisation and management of Phalaris paradoxa. resistant to ACCase-inhibitors. Crop Prot. 30 (3), 293-299 (2011).
  20. Scarabel, L., Carraro, N., Sattin, M., Varotto, S. Molecular basis and genetic characterisation of evolved resistance to ALS-inhibitors in Papaver rhoeas. Plant Sci. 166 (3), 703-709 (2004).
  21. Panozzo, S., Scarabel, L., Tranel, P. J., Sattin, M. Target-site resistance to ALS inhibitors in the polyploid species Echinochloa crus-galli. Pestic. Biochem. Phys. 105 (2), 93-101 (2013).
  22. Sattin, M., Berto, D., Zanin, G., Tabacchi, M. Resistance to ALS inhibitors in rice in north-western Italy. Proc. BCPC. Weeds. , Brighton. 783-790 (1999).
  23. Scarabel, L., Berto, D., Sattin, M. Dormancy breaking and germination of Alisma plantago-aquatica. and Scirpus mucronatus. Aspects of Applied Biology. 69, Wellesbourne, UK. 285-292 (2003).
  24. Collavo, A., Strek, H., Beffa, R., Sattin, M. Management of an ACCase-inhibitor-resistant Lolium rigidum. population based on the use of ALS inhibitors: weed population evolution observed over a 7 years field-scale investigation. Pest Manag. Sci. 69 (2), 200-208 (2013).
  25. Scarabel, L., Panozzo, S., Savoia, W., Sattin, M. Target-site ACCase-resistant Johnsongrass (Sorghum halepense). selected in summer dicot crops. Weed Technol. 28 (2), 307-315 (2014).
  26. Hess, M., Barralis, H., Bleiholder, H., Buhur, L., Eggers, T., Hack, H., Strauss, R. Use of the extended BBCH scale - general for the description of the growth stages of mono- and dicotyledonous weed species. Weed Res. 37 (6), 433-441 (1997).
  27. Collavo, A., Sattin, M. First glyphosate-resistant Lolium. spp. biotypes found in a European annual arable cropping system also affected by ACCase and ALS resistance. Weed Res. 54 (4), 325-334 (2014).
  28. Scarabel, L., Cenghialta, C., Manuello, D., Sattin, M. Monitoring and management of imidazolinone-resistant red rice (Oryza sativa. L., var. sylvatica.) in Clearfield® Italian paddy rice. Agronomy. 2 (4), 371-383 (2012).
  29. Zelaya, I. A., Anderson, J. A. H., Owen, M. D. K., Landes, R. D. Evaluation of spectrophotometric and HPLC methods for shikimic acid determination in plants: Models in glyphosate-resistant and-susceptible crops. J. Agric. Food Chem. 59 (6), 2202-2212 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Whole Plant BioassaySeed VernalizationPrecision Bench SprayerGreenhouse CultivationBarcode TrackingVisual Estimated BiomassDose Response AnalysisSeed Germination ProtocolWeed Species Adaptation

Powiązane artykuły