Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysi model podchronicznego i łagodnego stresu porażki społecznej w celu zrozumienia deficytów behawioralnych i fizjologicznych wywołanych stresem

19.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52973

⸱

24 listopada 2015

 , 
1College of Agriculture, Ibaraki University, 2Cooperation between Agriculture and Medical Science, Ibaraki University, 3United Graduate School of Agricultural Science, Tokyo University of Agriculture and Technology

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisano metody rozwoju mysiego modelu podchronicznego i łagodnego stresu związanego z porażką społeczną i wykorzystano je do zbadania patogennych cech depresji, w tym objawów podobnych do hiperfagii i polidypsji po wzroście masy ciała.

Streszczenie

Stresujące wydarzenia życiowe często zwiększają częstość występowania depresji u ludzi. Aby zbadać mechanizmy depresji, niezbędne jest opracowanie zwierzęcych modeli depresji. Ponieważ istnieje kilka rodzajów depresji, do głębszego zrozumienia tego zaburzenia potrzebne są różne modele zwierzęce. Wcześniej ustalono mysi model podchronicznego i łagodnego stresu porażki społecznej (sCSDS) przy użyciu zmodyfikowanego paradygmatu przewlekłego stresu porażki społecznej (CSDS). W paradygmacie, aby zmniejszyć obrażenia fizyczne od agresorów, czas kontaktu fizycznego między agresorem a podwładnym został skrócony w porównaniu z pierwotnym paradygmatem CSDS. Myszy sCSDS wykazywały zwiększony przyrost masy ciała, spożycie pokarmu i wody w okresie stresu, a ich zachowania społeczne zostały stłumione po okresie stresu. Jeśli chodzi o trafność twarzy wywołanego stresem przejadania się i nadmiernego picia po zwiększonym przyroście masy ciała, myszy sCSDS mogą wykazywać pewne cechy związane z atypową depresją u ludzi. W związku z tym mysi model sCSDS może być przydatny do badania patogennych mechanizmów leżących u podstaw depresji. Protokół ten pomoże w ustaleniu mysiego modelu sCSDS, szczególnie w celu zbadania mechanizmów leżących u podstaw przyrostu masy ciała wywołanego stresem oraz objawów podobnych do polidypsji i hiperfagii.

Wprowadzenie

Wiele rodzajów stresujących wydarzeń występuje w życiu ludzi. Nadmierny stres często prowadzi do szkodliwych konsekwencji fizjologicznych u ludzi i zwierząt. U ludzi stresujące wydarzenia są głównymi czynnikami ryzyka przyspieszenia zaburzeń psychicznych, takich jak depresja1. Badanie Global Burden of Disease wykazało, że depresja jest jednym z najbardziej niepełnosprawnych zaburzeń pod względem lat życia skorygowanych niepełnosprawnością (DALY) i lat przeżytych z niepełnosprawnością2. Ponadto depresja stanowi największy odsetek samobójstw DALY3. Osoby cierpiące na depresję mają trudności z radzeniem sobie życiem, w wyniku czego jakość ich życia często się pogarsza. W związku z tym istnieje silna potrzeba opracowania skutecznych środków terapeutycznych w celu poprawy jakości życia tych pacjentów.

Przeprowadzono wiele badań nad dużymi zaburzeniami depresyjnymi, które wykazały, że genetyczny wkład w podatność na choroby wynosi około 30-40%, co tłumaczy się efektami wielu loci o małych efektach4. Ze względu na złożone mechanizmy patogenetyczne leżące u podstaw depresji, szczegółowa etiologia choroby pozostaje nieuchwytna. Doniesienia kliniczne wskazują, że istnieją podtypy depresji, takie jak depresja melancholijna i atypowa5, które wykazują odpowiednio zmniejszoną i zwiększoną masę ciała6. Chociaż 25–30% i 15–30% pacjentów z depresją reprezentuje odpowiednio cechy czysto melancholijne i nietypowe, większość z nich ma cechy mieszane obu podtypów7. Dlatego duża depresja ma szeroki zakres objawów. Aby znaleźć biomarkery i opracować obiektywne terapie dla różnych rodzajów depresji u ludzi, ważne jest ustalenie kilku różnych zwierzęcych modeli depresji8.

Zwierzęce modele depresji zostały stworzone przy użyciu kilku podejść, w tym wyuczonej bezradności, chronicznego nieprzewidywalnego łagodnego stresu i chronicznego stresu porażki społecznej (CSDS)9-12. Toyoda i jego współpracownicy stworzyli modele CSDS szczurów i myszyw wieku 13-17 lat, aby wyjaśnić metabolizm i zachowania związane z depresją. Biorąc pod uwagę, że zwierzęce modele depresji są oceniane na podstawie trafności twarzy18, ważny jest kontekst, w którym model jest ustalany. Co więcej, Golden i wsp. 19 osób szczegółowo opisało metody tworzenia myszy CSDS. Wiadomo, że deficyty w zachowaniach społecznych myszy CSDS można odzyskać przez przewlekłe leczenie, ale nie przez ostre leczenie, lekami przeciwdepresyjnymi, i że mają one objawy podobne do tych u pacjentów z depresją pod względem regulacji neurotroficznego czynnika6 pochodzenia mózgowego.

Goto et al. 13 wcześniej opracowało mysi model podchronicznego i łagodnego stresu porażki społecznej (sCSDS), modyfikując metody Goldena i wsp. 19. Myszy sCSDS wykazują objawy podobne do polidypsji i hiperfagii po wzroście masy ciała i zwiększonej zawartości wody w organizmie13. W tym raporcie przedstawiono protokół ustanawiania modelu myszy sCSDS i omówiono użyteczność tego modelu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badania na zwierzętach zostały zatwierdzone i spełniły wytyczne zarówno Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Uniwersytetu Ibaraki, jak i Ministerstwa Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii (MEXT), Japonia (Powiadomienie nr 71). Pełny przegląd protokołu przedstawiono na rysunku 1.

1. Aparatura

  1. Przygotuj dwa rodzaje klatek: klatkę pojedynczą (szer. [W] × głębokościową [D] × wys. = 143 mm × 293 mm × 148 mm), oraz klatkę "social defeat (SD)" (szer. × D × wys. = 220 mm × 320 mm × 135 mm).
  2. Jak pokazano na rysunku 2, podziel klatkę SD na dwie komory za pomocą akrylowej przezroczystej przegrody z płyty (o grubości 5 mm) z 15 okrągłymi otworami (matryca 3 × 5: średnica 8 mm).
  3. Zdobądź wióry do golenia drewna wykonane ze świerków, granulki żywności z oczyszczonej diety i butelkę z wodą pitną. Ponadto zaopatrz się w ręczniki papierowe, maseczkę i rękawiczki lateksowe.
  4. Do testu interakcji społecznych przygotuj arenę na otwartym polu (szer. × gł. × wys. = 40 cm × 40 cm × 40 cm) wykonaną z szarego polichlorku winylu, obciążnik wykonany ze stali (190 g) oraz plastikowe pudełko do interakcji (szer. × gł. × wys. = 10 cm × 10 cm × 13 cm; 100 g) z trzema oknami z siatki drucianej (szer. × gł. = 5 cm × 5 cm) (ryc. 3).
  5. Umieść kamerę CCD (2,8–12 mm; F = 1:1,4; 1/3 cala CCD) oraz zautomatyzowany system śledzenia w pomieszczeniu do testów behawioralnych w obiekcie dla zwierząt. Umieść odpowiednią półkę na klatki dla myszy w pomieszczeniu do testów behawioralnych, aby przyzwyczaić myszy do środowiska pomieszczenia testowego przez co najmniej 30 minut.

2. Przyzwyczajenie do środowiska

  1. Użyj samców myszy C57BL/6JJmsSlc (B6) w wieku 7 tygodni i samców myszy Slc:ICR (ICR) w wieku powyżej 5 miesięcy i dostarcz je do placówki z firmy zajmującej się hodowlą zwierząt.
  2. Niezależnie przenieś dwie grupy myszy B6 (n = 12 w każdej grupie) do placówki; użyj jednej grupy (myszy B6) do badania przesiewowego agresywnych myszy ICR, a drugiej grupy (myszy B6) do opracowania modelu sCSDS.
  3. Wprowadź myszy ICR (n = 12) do placówki w celu zbadania ich agresywnych zachowań.
  4. Myszy należy trzymać pojedynczo w pojedynczych klatkach przez 1 tydzień w 12-godzinnym cyklu światło-ciemność (około 100 luksów światła fluorescencyjnego, światło włącza się o 08:00) przy stałej temperaturze (około 23 °C) i wilgotności (około 40%), aby przyzwyczaić je do środowiska. Podziel każdą klatkę, umieszczając między klatkami białe plastikowe deski, aby myszy nie były dotknięte zachowaniami sąsiednich myszy.
  5. Spraw, aby granulki żywności z oczyszczonej diety i woda z odwróconej osmozy były dostępne ad libitum. Używaj karmy AIN-93G, ponieważ składniki innych nieoczyszczonych granulek dietetycznych mogą się różnić.
  6. Codziennie mierz masę ciała, spożycie pokarmu (FI) i spożycie wody (WI) myszy. Oblicz przyrost masy ciała (BWG) od pierwszego dnia.

3. Badania przesiewowe agresywnych myszy ICR

  1. Po przyzwyczajeniu przez 1 tydzień, jak wspomniano powyżej, przebadaj myszy ICR (rezydenta) za pomocą testów rezydent-intruz przez 3-minutową próbę z myszami przesiewowymi B6 (intruz; 8 tygodni) po południu (14:00-17:00) przy oświetleniu około 300 luksów w pomieszczeniu mieszkalnym.
    1. W szczególności przetestuj każdą mysz ICR przez trzy próby dziennie przez 5 kolejnych dni (w sumie 15 prób) na wielu różnych myszach B6, jak to możliwe, aby dowiedzieć się, które myszy ICR wykazują wysoką agresję wobec intruzów. Podczas testów rejestruj opóźnienie ataku i czas trwania agresywnego zachowania (szybkie ruchy z gryzieniem ataku).
  2. Zidentyfikuj hiperagresywne myszy ICR, sprawdzając rany po uszkodzeniach myszy intruzów B6 po każdej próbie.
  3. Oblicz stosunek prób, w których opóźnienie ataku jest mniejsze niż 30 sekund, jako pierwszy wskaźnik wyniku agresji.
  4. Oblicz stosunek prób, w których opóźnienie ataku jest mniejsze niż 3 minuty, jako drugi wskaźnik wyniku agresji.
  5. Oceń wyniki agresji z pierwszego indeksu. Użyj drugiego indeksu, gdy pierwszy indeks jest równy.
  6. Wybierz myszy ICR, które miały wysokie wyniki agresji bez hiperagresywnych zachowań, jako myszy agresywne ICR. Używaj agresywnych myszy ICR wielokrotnie przez następny zestaw eksperymentów do około 12 miesiąca życia; jednak przed każdym eksperymentem należy przeprowadzić proces przesiewowy dla agresywnych myszy ICR, jak opisano powyżej, aby potwierdzić agresywność myszy ICR.
  7. Po każdej sesji badania przesiewowego zapisuj stopień obrażeń myszy B6 wykonujących badania przesiewowe. Jeśli mysz jest ranna, odizoluj ją w jednej klatce i obserwuj postępy, sprawdzając przyrost masy ciała, przyjmowanie pokarmu i wodę. W przypadku ciężkich ran, które wpływają na fizjologię i zachowanie myszy, poddać ich eutanazji zgodnie z lokalnymi wytycznymi IACUC.

4. sCSDS

  1. Wprowadź badane myszy B6 7 dni przed (dzień -6) dniem początkowej ekspozycji na stres (dzień 1) i trzymaj myszy pojedynczo w pojedynczych klatkach, aby przyzwyczaić je do środowiska.
  2. Trzy dni przed dniem 1 (w dniu -2) przenieś agresywne myszy ICR do przedziału każdej klatki SD, który jest podzielony akrylową przegrodą, aby umożliwić myszom ustanowienie swoich terytoriów w klatkach SD (ta sama liczba badanych myszy B6).
  3. Podziel klatki SD za pomocą białych ścianek działowych, tak jak w przypadku pojedynczej klatki opisanej powyżej.
  4. W przypadku niezestresowanych myszy kontrolnych B6 przygotuj klatki SD (połowa liczby myszy), aby trzymać myszy w parach; umieść dwie myszy w każdym przedziale podzielonym przegrodą w klatce SD na 10 dni.
  5. Po codziennych pomiarach BWG, FI i WI w dniu 1, umieść myszy B6 w jednej z komór klatki SD (klatka domowa mieszkańca) po południu (14:00–16:00) przy oświetleniu o natężeniu około 300 luksów w pomieszczeniu mieszkalnym i zmierz czas kontaktu fizycznego od pierwszego ugryzienia ataku, aby zakończyć test rezydenta-intruza.
  6. W dniu 1 ustaw czas kontaktu fizycznego na 5 minut od pierwszego ugryzienia ataku i poproś obserwatorów, aby policzyły liczbę ugryzień ataku myszy ICR, które są skierowane preferencyjnie na plecy lub boki przeciwnika, jak opisano przez Miczka i wsp.20, aby określić stopień stresu fizycznego u myszy B6.
  7. Po czasie kontaktu fizycznego uratuj myszy B6 i sprawdź oraz zapisz ich stan futra i rany. Następnie umieść myszy B6 w innym pomieszczeniu obok myszy ICR w klatkach SD do momentu wystawienia na stres fizyczny następnego dnia.
  8. Ponieważ akrylowa przegroda w klatce SD jest przezroczysta i zawiera otwory, należy wystawić myszy B6 na różne stresy emocjonalne, w tym bodźce wzrokowe, słuchowe i węchowe, od myszy ICR w sąsiedniej komorze klatki SD przez 24 godziny każdego dnia.
  9. Codziennie mierz BWG, FI i WI myszy kontrolnych B6, a następnie umieść je w każdej komorze w klatkach SD na 1 dzień.
  10. W dniu 2, po codziennych pomiarach BWG, FI i WI, wprowadź badane myszy B6 na terytoria innych myszy ICR, aby wystawić je na stres fizyczny.
  11. Ustaw czas kontaktu fizycznego na 4,5 minuty od pierwszego ukąszenia ataku w dniu 2 i policz liczbę ukąszeń ataku.
  12. Przenieś myszy kontrolne B6 do różnych przegródek i zmieniaj kombinacje par, aby każdego dnia tasować rozmieszczenie i partnera par.
  13. Skróć czas kontaktu fizycznego o 0,5 minuty dziennie, tak aby czas trwania w dniu 10 był ustawiony na 0,5 minuty od pierwszego ukąszenia ataku.
  14. W dniu 7 wymień około połowy wiórów drzewnych we wszystkich przegródkach w klatkach SD.
  15. Po ekspozycji na ostatni stres fizyczny w 10 dniu, przenieś myszy B6 do pojedynczych klatek. Podobnie jak w przypadku myszy B6, przenieś myszy kontrolne B6 do pojedynczych klatek w dniu 10.
  16. Jeśli mysz ICR nie wykazuje żadnych ugryzień przez 5 minut w każdym badaniu w dniach od 1 do 10, należy przerwać badanie. Zamień mysz ICR na zapasowe agresywne myszy ICR i przeprowadź alternatywne badanie dla badanej myszy B6.
  17. Jeśli mysz jest zraniona, odizoluj ją w jednej klatce i obserwuj postępy, sprawdzając przyrost masy ciała, spożycie pokarmu i wodę. Postępuj zgodnie z wytycznymi IACUC dotyczącymi analgezji. W przypadku ciężkich ran, które wpływają na fizjologię i zachowanie myszy, należy je poddać eutanazji zgodnie z lokalnymi wytycznymi IACUC.

5. Test Unikania Społecznego (Test Interakcji Społecznej)

  1. Wykonaj testy behawioralne pod kątem unikania społecznego rano (09:00–12:00) 11 dnia.
  2. Trzydzieści minut przed badaniem przenieś klatki myszy kontrolnych i badanych B6 na półkę (słabe światło mniejsze niż 1 luks) w pomieszczeniu do testów behawioralnych przy oświetleniu mniejszym niż 20 luksów, aby umożliwić im przyzwyczajenie się do środowiska.
  3. Aby zmniejszyć efekty kolejności, naprzemiennie testuj myszy kontrolne i badane B6.
  4. Wyczyść arenę na otwartym polu (oświetloną światłem o natężeniu 20 luksów na środku pola) i plastikowe pudełko interakcyjne za pomocą ręczników papierowych nasączonych 70% etanolem przed testem behawioralnym dla każdej myszy, aby usunąć kał, mocz i wszelkie zapachy.
  5. Umieść nieznaną mysz ICR (nie używaną jako agresor) z pojedynczej klatki w pobliżu aparatu do pracy na otwartym polu.
  6. Umieść mysz B6 w otwartym polu wolnego pola interakcji, jak pokazano na rysunku 4. Monitoruj i analizuj jego zachowanie przez 2,5 minuty za pomocą systemu automatycznej analizy (opisanego w kroku 5.10).
  7. Po pierwszej próbie usuń mysz B6 z pola i umieść ją w klatce domowej.
  8. Następnie umieść nieznanego samca myszy ICR (cel społeczny) w polu interakcji, a następnie wprowadź mysz B6 na otwarte pole i monitoruj jej zachowanie przez 2,5 minuty.
  9. Po drugiej próbie przywróć myszy B6 i ICR do ich klatek domowych i oczyść pole i pudełko interakcji, jak wspomniano powyżej.
  10. Powtórz te kroki dla każdej myszy B6, aby przetestować jej zachowanie społeczne. Podczas każdej próby nagrywaj filmy z widokiem z góry za pomocą kamery CCD.
    1. Po testach behawioralnych oblicz czas spędzony w strefie interakcji (w sekundach) i w strefie narożnej (w sekundach) dla każdej próby, jak pokazano w Goto i wsp. 13. Oceń pozycję myszy na podstawie środka myszy.
    2. Oblicz wyniki interakcji społecznych jako 100 × (czas interakcji, z celem)/(czas interakcji, bez celu), postępując zgodnie z metodami opublikowanymi w Krishnan i wsp.Lokal mieszkalny 21.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby monitorować stopień stresu fizycznego w okresie ponad 10 dni, badacz ręcznie zliczał liczbę ugryzień zadanych przez myszy ICR. Rysunek 5A przedstawia wartości indywidualne dla liczby otrzymanych ugryzień. W wczesnej fazie odnotowano znaczną zmienność (około 10–120 ugryzień w dniu 1.), jednak zmienność ta zmniejszyła się w późniejszej fazie (około 5–20 ugryzień w dniu 10.). Rysunek 5B wskazuje, że średnia liczba otrzymanych ugryzień stopniowo malała w czasie, ponieważ skracał się czas...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Stwierdzono zdecydowane różnice w masie ciała między myszami sCSDS a myszami CSDS poddanymi standardowemu protokołowi CSDS (od 5 do 10 minut kontaktu fizycznego z agresorami dziennie)19. Myszy sCSDS wykazywały zwiększoną BWG w okresie stresu, podczas gdy standardowe myszy CSDS wykazywały spadek masy ciała w okresie stresu21,22,23. Istnieje zasadnicza różnica między tymi dwoma protokołami pod względem całkowitego czasu trwania kontaktu fizycznego z agresorami podczas 10-dniowego okresu stresu. Podcza...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Autorzy dziękują doktorom Kentaro Nagaoka (Uniwersytet Rolnictwa i Technologii w Tokio) oraz Wataru Iio (Prefektura Ibaraki) za pomocną dyskusję. Badania te były częściowo wspierane przez Ibaraki University Cooperation between Agriculture and Medical Science (IUCAM) (The MEXT, Japonia) oraz Projekt Badawczy dotyczący Rozwoju Produktów Rolnych i Żywności o Korzyściach Zdrowotnych (NARO) (MAFF, Japonia).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
pojedyncza klatkaCharles River Laboratories Japoniaszerokość [W] i czasy; głębokość [D] & razy; wysokość [H] = 143 &razy; 293 &razy; 148 mm
Klatka MNatsume SeisakushoW &; D i czasy; H = 220 &razy; 320 i razy; 135 mm
WhiteflakeCharles River Laboratories JaponiaWióry do golenia drewna wykonane ze świerków
AIN-93GDrożdże orientalneGranulki żywności na diecie oczyszczonej
KimtowelNippon Paper Crecia Co.Ręczniki papierowe
arena na otwartym poluO' Hara & Współ.wykonane z szarego polichlorku winylu

Bibliografia

  1. Heim, C., Binder, E. B. Current research trends in early life stress and depression: Review of human studies on sensitive periods, gene-environment interactions, and epigenetics. Exp. Neurol. 233 (1), 102-111 (2012).
  2. Whiteford, H. A., et al. Global burden of disease attributable to mental and substance use disorders: findings from the Global Burden of Disease Study 2010. Lancet. 382 (9904), 1575-1586 (2013).
  3. Ferrari, A. J., et al. The Burden Attributable to Mental and Substance Use Disorders as Risk Factors for Suicide: Findings from the Global Burden of Disease Study 2010. PLoS ONE. 9 (4), e91936(2014).
  4. Flint, J., Kendler, K. S. The genetics of major depression. Neuron. 81 (3), 484-503 (2014).
  5. Nestler, E. J., et al. Neurobiology of Depression. Neuron. 34 (1), 13-25 (2002).
  6. Gold, P. W., Chrousos, G. P. Organization of the stress system and its dysregulation in melancholic and atypical depression: high vs low CRH/NE states. Mol. Psychiatry. 7 (3), 254-275 (2002).
  7. O'Keane, V., Frodl, T., Dinan, T. G. A review of atypical depression in relation to the course of depression and changes in HPA axis organization. Psychoneuroendocrinology. 37 (10), 1589-1599 (2012).
  8. Nestler, E. J., Hyman, S. E. Animal models of neuropsychiatric disorders. Nat. Neurosci. 13 (10), 1161-1169 (2010).
  9. Katz, R. J. Animal models and human depressive disorders. Neurosci. Biobehav. Rev. 5 (2), 231-246 (1981).
  10. Krishnan, V., Nestler, E. J. Animal models of depression: molecular perspectives. Curr. Top. Behav. Neurosci. 7, 121-147 (2011).
  11. Kudryavtseva, N. N., Bakshtanovskaya, I. V., Koryakina, L. A. Social model of depression in mice of C57BL/6J strain. Pharmacol. Biochem. Behav. 38 (2), 315-320 (1991).
  12. Miczek, K. A., Yap, J. J., Covington, H. E. 3rd Social stress, therapeutics and drug abuse: preclinical models of escalated and depressed intake. Pharmacol. Ther. 120 (2), 102-128 (2008).
  13. Goto, T., et al. Subchronic and mild social defeat stress accelerates food intake and body weight gain with polydipsia-like features in mice. Behav. Brain Res. 270, 339-348 (2014).
  14. Goto, T., Kubota, Y., Toyoda, A. Plasma and Liver Metabolic Profiles in Mice Subjected to Subchronic and Mild Social Defeat Stress. J. Proteome Res. , (2014).
  15. Iio, W., Matsukawa, N., Tsukahara, T., Kohari, D., Toyoda, A. Effects of chronic social defeat stress on MAP kinase cascade. Neurosci. Lett. 504 (3), 281-284 (2011).
  16. Iio, W., et al. Effects of chronic social defeat stress on peripheral leptin and its hypothalamic actions. BMC Neurosci. 15 (72), (2014).
  17. Iio, W., et al. Anorexic behavior and elevation of hypothalamic malonyl-CoA in socially defeated rats. Biochem. Biophys. Res. Commun. 421 (2), 301-304 (2012).
  18. Crawley, J. N. What's Wrong With My Mouse?: Behavioral Phenotyping of Transgenic and Knockout Mice. , 2nd ed, John Wiley & Sons Inc. Hoboken. 978-970 (2007).
  19. Golden, S. A., Covington, H. E. 3rd, Berton, O., Russo, S. J. A standardized protocol for repeated social defeat stress in mice. Nat. Protoc. 6 (8), 1183-1191 (2011).
  20. Miczek, K. A., Maxson, S. C., Fish, E. W., Faccidomo, S. Aggressive behavioral phenotypes in mice. Behav. Brain Res. 125, 167-181 (2001).
  21. Krishnan, V., et al. Molecular adaptations underlying susceptibility and resistance to social defeat in brain reward regions. Cell. 131 (2), 391-404 (2007).
  22. Chuang, J. C., et al. A beta3-adrenergic-leptin-melanocortin circuit regulates behavioral and metabolic changes induced by chronic stress. Biol. Psychiatry. 67 (11), 1075-1082 (2010).
  23. Warren, B. L., et al. Neurobiological sequelae of witnessing stressful events in adult mice. Biol. Psychiatry. 73 (1), 7-14 (2013).
  24. Savignac, H. M., et al. Increased sensitivity to the effects of chronic social defeat stress in an innately anxious mouse strain. Neuroscience. 192, 524-536 (2011).
  25. Green, J. G., et al. Childhood Adversities and Adult Psychiatric Disorders in the National Comorbidity Survey Replication I: associations with first onset of DSM-IV disorders. Arch. Gen. Psychiatry. 67 (2), 113-123 (2010).
  26. Miniati, M., et al. Clinical characteristics and treatment outcome of depression in patients with and without a history of emotional and physical abuse. J. Psychiatr. Res. 44 (5), 302-309 (2010).
  27. Tao, M., et al. Examining the relationship between lifetime stressful life events and the onset of major depression in Chinese women. J. Affect. Disord. 135 (1-3), 95-99 (2011).
  28. Valente, S., Fisher, D. Recognizing and managing psychogenic polydipsia in mental health. J. Nurse Pract. 6 (7), 546-550 (2010).
  29. Dundas, B., Harris, M., Narasimham, M. Psychogenic Polydipsia Review: Etiology, Differential, and Treatment. Curr. Psychiatry Rep. 9 (3), 236-241 (2007).
  30. Tsumura, K., et al. Downregulation of AQP2 expression in the kidney of polydipsic STR/N mice. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 290 (2), F478-F485 (2006).
  31. Flores, P., et al. Schedule-Induced Polydipsia: Searching for the Endophenotype of Compulsive Behavior. World J. Neurosci. 4, 253-260 (2014).
  32. Cryan, J. F., Dinan, T. G. Mind-altering microorganisms: the impact of the gut microbiota on brain and and behaviour. Nat. Rev. Neurosci. 13 (10), 701-712 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Subchroniczny agodny stres zwi zany z pora k spo ecznmodel stresu wynikaj cego z pora ki spo ecznejmysi model depresjiprzyrost masy cia a indukowany stresemtest interakcji spo ecznychpomiar spo ycia pokarmu i wodymonitorowanie masy cia aprzesiew agresywnych myszytest otwartego polachroniczny stres zwi zany z pora k spo eczn
Mysi model podchronicznego i łagodnego stresu porażki społecznej w celu zrozumienia deficytów behawioralnych i fizjologicznych wywołanych stresem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.