Artykuł metodologiczny

Specjalnie zaprojektowane laserowe urządzenie grzewcze do wyzwalanego uwalniania cisplatyny z termoczułych liposomów z prowadzeniem obrazu rezonansu magnetycznego

DOI:

10.3791/53055

⸱

13 grudnia 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Leslie Dan Faculty of Pharmacy, University of Toronto, 2Department of Radiation Oncology, University of Toronto, 3Medical Biophysics, University of Toronto, 4Institute of Biomaterials & Biomedical Engineering, University of Toronto, 5Techna Institute and Radiation Medicine Program, Princess Margaret Cancer Center, University Health Network, 6STTARR Innovation Center, University Health Network, 7Ontario Cancer Institute, University Health Network

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

AN został opracowany specjalnie zaprojektowany laserowy aparat grzewczy kompatybilny z MRI, aby zapewnić miejscowe ogrzewanie guzów podskórnych w celu aktywacji uwalniania czynników z termoczułych liposomów, szczególnie w obszarze guza.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Liposomy zostały wykorzystane jako systemy dostarczania leków do zwalczania guzów litych poprzez wykorzystanie efektu zwiększonej przepuszczalności i retencji (EPR), co skutkuje znacznym zmniejszeniem toksyczności ogólnoustrojowej. Niemniej jednak niewystarczające uwalnianie kapsułkowanego leku z liposomów ograniczyło ich skuteczność kliniczną. Liposomy wrażliwe na temperaturę zostały zaprojektowane tak, aby zapewnić specyficzne dla miejsca uwalnianie leku w celu przezwyciężenia problemu ograniczonej biodostępności leków nowotworowych. Nasze laboratorium zaprojektowało i opracowało aktywowany termicznie termoczuły preparat liposomowy cisplatyny (CDDP), znany jako HTLC, aby zapewnić wyzwalane uwalnianie CDDP w guzach litych. Aktywowane ciepłem dostarczanie in vivo osiągnięto w modelach mysich przy użyciu specjalnie zbudowanego laserowego aparatu grzewczego, który zapewnia konforemny wzór ogrzewania w miejscu guza, co potwierdzono za pomocą termometrii MR (MRT). Światłowodowe urządzenie monitorujące temperaturę zostało wykorzystane do pomiaru temperatury w czasie rzeczywistym przez cały okres grzewczy z regulacją dostarczania ciepła online poprzez naprzemienną moc lasera. Dostarczanie leków zoptymalizowano pod kontrolą rezonansu magnetycznego (MR) poprzez kokapsułkowanie środka kontrastowego MR (tj. gadoteridolu) wraz z CDDP do termoczułych liposomów w celu walidacji protokołu ogrzewania i oceny akumulacji guza. Protokół ogrzewania składał się z okresu podgrzewania trwającego 5 minut przed podaniem HTLC i 20 minut ogrzewania po wstrzyknięciu. Ten protokół ogrzewania skutkował skutecznym uwalnianiem zamkniętych w kapsułkach czynników z najwyższą zmianą sygnału MR zaobserwowaną w podgrzanym guzie w porównaniu z nieogrzewanym guzem i mięśniem. Badanie to wykazało udane zastosowanie laserowego aparatu grzewczego do przedklinicznego rozwoju liposomów termoczułych oraz znaczenie walidacji protokołu ogrzewania pod kontrolą rezonansu magnetycznego dla optymalizacji dostarczania leków.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Patofizjologia guzów litych skutkuje zwiększoną przepuszczalnością i retencją (EPR) systemów nanoskalowych. Doprowadziło to do opracowania wielu systemów dostarczania leków, które wykorzystują ten efekt do celowania w tkankę nowotworową, jednocześnie minimalizując ogólnoustrojowe skutki uboczne1. Technologie dostarczania liposomalnego zostały szeroko zbadane pod kątem sond do badania leków lub obrazowania2. Chociaż liposomy znacznie zmniejszyły toksyczność ogólnoustrojową w porównaniu z konwencjonalną chemioterapią, nastąpiła niewielka poprawa skuteczności klinicznej3,4. Badania wykazały, że ograniczona skuteczność wynika z braku uwalniania leku z nośnika4,5. W rezultacie, rozwój liposomów, które są aktywowane w celu uwolnienia kapsułkowanego leku w odpowiedzi na bodźce zewnętrzne, przyciągnął znaczną uwagę. Hipertermia jest stosowana od dziesięcioleci jako stosunkowo bezpieczna metoda leczenia pacjentów z rakiem6. W związku z tym opracowanie termoczułych liposomów z ciepłem jako zewnętrznym wyzwalaczem było logiczną kombinacją o znacznym potencjale klinicznym. Rzeczywiście, zawierający lizolipidy termoczuły preparat liposomowy doksorubicyny, znany jako LTSL-DOX, osiągnął obecnie ocenę kliniczną7.

Ostatnie dane kliniczne z LTSL-DOX wykazały, że protokół dostarczania ciepła jest krytycznym czynnikiem, który może mieć duży wpływ na wyniki leczeniapacjentów 8. U ludzi do miejscowego stosowania hipertermii w miejscach guza9 stosuje się przetworniki o częstotliwości radiowej, mikrofalowe, laserowe i ultradźwiękowe. W badaniach przedklinicznych wymagających ogrzewania guzów podskórnych najczęściej stosuje się cewniki grzewcze10,11 i kąpiele wodne12,13. W tym manuskrypcie przedstawiamy nową metodę ogrzewania guzów podskórnych przy użyciu specjalnie zaprojektowanej konfiguracji ogrzewania opartej na laserze, która umożliwia bardziej konforemne ogrzewanie objętości guza. Dzięki zastosowaniu materiałów kompatybilnych z MR, zestaw jest wystarczająco mały, aby zmieścić się w otworze obrazowania MR dla małych zwierząt, umożliwiając monitorowanie zmian temperatury tkanek w czasie rzeczywistym podczas ogrzewania laserowego.

Środek kontrastowy MR, gadoteridol (Gd-HP-DO3A), został zakapsułkowany razem z CDDP do termoczułego liposomowego preparatu CDDP (HTLC), znanego jako Gd-HTLC, do monitorowania i oceny uwalniania leku aktywowanego termicznie w czasie rzeczywistym oraz walidacji protokołu ogrzewania. Nasze wyniki pokazują, że laserowe urządzenie grzewcze skutecznie aktywowało uwalnianie zamkniętych w kapsułkach środków z preparatu Gd-HTLC podczas monitorowania za pomocą obrazowania MR.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie liposomów

  1. Rozpuścić lipidy 1,2-dipalmitoilo-sn-glicero-3-fosfocholinę (DPPC), 1-stearoilo-2-hydroksy-sn-glicero-3-fosfatydylocholinę (MSPC lub S-lyso-PC) i N-(karbonylo-metoksypolietylenoglikol 2000)-1,2-distearoilo-sn-glicero-3-fosfoetanoloaminę (mPEG2000-DSPE) w chloroformie. Na przykład, aby przygotować 10 ml HTLC, odważyć 314,4 mg DPPC, 39,4 mg MSPC i 83,9 mg mPEG2000-DSPE do fiolki ze szkła bursztynowego. Następnie rozpuścić lipidy w 2 ml chloroformu i podgrzewać fiolkę przez 30 sekund w łaźni wodnej o temperaturze 60 °C.
  2. Usunąć chloroform za pomocą wyparki obrotowej. Umieść powstały film lipidowy pod próżnią O/N pod wysokim ciśnieniem.
  3. Na 10 ml HTLC należy uwodnić film lipidowy za pomocą 5 ml 0,1N buforu Tris (pH 7,4) przez 1 godzinę. W tym samym czasie odważyć 162,4 mg lipidu 1,2-dipalmitoilo-sn-glicero-3-fosfoglicerolu (DPPG) i 100 mg CDDP w proszku i uwodnić 5 ml 0,1N buforu Tris zawierającego 30% etanolu (pH 7,4) przez 1 godzinę.
  4. W przypadku preparatu Gd-HTLC odważyć taką samą ilość lipidu DPPG i 10 mg proszku CDDP, a następnie uwodnić 2,5 ml roztworu Gd-HP-DO3A (279,3 mg/ml ) plus 2,5 ml 0,1N buforu Tris zawierającego 30% etanolu (pH 7,4) przez 1 godzinę. Podczas hydratacji mieszaniny należy przechowywać w bursztynowych fiolkach i umieszczać na płycie grzejnej w temperaturze 70 °C, stale mieszając i wirując co 10 minut.
  5. Połącz mieszaninę lipidów z mieszaniną leków lipidowych i ponownie nawadniaj przez 1 godzinę. Wiruj co 15-20 minut.
  6. Zmontuj ekstruder o pojemności 10 ml z dwoma stosami filtrów poliwęglanowych o długości fali 200 nm. Podłącz termocylinder ekstrudera do obiegowej łaźni wodnej o temperaturze 70 °C i podłącz wytłaczarkę do zbiornika sprężonego azotu.
  7. Natychmiast po uwodnieniu przenieś mieszaninę do komory ekstrudera. Otwórz przepływ azotu (ustaw ciśnienie na 200 psi), aby wytłoczyć liposomy przez membrany. Zbierz liposomy do probówki o pojemności 50 ml. Rurkę należy przechowywać w gorącej łaźni wodnej (70 °C) przez cały czas procesu wytłaczania. Powtórz ten proces 5 razy.
  8. Zdemontuj ekstruder i zmień na dwa stosy filtrów poliwęglanowych 100 nm. Zmontuj ekstruder i ustaw ciśnienie na 400 psi. Powtórz krok 5, z wyjątkiem wytłaczania liposomów 10 razy. Pobrać próbkę z końcowego wytłaczania do probówki o pojemności 15 ml.
  9. Schłodzić liposomy do temperatury pokojowej i odwirować przy 1,000 x g przez 3 minuty, aby wytrącić nierozpuszczalny CDDP.
  10. Dializować liposomy O/N w stosunku do 0,9% soli fizjologicznej w rurkach dializacyjnych z punktem odcięcia masy cząsteczkowej 15 000 (MWCO) w sterylnych warunkach.
  11. Rozcieńczyć 10 μl liposomów w 990 μl wody destylowanej. Użyj dynamicznego rozpraszania światła, aby zmierzyć rozkład wielkości HTLC i Gd-HTLC. Wykonaj 3 pomiary po 10 przebiegów każdy.
  12. Rozcieńczyć 40 μl liposomów w 3,960 μl wody destylowanej. Przygotować 5-6 roztworów wzorcowych platyny i gadolinu w zakresie stężeń od 0,1 do 20 μg/ml. Zmierz stężenie platyny i gadolinu za pomocą atomowego spektrometru emisyjnego ze wzbudzoną plazmą indukcyjnie sprzężoną (ICP-AES) na 3 różnych długościach fali. Wykonaj 3 pomiary na każdej długości fali, aby uzyskać średni wynik.
  13. Oznaczyć temperaturę przemiany fazowej żelu do ciekłokrystalicznej (Tm) preparatu liposomu HTLC za pomocą różnicowego kalorymetru skaningowego (DSC). Załaduj 5-10 mg HTLC do szalki DSC i użyj pustej szalki jako odniesienia. Użyj szybkości skanowania 5 °C/min, aby zwiększyć temperaturę z 0 °C do 60 °C.
  14. Zawiń liposomy w folię aluminiową, aby zapobiec ekspozycji na światło i przechowuj w temperaturze 4 °C.

2. Uwalnianie in vitro z liposomów

  1. Przygotuj kolumny wirujące.
    1. Inkubować 50 g żelowych kulek filtracyjnych w 400 ml 0,9% soli fizjologicznej w temperaturze pokojowej przez 3-4 godziny. Zwinąć kawałek waty szklanej, zwilżony 0,9% solą fizjologiczną i umieścić go w końcówce strzykawki o pojemności 1 ml. Dociśnij watę szklaną, aby wypełnić około 0,05-0,1 ml strzykawki. Za pomocą szklanej pipety stopniowo dodawać do strzykawki około 1 ml żelowego medium filtracyjnego.
    2. Umieścić strzykawkę w probówce o pojemności 15 ml i wirować przy 1 000 x g przez 3 min. Wyjąć kolumnę wirową i umieścić ją w probówce o pojemności 15 ml.
  2. Pobrać próbkę 400 μl HTLC lub Gd-HTLC do 8 szklanych fiolek o średnicy 1 dram i inkubować w łaźni wodnej o kontrolowanej temperaturze w temperaturze 37 °C lub 42 °C. Wyjąć jedną fiolkę w każdym punkcie czasowym (tj. 5, 15, 30 i 60 min) i natychmiast umieścić ją na lodzie.
  3. Dodać 100 μl 0,9% soli fizjologicznej do przygotowanej kolumny wirowej, a następnie dodać 100 μl HTLC lub Gd-HTLC przed inkubacją (kontrolą) lub po inkubacji w łaźni wodnej do kolumny wirowej. Wirować przy 1 000 x g przez 3 min. Wyjąć strzykawkę z probówki i rozcieńczyć roztwór w probówce do analizy ICP-AES.

3. Implantacja podskórnego ksenoprzeszczepu guza szyjki macicy

  1. Wszystkie badania na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z protokołami wykorzystania zwierząt zatwierdzonymi przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersyteckiej Sieci Zdrowia (UHN).
  2. Wykonaj wszystkie badania na zwierzętach w komorze bezpieczeństwa biologicznego (BSC). Autoklawuj wszystkie narzędzia chirurgiczne przed jakąkolwiek operacją. Po każdym zabiegu przetrzyj narzędzia chirurgiczne 70% etanolem i ponownie wysterylizuj za pomocą sterylizatora z gorącymi kulkami.
  3. W przypadku eutanazji należy umieścić zwierzę w izolowanej komorze CO2, a następnie wykonać zwichnięcie szyjki macicy.
  4. Do znieczulenia ogólnego przy użyciu 100% tlenu należy użyć 5% izofluoranu do indukcji i 2% do konserwacji. Aby zapewnić głębokość znieczulenia, należy przyłożyć kleszcze do dłoniowej powierzchni opuszki stopy, aby obserwować reakcję zwierzęcia. Nałóż lubrykant do oczu, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  5. W przypadku zwierzęcia, które przeszło operację, umieść je w czystej klatce bez towarzystwa innych zwierząt. Monitoruj do momentu odzyskania wystarczającej przytomności.
  6. Hodowla komórek ME-180 w pożywce niezbędnej z minimalnym alfa (α-MEM) uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i antybiotykami.
  7. Zbierz komórki i utrzymuj je w kompletnym pożywce przed inokulacją. Policz komórki za pomocą hemocytometru.
  8. Zaszczep każdą mysz dawcę, aby miała guza śródmięśniowego (i.m.) ME-180 (ludzkie komórki raka szyjki macicy).
    Uwaga: Wzrost w miejscu i.m. został wybrany w celu zapewnienia rozwoju dobrze unaczynionych guzów. Kup samice myszy SCID (w wieku 6-8 tygodni, około 20 g) z własnego ośrodka hodowlanego.
    1. Znieczulić samicę myszy SCID i wstrzyknąć 1 x 106 komórek ME-180 do mięśnia brzuchatego łydki kończyny tylnej za pomocą igły 27 G.
    2. Zmierz wielkość guza za pomocą suwmiarki, aż guzy osiągną 9-12 mm w swoim najdłuższym wymiarze. Zakończ badanie, jeśli guz przekroczył 12 mm lub jeśli masa guza upośledza normalne zachowanie, poruszanie się, przyjmowanie pokarmu i wody.
  9. Implantuj fragmenty guza od myszy dawców do myszy biorców.
    1. Znieczulić mysz dawcę za pomocą 5% izofluoranu. Eutanazja myszy za pomocą zwichnięcia szyjki macicy w znieczuleniu. Usuń guz dawcy z myszy dawcy. Pokrój guz na sześcienne fragmenty o wielkości 2-3 mm3.
    2. Znieczulić mysz biorcę za pomocą 5% izofluoranu. Wstrzyknąć 100 μl 0,5 mg/ml meloksykamu podskórnie przed zabiegiem. Nałóż jodowy roztwór do peelingu chirurgicznego, następnie 70% etanolu, a na koniec roztwór jodu na ogoloną skórę. Ogol lewą tylną kończynę myszy odbiorcy. Wykonaj nacięcie na poziomie skóry. Wprowadzić jeden fragment guza dawcy podskórnie przez nacięcie. Zamknij nacięcie za pomocą 1-2 klipsów do rany.
    3. Usuń klipsy 3-5 dni po implantacji. Guz podskórny jest wymagany do korzystania z ogrzewania laserowego.
    4. Pozwól guzom rosnąć przez 2-3 tygodnie przed leczeniem podgrzaniem.

4. Projektowanie, montaż i kalibracja konforemnego iluminatora laserowego do ogrzewania in vivo

  1. Osiągnij ogrzewanie tkanek za pomocą lasera diodowego o długości fali 763 nm sprzężonego z oświetlaczem konforemnym za pomocą światłowodu.
    1. Iluminator zapewnia równomierne powierzchowne oświetlenie laserowe guza ksenoprzeszczepu. Składa się z bloku o wymiarach 30 x 20 x 17 mm z wysoce odblaskowego materiału, zawierającego trzy przylegające do siebie kule komory integrujące światło, z jedną komorą pośrodku (o średnicy 16 mm) i dwiema małymi komorami po obu stronach (o długości 16 mm i średnicy 5 mm) (rysunek 1).
    2. Aby światło przechodziło z jednej komory do drugiej, pomiędzy małymi komorami zewnętrznymi a większą komorą środkową wycięto dwa małe otwory o średnicy 5 mm. Światło jest dostarczane z lasera do komór zewnętrznych za pomocą włókna odciętego o średnicy 400 μm połączonego z laserem, który jest wprowadzany do komory przez otwór o średnicy 600 μm.
    3. Ze względu na charakter interakcji światła ze ściankami komory, światło dostarczane do jednej z małych komór jest homogenizowane przestrzennie, a następnie przechodzi przez wewnętrzne porty do większej komory, gdzie jest dalej homogenizowane przestrzennie. Następnie światło wychodzi z portu o średnicy 10 mm w środkowej komorze.
  2. Skalibruj dopływ światła iluminatora w odniesieniu do ustawienia mocy lasera za pomocą skalibrowanej przez NIST kuli całkującej 50 mm do pomiaru dostarczanej mocy.
    1. Oblicz rozkład światła w guzie za pomocą symulacji Monte Carlo opartych na uproszczonej geometrii guza. Wygeneruj kod Monte Carlo w niestandardowym algorytmie napisanym za pomocą komercyjnego pakietu oprogramowania obliczeniowego i oprzyj się na standardowym kodzie modelowania Monte Carlo transportu światła w tkankach wielowarstwowych Jacques'a i wsp.Rozdział 14.
    2. Modeluj guz jako półkulę leżącą na płaskiej linii skóry o średnicy odpowiadającej średniemu wymiarowi guza wynoszącemu 7 mm na powierzchni skóry i wysokości 5 mm. Modeluj jednorodne oświetlenie powierzchni poprzez losowe wystrzeliwanie fotonów przez naświetlaną półkulę i skierowanie jej na środek kuli.
    3. Używaj właściwości optycznych, w tym absorpcji, μa = 0,025 mm-1, rozpraszania,μ s = 10 mm-1, współczynnika anizotropii, g = 0,9 i współczynnika załamania, n = 1,4. W obliczeniach użyj miliona fotonów.
    4. Wykonaj te pomiary przed jakimikolwiek eksperymentami z ogrzewaniem in vivo, bez dalszych modyfikacji po wstępnej kalibracji.

5. Konforemne ogrzewanie guza za pomocą specjalnie zaprojektowanej konfiguracji komory laserowej

  1. Podłącz jeden koniec światłowodu laserowego do urządzenia laserowego, a drugi koniec do oświetlacza.
  2. Znieczulić zwierzę za pomocą 5% izofluoranu. Wprowadzić cewnik iniekcyjny o sile 27 G do żyły ogonowej bocznej myszy. Wprowadzić cewnik 22 G do środka guza. Umieść światłowodową sondę temperatury w pustym cewniku, aby monitorować zmiany temperatury.
  3. Przykryj cały guz iluminatorem (ryc. 2). Najpierw ustaw moc na 0,8-1 W. Włącz laser i poczekaj, aż temperatura wzrośnie. Utrzymuj temperaturę guza na poziomie 42 °C, ręcznie regulując moc lasera w zakresie 0,1-0,8 W.

6. Rozkład temperatury oceniany za pomocą termometrii MR (MRT)

  1. Zmierz rozkład temperatury podgrzanego guza za pomocą laserowej konfiguracji ogrzewania za pomocą MRT rezonansu protonowego (PRF-shift) na przedklinicznym systemie obrazowania MR o natężeniu 7 Tesli15 w połączeniu z pomiarami za pomocą światłowodowej sondy temperatury.
  2. Rejestruj obrazy termometryczne w odstępach 10 sekund za pomocą sekwencji impulsów 2D-FLASH (czas echa 4,5 ms; czas powtarzania 156,25 ms) z rozdzielczością 312 x 312 μm w płaszczyźnie i 2 mm grubości warstwy w jednym wycinku na poziomie światłowodowej sondy temperatury.

7. Monitorowanie MR wydania agenta

  1. Wykonać obrazowanie T1-zależne przed i 20 minut po podaniu Gd-HTLC.
  2. Wszczepić dwa guzy, po jednym na każdej z kończyn tylnych, samicy myszy SCID przy użyciu metody opisanej powyżej w sekcji 3 w celu implantacji. Przed wstrzyknięciem Gd-HTLC w dawce 66,3 mg/kg Gd-HP-DO3A i 1,4 mg/kg CDDP należy podgrzać guz na lewej kończynie tylnej przez 5 minut w temperaturze 42 °C. Wykonać iniekcję podczas obróbki cieplnej. Użyj guza na prawej tylnej kończynie jako nieogrzewanej kontroli.
  3. Pozyskiwanie dynamicznych obrazów MR (pole widzenia 36 x 20 mm, rozdzielczość w płaszczyźnie 200 x 200 μm, grubość warstwy 2 mm; Protokół sekwencji MR) w celu monitorowania uwalniania Gd-HP-DO3A w odstępach 12 sekund przez całe 20 minut po podaniu Gd-HTLC, rozpoczynając 30 sekund przed wstrzyknięciem.
  4. Konturuj guz (podgrzany i nieogrzewany) i objętość mięśni. Oblicz średni sygnał MR dla wszystkich wokseli w każdej objętości konturowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Liposomy HTLC są produkowane przy użyciu powszechnie stosowanych metod, takich jak tworzenie filmu lipidowego, hydratacja, ekstruzja i dializa. Podczas czynności związanych z CDDP należy zachować ostrożność, aby nie narażać CDDP na działanie jakiegokolwiek materiału aluminiowego, ponieważ CDDP zostanie dezaktywowany poprzez tworzenie się czarnego osadu. Ilustracja HTLC jest pokazana na rysunku 3. Właściwości fizykochemiczne HTLC zostały podsumowane w manuskrypcie opublikowanym niedawno w czasopiśmie ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Liposomy zostały po raz pierwszy opracowane w latach 1960. jako nośniki leków, które przenoszą leki hydrofilowe w swojej wewnętrznej objętości wodnej, a leki hydrofobowe w dwuwarstwie lipidowej2. Oprócz zastosowania w zastosowaniach terapeutycznych, liposomy zostały zbadane pod kątem zastosowań diagnostycznych, gdy są znakowane radionuklidami lub ładowane środkami kontrastowymi do obrazowania17. W ostatnich latach teranostyka i pary terapeutyczno-diagnostyczne były poszukiwane w celu zapewnienia moż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie ma żadnych ujawnień.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie jest finansowane z grantu operacyjnego z Canadian Institutes of Health Research (CIHR) dla C.A. i D.A.J. Autorzy dziękują Kanadyjskiej Fundacji Innowacji i Fundacji Księżniczki Małgorzaty za sfinansowanie placówki badawczej STTARR, która umożliwia badania nad obrazowaniem i terapią w ramach tej pracy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wyparka obrotowaHeidolph Instruments GmbH & Co.KGLaborota 4000
Wytłaczarka wysokociśnieniowaNorthern Lipids Inc.T.001Termobeczka 10 ml
Cyrkulator grzewczyVWR International LLC.11305Podłączony do wytłaczarki
Filtr membranowy z poliwęglanuWhatman110605;
Różnicowy kalorymetr skaningowy (DSC)TA InstrumentsQ100
Spektrometr emisyjny z plazmą sprzężoną indukcyjnie sprzężoną (ICP-AES)PerkinElmerOptima 7300DV
ZetasizerMalvern Instruments Ltd.Inkubator komórek Nano-ZS
NuAire Inc.NU-5800
Aplikator do nawijania nawinięć AutoclipBecton Dickinson427630
Ściągacz do spinek z automatycznym klipsemBecton Dickinson427637
Klipsy do ranBecton Dickinson4276319 mm
763 nm Urządzenie laseroweBiolitecCeralas CD 403 Sonda
laserowa Thorlabs Inc.FT400EMTZ SMA i płaskimi złączami rozszczepianymi
Spectralon (oświetlacz)Labsphere Inc.FAST-SL-5CMX5CM
CSTM-SL-5CMX5CM
7 System obrazowania metodą wstępnego rezonansu magnetycznego (MR) TesliBruker CorporationBiospec 70/30
Światłowodowy czujnik temperaturyLumaSense Technologies Inc.laboratoryjny Luxtron FOT
Kula integrującaNewport Corporation819C
Miernik mocy optycznejNewport Corporation1830-R
110606Zestaw

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Maeda, H., Wu, J., Sawa, T., Matsumura, Y., Hori, K. Tumor vascular permeability and the EPR effect in macromolecular therapeutics: a review. J Control Releas. 65 (1-2), 271-284 (2000).
  2. Simard, P., Leroux, J. C., Allen, C., Meyer, O. Liposomes for Drug Delivery. Nanoparticles for Pharmaceutical Application. , American Scientific Publishers. (2007).
  3. O'Brien, M. E. R., et al. Reduced cardiotoxicity and comparable efficacy in a phase III trial of pegylated liposomal doxorubicin HCl (CAELYX (TM)/Doxil (R)) versus conventional doxorubicin for first-line treatment of metastatic breast cancer. Ann Onco. 15 (3), 440-449 (2004).
  4. White, S. C., et al. Phase II study of SPI-77 (sterically stabilised liposomal cisplatin) in advanced non-small-cell lung cancer. Br J Cancer. 95 (7), 822-828 (2006).
  5. Laginha, K. M., Verwoert, S., Charrois, G. J. R., Allen, T. M. Determination of doxorubicin levels in whole tumor and tumor nuclei in murine breast cancer tumors. Clin Cancer Res. 11 (19), 6944-6949 (2005).
  6. Baronzio, G. F., Hager, E. D. Hyperthermia in cancer treatment: a primer. , Springer Science. (2006).
  7. Landon, C. D., Park, J. Y., Needham, D., Dewhirst, M. W. Nanoscale Drug Delivery and Hyperthermia: The Materials Design and Preclinical and Clinical Testing of Low Temperature-Sensitive Liposomes Used in Combination with Mild Hyperthermia in the Treatment of Local Cancer. Open Nanomed. 3, 38-64 (2011).
  8. Celsion Corporation. , Celsion Announces Updated Overall Survival Data from HEAT Study of ThermoDox http://investor.celsion.com/releasedetail.cfm?ReleaseID=862248 (2014).
  9. Koning, G. A., Eggermont, A. M., Lindner, L. H., ten Hagen, T. L. Hyperthermia and thermosensitive liposomes for improved delivery of chemotherapeutic drugs to solid tumors. Pharm Res. 27 (8), 1750-1754 (2010).
  10. Viglianti, B. L., et al. In vivo monitoring of tissue pharmacokinetics of liposome/drug using MRI: illustration of targeted delivery. Magn Reson Me. 51 (6), 1153-1162 (2004).
  11. Ponce, A. M., et al. Magnetic resonance imaging of temperature-sensitive liposome release: drug dose painting and antitumor effects. J Natl Cancer Ins. 99 (1), 53-63 (2007).
  12. Kong, G., et al. Efficacy of liposomes and hyperthermia in a human tumor xenograft model: importance of triggered drug release. Cancer Res. 60 (24), 6950-6957 (2000).
  13. Yarmolenko, P. S., et al. Comparative effects of thermosensitive doxorubicin-containing liposomes and hyperthermia in human and murine tumours. Int J Hyperthermia. 26 (5), 485-498 (2010).
  14. Wang, L. H., Jacques, S. L., Zheng, L. Q. MCML-Monte Carlo modeling of photon transport in multi-layered tissues. Comput Meth Prog Bio. 47, 131-146 (1995).
  15. Rieke, V., Butts Pauly, K. MR thermometry. J Magn Reson Imaging. 27 (2), 376-390 (2008).
  16. Dou, Y. N., et al. Heat-activated thermosensitive liposomal cisplatin (HTLC) results in effective growth delay of cervical carcinoma in mice. J Control Release. 178, 69-78 (2014).
  17. Lammers, T., Kiessling, F., Hennink, W. E., Storm, G. Nanotheranostics and image-guided drug delivery: current concepts and future directions. Mol Pharm. 7 (6), 1899-1912 (2010).
  18. Lee, H., et al. A novel 64Cu-liposomal PET agent (MM-DX-929) predicts response to liposomal chemotherapeutics in preclinical breast cancer models. Thirty-Fifth Annual CTRC-AACR San Antonio Breast Cancer Symposium. , (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Cisplatin DeliveryMagnetic Resonance GuidanceTumor Heating ProtocolLiposome PreparationFiber Optic Temperature MonitoringMR ThermometrySubcutaneous Tumor ModelDrug Release Optimization

Powiązane artykuły