Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model udaru zakrzepowego oparty na przejściowym niedotlenieniu-niedokrwieniu mózgu

14.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52978

⸱

18 sierpnia 2015

 , 
1Department of Pediatrics, Division of Neurology, The Emory University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Modele udaru zakrzepowo-zatorowego są kluczowymi narzędziami do optymalizacji terapii rekanalizacyjnej. W tym miejscu przedstawiamy mysi model udaru zakrzepowego oparty na przejściowym niedotlenieniu niedotlenienia i niedokrwieniu mózgu (tHI), które wywołuje zakrzepicę i zawał oraz pozytywnie reaguje na fibrynolizację za pośrednictwem tkankowego aktywatora plazminogenu (tPA) w oknie terapeutycznym podobnym do tych u pacjentów po udarze.

Streszczenie

Badania nad udarem mózgu napotkały wiele niepowodzeń w przekładaniu terapii neuroprotekcyjnych na praktykę kliniczną. W przeciwieństwie do tego, terapia w świecie rzeczywistym (tromboliza tPA) rzadko przynosi korzyści w modelach eksperymentalnych opartych na mechanicznej okluzji, które dominują w przedklinicznych badaniach nad udarem. Ten podział na ławkę rezerwowych i przyłóżkowych sugeruje potrzebę zastosowania modeli reagujących na tPA w przedklinicznych badaniach nad udarem. W tym celu wynaleziono i opisano tutaj prosty i reaktywny model udaru zakrzepowego reagującego na tPA. Model ten polega na przejściowym zamknięciu jednostronnej tętnicy szyjnej wspólnej i dostarczaniu 7,5% tlenu przez maskę twarzową u dorosłych myszy przez 30 minut, przy jednoczesnym utrzymaniu temperatury odbytnicy zwierzęcia na poziomie 37,5 ± 0,5 °C. Chociaż odwracalne podwiązanie jednostronnej tętnicy szyjnej lub niedotlenienie hamowało przepływ krwi w mózgu tylko przejściowo, połączenie obu urazów spowodowało trwałe deficyty reperfuzyjne, odkładanie się fibryny i płytek krwi oraz duży zawał w obszarze zaopatrywanym w tętnicę środkową mózgu. Co ważne, wstrzyknięcie rekombinowanego tPA do żyły ogonowej w 0,5, 1 lub 4 godziny po tHI (10 mg/kg) zapewniło zależne od czasu zmniejszenie śmiertelności i wielkości zawału. Ten nowy model udaru jest prosty i może być ustandaryzowany w różnych laboratoriach w celu porównania wyników eksperymentalnych. Ponadto indukuje zakrzepicę bez kraniektomii lub wprowadzania wstępnie uformowanych zatorów. Biorąc pod uwagę te wyjątkowe zalety, model tHI jest użytecznym uzupełnieniem repertuaru przedklinicznych badań nad udarem.

Wprowadzenie

Tromboliza i rekanalizacja to najskuteczniejsza terapia ostrego udaru niedokrwiennego w praktyce klinicznej1. Jednak większość przedklinicznych badań nad neuroprotekcją przeprowadzono w przejściowym modelu obturacji mechanicznej (niedrożność środkowej tętnicy mózgowej szwem śródświetlnym), który powoduje szybkie przywrócenie przepływu krwi w mózgu po usunięciu niedrożności naczyń i wykazuje niewielkie lub żadne korzyści z trombolizy tPA. Sugeruje się, że wątpliwy wybór modeli udaru przyczynił się, przynajmniej częściowo, do trudności w przełożeniu terapii neuroprotekcyjnej na pacjentów2,3. W związku z tym coraz częściej mówi się o stosowaniu modeli udaru zakrzepowo-zatorowego reagujących na tPA w badaniach przedklinicznych, ale takie modele mają również problemy techniczne (patrz Dyskusja)4-7. W tym miejscu opisano nowy model udaru zakrzepowego oparty na jednostronnym przemijającym zakażeniu niedotlenieniowo-niedokrwiennym (tHI) i jego odpowiedziach na dożylną terapię tPA8.

Model udaru tHI został opracowany na podstawie procedury Levine'a (stałe podwiązanie jednostronnej tętnicy szyjnej wspólnej, po którym następuje ekspozycja na przejściowe niedotlenienie w komorze), która została wynaleziona do eksperymentów na dorosłych szczurach w 1960 9roku. Oryginalna procedura Levine'a odeszła w zapomnienie, ponieważ powodowała tylko zmienne uszkodzenia mózgu, ale ta sama zniewaga spowodowała konsekwentną neuropatologię u młodych gryzoni, gdy została ponownie wprowadzona przez Roberta Vannucciego i jego współpracowników jako model encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej noworodków (HIE) w 1981roku. W ostatnich latach niektórzy badacze ponownie dostosowali model Levine'a-Vannucciego do dorosłych myszy, dostosowując temperaturę w komorze hipoksyjnej11. Jest prawdopodobne, że niespójne uszkodzenia mózgu w oryginalnej procedurze Levine'a mogą wynikać z wahań temperatury ciała dorosłych gryzoni w komorze niedotlenienia. Aby przetestować tę hipotezę, zmodyfikowaliśmy procedurę Levine'a, podając gaz hipoksyjny przez maskę na twarz, utrzymując temperaturę rdzenia gryzonia na poziomie 37 °C na stole operacyjnym12. Zgodnie z oczekiwaniami, rygorystyczna kontrola temperatury ciała znacznie zwiększyła odtwarzalność patologii mózgu wywołanej przez HI. Zniewaga HI wyzwala również krzepnięcie, autofagię oraz uszkodzenie istoty szarej i białej13. Inni badacze również wykorzystali model HI do zbadania reakcji zapalnych po udarze14.

Unikalną cechą modelu udaru HI jest to, że ściśle podąża on za triadą tworzenia skrzeplin Virchowa, w tym zastojem przepływu krwi, uszkodzeniem śródbłonka (np. z powodu stresu oksydacyjnego wywołanego przez HI) i nadkrzepliwością (aktywacja płytek krwi wywołana przez HI) (Rysunek 1A)15. W związku z tym model HI może uchwycić niektóre mechanizmy patofizjologiczne istotne dla rzeczywistego udaru niedokrwiennego. Mając na uwadze tę ideę, udoskonaliliśmy model HI o odwracalne podwiązanie jednostronnej tętnicy szyjnej wspólnej (a zatem w celu stworzenia przejściowej zniewagi HI) i przetestowaliśmy jego reakcje na trombolizę tPA z edarawonem lub bez niego. Edaravone jest środkiem zmiatającym wolne rodniki, zatwierdzonym już w Japonii do leczenia udaru niedokrwiennego w ciągu 24 godzin od wystąpienia9 dni. Nasze eksperymenty wykazały, że już po 30 minutach przejściowe HI wywołuje zawał zakrzepowy, a połączone leczenie tPA-edarawonem przynosi synergistyczne korzyści8. W tym miejscu opisano szczegółowe procedury chirurgiczne i uwarunkowania metodologiczne modelu tHI, który można wykorzystać do optymalizacji leczenia reperfuzyjnego ostrego udaru niedokrwiennego mózgu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ten protokół został zatwierdzony przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Uniwersytetu Emory i jest zgodny z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych.

1. Konfiguracja

  1. Przygotować łóżko operacyjne na podkładce rozgrzewającej podłączonej do pompy ciepła o temperaturze 37 °C przez co najmniej 15 minut przed zabiegiem. Umieść wałek na szyję za pomocą cylindra strzykawki o pojemności 3 ml na łóżku chirurgicznym. Przygotuj gaz anestezjologiczny z 2% izofluranem w powietrzu medycznym.
  2. Przygotuj autoklawizowane kleszcze, nożyczki, uchwyty na mikroigły, hemostat, waciki i szwy. Przygotuj klej tkankowy i maść do oczu.
  3. Skonfiguruj system hipoksji i regulatory temperatury z lampą grzewczą i sondą doodbytniczą. Przygotować gaz hipoksyjny z 2% izofluranem w 7,5%O2 zrównoważonym przez 92,5% N2.
  4. Na godzinę przed zabiegiem myszy są znieczulone przez podskórne wstrzyknięcie meloksykamu o powolnym uwalnianiu (4,0 mg/kg).

2. Przejściowe niedotlenienie-niedokrwienie mózgu (Rysunek 1B)

  1. Znieczulić 10-13 tygodniowych samców myszy C57BL/6 o wadze od 22 do 30 g w komorze indukcyjnej znieczulenia 3% izofluranem, aż zwierzę przestanie reagować na ściskanie stopy, a następnie usunąć włosy na prawej szyi za pomocą golarki elektronicznej.
  2. Umieść myszy na łóżku chirurgicznym połączonym z 2% izofluranem w powietrzu medycznym o natężeniu przepływu 2 l/min. Zabezpiecz kończyny przednie rozciągnięte wzdłuż rolki szyi po bokach za pomocą taśmy medycznej.
  3. Oczyść miejsce operacji do nacięcia betadyną, a następnie alkoholem, a następnie wacikami.
  4. Pod mikroskopem preparacyjnym wykonaj 0,5 cm nacięcie prawej szyjki macicy za pomocą prostych kleszczy i mikronożyczek około 0,2 cm w bok od linii środkowej skóry.
  5. Użyj pary drobno ząbkowanych kleszczy, aby rozdzielić powięź i tkankę, aby odsłonić prawą wspólną tętnicę szyjną (RCCA). Ostrożnie oddziel RCCA od nerwu błędnego za pomocą pary cienkich, gładkich kleszczyków.
  6. Żywy węzeł dwa wstępnie przycięty jedwabny szew 5-0 (rozpinany) na RCCA, a następnie zszyj skórę za pomocą nylonowego szwu monofilamentowego 4-0 (ryc. 1C).
  7. Nałóż maść na oczy na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  8. Szybko przenieś myszy do systemu hipoksji i umieść nos i usta w masce na twarz z 2% izofluranem w 7,5%O2 przy natężeniu przepływu 0,5-1 l/min przez 30 minut.
    1. Podczas niedotlenienia należy używać regulatorów temperatury z lampami grzewczymi, aby kontrolować temperaturę w odbycie na poziomie 37,5 ± 0,5 °C. Monitorować częstość oddechów przy 80-120 oddechach/min. Utrzymanie temperatury ciała powyżej 37 °C podczas niedotlenienia jest ważne dla uzyskania stałego zawału mózgu. Niska częstość oddechów występuje zwykle po 20 minutach niedotlenienia. Zdejmij maskę na twarz i pozwól na normalny dopływ powietrza, jeśli częstość oddechów spadnie poniżej 40. Trwa to 1-2 minuty i nie wlicza się do 30-minutowego czasu trwania niedotlenienia.
  9. Po niedotlenieniu przenieś myszy na łóżko chirurgiczne i zwolnij dwa szwy z RCCA. Zamknij ranę za pomocą kleju tkankowego, a następnie włóż myszy z powrotem do klatki. Należy wykluczyć zwierzęta, jeśli oba z dwóch żywych węzłów zostaną nieoczekiwanie uwolnione po niedotlenieniu.
  10. Monitoruj myszy przez 5-10 minut, aby wyzdrowieć z niedotlenienia i znieczulenia. Umieść zwilżoną karmę w klatce i zwróć ją do placówki opieki nad zwierzętami.
    Uwaga: Zwierzęta wykazujące łagodne lub ciężkie zachowanie krążące po 24 godzinach od tHI są skorelowane z zawałem mózgu. Większość zwierząt z objawami napadowymi umiera przed upływem 24 godzin po tHI.

3. Laserowe obrazowanie kontrastowe plamki

Uwaga: Chociaż nie jest to niezbędna procedura modelu tHI, dwuwymiarowy system obrazowania z kontrastem laserowym16 może być użyty do scharakteryzowania zmian przepływu krwi w mózgu (CBF) podczas lub po przejściowym niedotlenieniu-niedokrwieniu. Aby udokumentować zmiany CBF w ramach tHI, należy zarejestrować bezpośrednio po kroku 2.6. Alternatywnie, aby porównać odzyskiwanie CBF po znieważeniu tHI, procedury te można wykonać zgodnie z krokiem 2.10.

  1. Umieść znieczuloną mysz w pozycji leżącej i wykonaj nacięcie linii środkowej o długości 1 cm na skórze głowy z odsłoniętą, ale nieotwartą czaszką.
  2. Monitoruj CBF w obu półkulach mózgowych pod kamerą do obrazowania przepływu krwi zgodnie z protokołem producenta i rozpocznij rejestrowanie przepływu krwi w mózgu natychmiast po operacji CCAO (krok 2.6). Kontynuuj przez 50 minut.
  3. Pokaż obraz CBF z dowolnymi jednostkami w 16-kolorowej palecie i analizuj w czasie rzeczywistym wybrane obszary za pomocą oprogramowania MoorFLPI postępując zgodnie z instrukcjami producenta (Rysunek 2).
  4. Po nagraniu obrazu CBF zamknij skórę głowy klejem tkankowym i wróć zwierzę do klatki.

4. Administracja tPA

  1. Wstrzyknąć zwierzętom w żyłę ogonową rozpuszczalnik lub 10 mg/kg rekombinowanego tPA (220-300 μl z 1 mg/m tPA) po 0,5, 1 lub 4 godzinach po tCCAo plus hipoksja (ryc. 4).

5. Wykrywanie uszkodzeń mózgu z kilkoma różnymi opcjami

Uwaga: Aby pobrać próbki mózgu, poddaj myszy eutanazji po 1, 4 lub 24 godzinach od tHI.

  1. Przeprowadzić ilościowe oznaczanie objętości zawału metodą chlorku 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC) in vivo po 24 godzinach od uszkodzenia tHI, jak opisano wcześniej. 17
    1. Wstrzyknąć zwierzętom dootrzewnowo 1,4 M roztworu mannitolu (~0,1 ml/g masy ciała) 30 minut przed perfuzją przezsercową. Myszy z perfuzją przezsercową z PBS, a następnie 10 ml 2% TTC.
    2. Po 10 minutach usunąć mózg zwierząt za pomocą narzędzi chirurgicznych i umieścić w 4% paraformaldehydzie w celu utrwalenia na noc i pokroić na grubość 1 mm za pomocą wibratomu.
    3. Zrób serię czterech przekrojów szkiełka mózgowego za pomocą mikroskopu cyfrowego i określ ilościowo objętość zawału jako stosunek obszaru zawału (biały obszar po prawej stronie) do obszaru nieuszkodzonej, przeciwległej półkuli za pomocą oprogramowania ImageJ.
  2. Alternatywnie, wykonaj tworzenie zakrzepicy przez immunofluorescencję po 1 godzinie po zniewadze tHI.
    1. Zamroź unieruchomiony mózg w związku O.C.T. i podziel mózgi na części o grubości 12 μm za pomocą kriostatu.
    2. Inkubować szkiełko mózgowe z króliczym przeciwciałem anty-fibrynogenowym (1:100), a następnie kozim barwnikiem anty-króliczym Alexa Fluro 488 (1:200), aby obserwować fluorescencję pod mikroskopem fluorescencyjnym.
  3. Alternatywnie, wykonaj niedrożność naczyń krwionośnych poprzez wstrzyknięcie do żyły ogonowej 100 μl 2% niebieskiego barwnika Evansa po 4 godzinach od zniewagi tHI.
    1. Poddaj myszy eutanazji i szybko odetnij głowę, aby usunąć mózgi do 4% paraformaldehydu po wstrzyknięciu niebieskiego Evansa. Uwaga: Niebieskie krążenie Evansa zajmuje 5-10 minut z niebieskim kolorem zarówno przednich, jak i tylnych kończyn.
    2. Utrwal mózgi o grubości 100 μm za pomocą przesuwanego mikrotomu i obserwuj fluorescencję za pomocą filtra emisyjnego 680 nm pod mikroskopem fluorescencyjnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Do porównania zmian przepływu krwi mózgowej (CBF) wywołanych przez 30-minutowe przejściowe jednostronne zamknięcie tętnicy szyjnej (tCCAO), 30-minutową ekspozycję na hipoksję (7,5% tlenu) oraz 30-minutowe jednostronne podwiązanie tętnicy szyjnej w warunkach hipoksji (tHI), zastosowano dwuwymiarowe obrazowanie kontrastu plamek laserowych (LSCI)16. Eksperyment ten wykazał, że tCCAO w warunkach normoksji obniżyło CBF w półkuli z podwiązaną tętnicą szyjną do poziomu ok. 50% wartości bazowej, która szybko powróciła...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Udar mózgu jest poważnym problemem zdrowotnym o rosnącym znaczeniu dla każdego społeczeństwa ze starzejącą się populacją. Na całym świecie udar mózgu jest drugą najczęstszą przyczyną zgonów z szacunkową liczbą 5,9 miliona śmiertelnych zdarzeń w 2010 r., co odpowiada 11,1% wszystkich zgonów18. Udar mózgu jest również trzecią najczęstszą przyczyną utraconych lat życia skorygowanych niepełnosprawnością (DALY) na świecie w 2010 r., awansując z piątej pozycji w 1990 r.19. Te dane epidemiologiczne podkreś...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez NS074559 grantowe NIH (dla C. K.). Dziękujemy wszystkim współpracownikom, którzy przyczynili się do powstania naszych artykułów naukowych, na których opiera się niniejszy raport metodologiczny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
dorosły samiec myszyCharles RiverC57BL/6 10-13 tygodni (22-30 g)
Mobilny laboratoryjny system znieczulenia zwierzątVetEquip901807znieczulenie
Zbiornik powietrza medycznego (sprężonego)ZnieczulenieAirgasUN1002
IzofluranPiramal HealthcareNDC 66794-013-25znieczulenie
Wielostanowiskowy system znieczulenia zwierząt laboratoryjnych System dohipoksjiV703501
7,5% O2 zrównoważone przez 92,5% zbiornik N2hipoksjiAirgasUN1956
Regulator temperatury z lampą grzewczą Cole Parmer Regulatory temperaturyEW-89000-10
Sonda doodbytniczaCole Parmer NCI-00141PGRegulatory temperatury
Mikroskop preparacyjny Olimpia Zestaw chirurgicznySZ40
Pompa ciepła z wkładką rozgrzewającąGaymar Konfiguracja chirurgicznaTP700
Kleszcze drobno zakrzywione (ząbkowane)Instrument chirurgicznyFST11370-31
Kleszcze drobno zakrzywione (gładkie)FST11373-12instrument chirurgiczny
mikronożyczkiFST15000-03uchwyty
na mikroigłyFST12060-01instrument chirurgiczny
Halsted-Mosquito hemostatsFST13008-12instrument chirurgiczny
5-0 szew jedwabny Aparat Harvarda624143materiały chirurgiczne
4-0 Nylonowy szew monofilamentowyLOOK766BMateriały chirurgiczne
Klej tkankowyAbbott LaboratoriesNC9855218materiały chirurgiczne
Maść Puralube VetFisherNC0138063 Zapobieganie suchości oczu 
MoorFLPI-2 kamera przepływu krwiMoor780 nmLaserowe obrazowanie kontrastowe
MannitolSigmaM4125in vivo TTC
Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC) SigmaT8877in vivo Sekcja mózgu TTC
VibratomeStoelting51425do in vivo TTC 
Mikroskop cyfrowyDino-LiteAM2111obrazowanie całego mózgu
Związek OCTSakura Finetek4583
koza anty-królik Alexa Fluro 488InvitrogenA11008Immunohistochemia
KriostatVibratomeultrapro 5000sekcja mózgu dla IHC
Evans niebieskiSigmaE2129Wykrywanie naczyń krwionośnych perfuzja
Mikrotomowamikroskopia elektronowa Nauki5000sekcja mózgu do histologii
Avertin (2, 2, 2-tribromoetanol)SigmaT48402eutanazja
Mikroskop fluorescencyjnyOlympusDP73
Meloksykam SRZooPharmZnieczulenie NLPZ
System do narzędzi chirurgicznych Źródło laserowe

Bibliografia

  1. Broderick, J. P., Hacke, W. Treatment of acute ischemic stroke: Part I: recanalization strategies. Circulation. 106 (12), 1563-1569 (2002).
  2. Hossmann, K. A. Pathophysiological basis of translational stroke research. Folia Neuropathol. 47 (3), 213-227 (2009).
  3. Hossmann, K. A. The two pathophysiologies of focal brain ischemia: implications for translational stroke research. J. Cereb. Blood Flow Metab. 32 (7), 1310-1316 (2012).
  4. Macrae, I. M. Preclinical stroke research--advantages and disadvantages of the most common rodent models of focal ischaemia. Br. J. Pharmacol. 164 (4), 1062-1078 (2011).
  5. Niessen, F., Hilger, T., Hoehn, M., Hossmann, K. A. Differences in clot preparation determine outcome of recombinant tissue plasminogen activator treatment in experimental thromboembolic stroke. Stroke. 34 (8), 2019-2024 (2003).
  6. Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
  7. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Prado, R., Ginsberg, M. D. Argon laser-induced arterial photothrombosis. Characterization and possible application to therapy of arteriovenous malformations. J. Neurosurgery. 66 (5), 748-754 (1987).
  8. Sun, Y. Y., et al. Synergy of combined tPA-edaravone therapy in experimental thrombotic stroke. PLoS One. 9, e98807(2014).
  9. Levine, S. Anoxic-ischemic encephalopathy in rats. Am. J. Pathol. 36, 1-17 (1960).
  10. Rice, J. E. 3rd, Vannucci, R. C., Brierley, J. B. The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat. Annals Neurol. 9 (2), 131-141 (1981).
  11. Vannucci, S. J., et al. Experimental stroke in the female diabetic, db/db, mouse. J. Cereb. Blood Flow Metab. 21 (2), 52-60 (2001).
  12. Adhami, F., et al. Cerebral ischemia-hypoxia induces intravascular coagulation and autophagy. Am. J. Pathol. 169 (2), 566-583 (2006).
  13. Shereen, A., et al. Ex vivo diffusion tensor imaging and neuropathological correlation in a murine model of hypoxia-ischemia-induced thrombotic stroke. J. Cereb. Blood Flow Metab. 31 (4), 1155-1169 (2011).
  14. Michaud, J. P., Pimentel-Coelho, P. M., Tremblay, Y., Rivest, S. The impact of Ly6C low monocytes after cerebral hypoxia-ischemia in adult mice. J. Cereb. Blood Flow Metab. 34 (7), e1-e9 (2014).
  15. Zoppo, G. J. Virchow's triad: the vascular basis of cerebral injury. Rev. Neurol. Dis. 5, 12-21 (2008).
  16. Dunn, A. K. Laser speckle contrast imaging of cerebral blood flow. Annals Biomed. Eng. 40 (2), 367-377 (2012).
  17. Sun, Y. Y., Yang, D., Kuan, C. Y. Mannitol-facilitated perfusion staining with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride (TTC) for detection of experimental cerebral infarction and biochemical analysis. J. Neurosci. Methods. 203 (1), 122-129 (2012).
  18. Lozano, R., et al. Global and regional mortality from 235 causes of death for 20 age groups in 1990 and 2010: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study. Lancet. 380 (9859), 2095-2128 (2010).
  19. Murray, C. J., et al. Disability-adjusted life years (DALYs) for 291 diseases and injuries in 21 regions, 1990-2010: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study. Lancet. 380 (9859), 2197-2223 (2012).
  20. Dirnagl, U., Macleod, M. R. Stroke research at a road block: the streets from adversity should be paved with meta-analysis and good laboratory practice. Br. J. Pharm. 157 (7), 1154-1156 (2009).
  21. Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
  22. Khatri, P., et al. Revascularization end points in stroke interventional trials: recanalization versus reperfusion in IMS-I. Stroke. 36 (11), 2400-2403 (2005).
  23. Rosenberg, R. D., Aird, W. C. Vascular-bed--specific hemostasis and hypercoagulable states. New Eng. J. Med. 340 (20), 1555-1564 (1999).
  24. Majid, A., et al. Differences in vulnerability to permanent focal cerebral ischemia among 3 common mouse strains. Stroke. 31 (11), 2707-2714 (2000).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Zator tętnicy szyjnejindukcja hipoksjiterapia tPAmózgowy przepływ krwikwantyfikacja objętości zawałuobrazowanie kontrastowe laserowego plamkowaniabarwienie TTCmikroskopia cyfrowa
Model udaru zakrzepowego oparty na przejściowym niedotlenieniu-niedokrwieniu mózgu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.