In Situ Mapowanie właściwości mechanicznych biofilmów za pomocą mikroreologii śledzącej cząstki

Podsumowanie

Mikroreologia śledząca cząstki bada lepkosprężystość materiałów. W tym przypadku technika ta jest wykorzystywana do określania lepkosprężystości, podatności pełzania i efektywnych ról sieciowania różnych składników matrycy biofilmu bakteryjnego. Matryca składa się z substancji polimerowych wydzielanych przez bakterie, a jej składniki decydują o budowie biofilmu i właściwościach mechanicznych.

Streszczenie

Komórki bakteryjne są w stanie tworzyć powierzchniowo przyczepione biofilmy znane jako biofilmy, poprzez otaczanie się zewnątrzkomórkowymi substancjami polimerowymi (EPS). EPS służy jako fizyczne i ochronne rusztowanie, w którym mieszczą się komórki bakteryjne i składa się z różnych materiałów, w tym białek, egzopolisacharydów i DNA. Skład EPS może ulec zmianie, co spowoduje przemodelowanie właściwości mechanicznych biofilmu w celu dalszego rozwoju lub wspierania alternatywnych struktur biofilmu, takich jak wstęgi, w odpowiedzi na sygnały środowiskowe. Mimo to istnieje niewiele ilościowych opisów tego, w jaki sposób składniki EPS przyczyniają się do właściwości mechanicznych i funkcji biofilmów. Reologia, nauka zajmująca się przepływem materii, ma szczególne znaczenie dla biofilmów, ponieważ wiele biofilmów rośnie w warunkach przepływu i jest stale narażonych na naprężenia ścinające. Zapewnia również pomiar i wgląd w rozprzestrzenianie się biofilmu na powierzchni. W tym przypadku mikroreologia śledzenia cząstek jest wykorzystywana do badania lepkosprężystości i skutecznych ról sieciowania różnych składników matrycy w różnych częściach biofilmu podczas rozwoju. Takie podejście pozwala naukowcom mierzyć właściwości mechaniczne biofilmów w mikroskali, co może dostarczyć przydatnych informacji do kontrolowania i inżynierii biofilmów.

Wprowadzenie

Większość komórek bakteryjnych jest w stanie wykorzystać zarówno planktonowy (wolno żyjący), jak i powierzchniowy (siedzący) tryb wzrostu ¹. W trybie wzrostu przyczepionego do powierzchni komórki bakteryjne wydzielają i otaczają się dużymi ilościami zewnątrzkomórkowych substancji polimerowych (EPS), tworząc biofilmy. EPS składa się głównie z białek, egzopolisacharydu, zewnątrzkomórkowego DNA i jest niezbędny do tworzenia biofilmu ². Służy jako fizyczne rusztowanie, za pomocą którego bakterie mogą różnicować się przestrzennie i chroni bakterie przed szkodliwymi warunkami środowiskowymi i reakcjami gospodarza. Różne składniki EPS odgrywają różne role w tworzeniu biofilmu ³, a zmiany w ekspresji składników EPS mogą radykalnie przemodelować struktury biofilmu ⁴. Składniki EPS mogą również funkcjonować jako cząsteczki sygnałowe ⁵, a ostatnie badania wykazały, że niektóre składniki EPS wchodzą w interakcje z komórkami drobnoustrojów, kierując ich migracją i różnicowaniem biofilmu ^6-8.

Badania nad EPS znacznie posunęły się naprzód w oparciu o analizy morfologiczne biofilmów wytwarzanych przez mutanty wadliwe w określonym składniku EPS ^9,10. Ponadto EPS jest zwykle charakteryzowany w skali makro (charakterystyka masowa) ¹¹. W analizach morfologicznych może jednak brakować szczegółów ilościowych, a charakterystyka masowa, która zwraca wartości średnie, gubi szczegóły, które istnieją w niejednorodności biofilmu. Obecnie obserwuje się rosnącą tendencję do przechodzenia do charakterystyki właściwości mechanicznych EPS w czasie rzeczywistym w skali mikro. Protokół ten pokazuje, w jaki sposób mikroreologia śledząca cząstki jest w stanie określić czasoprzestrzenny wpływ egzopolisacharydów składników matrycy Pel i Psl na lepkosprężystość i skuteczne sieciowanie biofilmów Pseudomonas aeruginosa ⁴.

Pasywna mikroreologia to prosta i tania metoda reologii, która zapewnia najwyższą do tej pory przepustowość przestrzennego pobierania próbek mikroreologicznych materiału ^12,13. W mikroreologii pasywnej kulki sondy umieszcza się w próbce, a ich ruch Browna, napędzany energią cieplną (k_{, B}, T), jest śledzony przez mikroskopię wideo. Kilka cząstek może być śledzonych jednocześnie, a współrzędne zależne od czasu cząstek podążają za konwencjonalnym losowym spacerem. Dlatego średnio cząstki pozostają w tej samej pozycji. Jednak odchylenie standardowe przemieszczeń lub średnie przemieszczenie kwadratowe (MSD) cząstek nie jest równe zeru. Ponieważ płyny lepkie płyną, cząstka MSD w lepkim płynie rośnie liniowo w miarę upływu czasu. W przeciwieństwie do tego, usieciowanie polimerowe znajdujące się w substancjach lepkosprężystych lub elastycznych pomaga im opierać się przepływowi, a cząstki stają się ograniczone w swoim przemieszczeniu, co prowadzi do plateau na krzywej MSD (rysunek 1A). Obserwacja ta jest zgodna z zależnością MSD∝t^α , gdzie α jest wykładnikiem dyfuzyjnym, czyli powiązanym stosunkiem sprężystych i lepkich wkładów substancji. Dla cząstek poruszających się w lepkich cieczach α = 1, w substancjach lepkosprężystych 0 < α < 1, a w substancjach elastycznych α = 0. MSD może być również wykorzystany do obliczenia podatności na pełzanie, czyli tendencji materiału do trwałego odkształcania się w czasie i oszacowania, jak łatwo materiał się rozprzestrzenia.

Wielkość, gęstość i chemia powierzchni cząstki są kluczowe dla prawidłowego przeprowadzenia eksperymentu mikroreologicznego i są wybierane w odniesieniu do badanego systemu (w tym przypadku polimery matrycy biofilmu, patrz Rysunek 1B). Po pierwsze, cząstka mierzy reologię substancji o strukturach, które są znacznie mniejsze niż sama cząstka. Jeśli struktury substancji mają podobną skalę do cząstki, ruch cząstki jest zaburzony przez kształt i orientację poszczególnych struktur. Jeśli jednak struktury otaczające cząstkę są znacznie mniejsze, efekt ten jest niewielki i uśredniony, co daje jednorodne środowisko dla cząstki (rysunek 1B). Po drugie, gęstość cząstki powinna być zbliżona do podłoża (1,05 g ^ml-1 dla pożywki na bazie wody), tak aby uniknąć sedymentacji, a siły bezwładności były znikome. Większość cząstek z kratami polistyrenowymi spełnia powyższe kryteria. W idealnej sytuacji cząstka nie oddziałuje z polimerami matrycy biofilmu, ponieważ reologiczna interpretacja MSD cząstki jest ważna tylko wtedy, gdy ruch jest losowy, napędzany energią cieplną i zderzeniem ze strukturami substancji. Można to zaobserwować, sprawdzając, czy cząstka sondy ma tendencję do wiązania się lub odbijania od powierzchni wcześniej wyhodowanego biofilmu. Jednak pomimo braku przyciągania do biofilmu, cząstki muszą być w stanie zostać włączone do matrycy. Ponadto niejednorodność fizykochemiczna biofilmu może spowodować, że różne cząstki będą bardziej odpowiednie jako sondy w różnych regionach biofilmu. W związku z tym do biofilmu należy nanieść cząstki o różnych rozmiarach i chemii powierzchniowej.

Jako takie, MSD cząsteczek jest w stanie dostarczyć użytecznych informacji na temat tego, jak różne składniki przyczyniają się do reologii i rozprzestrzeniania się biofilmu. Co więcej, zastosowanie różnych sond pozwala na uzyskanie informacji na temat przestrzennej niejednorodności fizykochemicznej biofilmu. Metodę tę można zastosować do zbadania wpływu leczenia przeciwdrobnoustrojowego na właściwości mechaniczne biofilmu lub zastosować do biofilmów mieszanych gatunków w celu zbadania, w jaki sposób właściwości mechaniczne biofilmu zmieniają się po wprowadzeniu innego gatunku. Zaburzenia układu mięśniowo-szkieletowego mogą być również przydatne do charakteryzowania dyspersji biofilmu. Takie badania byłyby pomocne w naszym zrozumieniu biofilmów, potencjalnie poprawiając metody leczenia biofilmów i inżynierii biofilmów w celu uzyskania użytecznych działań.

Protokół

1. Hodowla biofilmu

1. Przygotowanie szczepów bakteryjnych
   1. Na 1 dzień przed hodowlą biofilmu przygotować planktoniczne kultury bakteryjne poprzez zaszczepienie 2 ml odpowiedniej pożywki z zamrożonej kultury bakterii. Dla śluzowatego P. aeruginosa oraz jego mutantów z defektem Δpel i Δpsl należy użyć pożywki Luria-Broth (10 g L^-1 NaCl, 10 g L^-1 ekstraktu drożdżowego i 10 g L^-1 tryptony). Inkubować przez noc w temperaturze 37 °C przy wytrząsaniu z prędkością 200 rpm. Rozcieńczyć nocne kultury do wartości OD₆₀₀ wynoszącej 0,40, korzystając ze spektrofotometru.
   2. Złożyć układ komory przepływowej (flow cell), który został opisany wcześniej ¹⁴, najlepiej na stacji mobilnej lub wózku, który można przetransportować do pomieszczenia z mikroskopem w celu obrazowania komory przepływowej bez konieczności jej demontażu.
   3. Przygotować sterylną pożywkę w butelkach o pojemności 2 L lub 5 L dla każdej komory przepływowej. Dla biofilmów P. aeruginosa w komorach przepływowych należy użyć minimalnej pożywki M9 (48 mM Na₂HPO₄, 22 mM KH₂PO₄, 19 mM NH₄Cl, 9 mM NaCl, 2 mM MgSO₄ i 0,1 mM CaCl₂) uzupełnionej o 0,04% glukozy (masowy/objętościowy) i 0,2% (masowy/objętościowy) kwasów kasamino.
   4. Odmierzyć alikwoty fluorescencyjnych mikrosfer do probówek do mikrocentryfugi i wirować w sterylnym H₂O przez 5 min w wirówce przy 9 391,2 g. Usunąć nadsącz i resuspenderować w 1 ml pożywki w celu usunięcia azotku sodu (środka dezynfekcyjnego) przed dodaniem do pożywki w butelkach 2 L lub 5 L.
      UWAGA: Mikrosfery o różnych rozmiarach występują w różnych stężeniach i powinny być rozcieńczane zgodnie z instrukcjami. Na przykład: zdyspergować 120 µl mikrosfer o średnicy 1,0 µm, 15 µl mikrosfer o średnicy 0,5 µm i 0,96 µl mikrosfer o średnicy 0,2 µm w 2 L pożywki, aby uzyskać stężenie 2,18 × 10⁶ mikrosfer ml^-1 dla każdego rozmiaru cząsteczek.
   5. Podłączyć butelkę z pożywką przed komorą przepływową i pozwolić pożywce przepłynąć przez cały układ. Zatrzymać przepływ i wstrzyknąć rozcieńczone nocne kultury do komór przepływowych. Pozostawić bakterie do przytwierdzenia się do podłoża ze szkiełka nakrywkowego na 1 h przed wznowieniem przepływu pożywki z prędkością około 5,5 x 10^-3 m sec^-1, lub 8 rpm przy użyciu pompy perystaltycznej.
      UWAGA: Biofilmy są zazwyczaj hodowane w temperaturze pokojowej (25 °C) przez 3-7 dni.
   6. Alternatywnie, w przypadku układu do hodowli statycznej, rozcieńczyć nocne kultury 100-krotnie w probówkach do mikrocentryfugi, dodając 10 µl nocnej kultury do 1 ml pożywki z cząsteczkami. Zwiększyć stężenie cząsteczek w pożywce do hodowli statycznej około 500-krotnie w porównaniu do stężenia stosowanego dla biofilmów przepływowych (np. przemyć i resuspenderować 600 µl sfer o średnicy 1,0 µm w 10 ml pożywki), ponieważ biofilmy w komorach przepływowych są stale uzupełniane cząsteczkami, a hodowle statyczne nie.
      1. Dodać 200 µl rozcieńczonej nocnej kultury z cząsteczkami do komór szkiełek 8-dołkowych. Inkubować w 37 °C w warunkach statycznych. Biofilmy są zazwyczaj hodowane przez 1 dzień. Codziennie wymieniać zużytą pożywkę na świeżą pożywkę z cząsteczkami, jeśli biofilm jest hodowany dłużej niż 1 dzień.

2. Mikroskopia

1. W 3. i 5. dniu wyłączyć przepływ z pompy perystaltycznej i przenieść układ komory przepływowej do pomieszczenia z mikroskopem. Zapiąć wężyki w pobliżu wlotu i wylotu komór przepływowych, aby zapobiec dryftowi (błędowi systematycznemu spowodowanemu zmianami w otoczeniu) wynikającemu z przepływu. Umieścić komorę przepływową na stoliku mikroskopu biologicznego (pionowego).
   UWAGA: Do obrazowania mikrowyżyn należy używać mikroskopu odwróconego.
2. Wykorzystać mikroskopię fluorescencyjną z obiektywem olejowym 40X do nagrania filmów obrazujących ruch mikrosfer osadzonych w biofilmie w różnych miejscach (mikrokolonie i płaskie warstwy niezróżnicowane) oraz w różnych dniach (dzień 3. i 5.) w celu przeprowadzenia badań czasowych i przestrzennych. Nagrywać krótsze filmy z wyższą częstotliwością klatek, aby badać zdarzenia występujące w krótkich skalach czasowych (np. filmy trwające 1,5-3 min przy częstotliwości 25-50 klatek na sekundę dla szybkiej dynamiki) oraz dłuższe filmy z niższą częstotliwością klatek, aby badać zdarzenia w dłuższych skalach czasowych (np. filmy trwające 15-30 min przy częstotliwości 2,5-5 klatek/sek dla wolniejszej dynamiki).
   UWAGA: Film zazwyczaj zawiera 5-10 cząsteczek i ma zazwyczaj rozmiar pliku od 1,0-2,5 GB. Większe mikrokolonie mogą zawierać więcej cząsteczek. Nagrać 5-10 filmów dla każdej kategorii (np. 5-10 filmów różnych mikrokolonii oraz różnych miejsc w płaskich warstwach niezróżnicowanych). Biofilm posiada heterogenną architekturę, która może składać się z mikrokolonii, kanałów, pustek i płaskich warstw niezróżnicowanych.
3. Zapisywać filmy w odpowiednim formacie możliwym do odczytu przez Fiji/ImageJ (np. czi, tif).
4. Sprawdzić filmy pod kątem dryftu, przewijając gotowy materiał i obserwując, czy cząsteczki nie poruszają się jednocześnie w tym samym kierunku. Dryft może być spowodowany ruchem stolika w osi z, prądami w komorze przepływowej, niezrównoważeniem stołu antywibracyjnego, zmianami ciśnienia powietrza lub temperatury. Niewielki dryft korygować za pomocą technik postprocesingu zazwyczaj dostępnych w oprogramowaniu mikroskopu. Odrzucić wszystkie filmy, w których dryftu nie można skorygować. Zapisać następujące parametry, które są wymagane podczas analizy śledzenia cząsteczek (Particle Tracking Analysis): rozdzielczość (px/um), liczbę klatek oraz czas trwania.
5. Zdjąć komorę przepływową ze stolika mikroskopu i ponownie uruchomić pompę perystaltyczną, aby kontynuować hodowlę biofilmu.

3. Analiza śledzenia cząstek

1. Wyznacz trajektorie cząstek za pomocą wtyczki TrackMate w oprogramowaniu o otwartym kodzie źródłowym (ImageJ). Pobierz program Fiji ze strony  http://fiji.sc/FijiOtwórz film w programie Fiji, a następnie w menu Plugins wybierz Tracking, a potem TrackMate.
2. Sprawdź lub dostosuj ustawienia w oknie z sugerowanymi wstępnymi parametrami kalibracji, aby były one zgodne z parametrami wideo zarejestrowanymi w kroku 2.4.
3. Wykrywanie cząstek w TrackMate przy użyciu ImageJ.
   1. Wybierz „detektor LoG”, wprowadź średnicę cząstek oraz wartość progu (np. 1 000). Przewijaj wideo, klikając przycisk „Preview”, aby sprawdzić, czy fioletowe okręgi podążają za cząstkami w całym materiale. W razie potrzeby dostosuj średnicę oraz wartości progu: zwiększ wartość progu, jeśli fioletowe okręgi pojawiają się w pustej przestrzeni. Zmniejsz wartość progu, jeśli wykryto zbyt mało cząstek. Kliknij przycisk „Next”, aby zakończyć detekcję cząstek.
   2. Kliknij przycisk „Next”, gdy pojawi się opcja dodawania lub usuwania cząsteczek wykrytych w oknach „Initial thresholding”, „Select a view” oraz „Select a filter”, aby kontynuować bez wprowadzania zmian, jeśli wstępne wykrywanie cząsteczek było satysfakcjonujące.
   3. W pasku opcji okna „Select a tracker method” wybierz „Simple LAP tracker”, ponieważ cząsteczki w biofilmie rzadko wypadają z ogniska i są łatwe do śledzenia. Użyj sugerowanych lub niskich wartości dla parametrów „linking” oraz „gap-closing max distance”, a następnie kliknij „next”.
   4. Należy sprawdzić, czy śledzenie cząstek jest prawidłowe, przewijając wideo w celu weryfikacji, czy cząstki podążają za ścieżkami wyznaczonymi przez program TrackMate oraz czy nie występują niepożądane lub pominięte ścieżki. Pomiń poszczególne etapy filtrowania. Przejdź do końcowego okna „Select an action”. Z menu rozwijanego wybierz opcję „Export tracks to xml file”, a następnie kliknij „Execute”. Wybierz folder, w którym zostaną zapisane ścieżki.
      UWAGA: W domenie publicznej dostępnych jest wiele programów do analizy trajektorii cząstek i zastosowań mikrorheologii. msdanalyzer oraz TrackArt są przykładami programów do analizy śledzenia cząstek, które działają w środowisku Matlab.
4. Przygotuj program Matlab do importu trajektorii cząstek z plików xml, wybierając odpowiednią opcję w menu programu Matlab Plik>Ustaw ścieżkę... i dodać skrypty folder dostępny w pakiecie Fiji.
5. Aby przeanalizować trajektorie cząsteczek za pomocą msdanalyzer, należy pobrać plik zip lub plik tar.gz z poziomu łącza dostępnego pod adresem http://www.mathworks.com/matlabcentral/fileexchange/40692-mean-square-displacement-analysis-of-particles-trajectories Analiza średniokwadratowego przemieszczenia trajektorii cząstek.
   1. Wypakuj folder @msdanalyzer¹⁵ i umieść go w folderze znajdującym się na ścieżce Matlab (np. C:\Dokumenty i Ustawienia\\Moje dokumenty\Matlab). Uruchom program Matlab i zainicjuj analizator, wpisując:
      ma = msdanalyzer(2, 'um', 'sec')
      gdzie μm i sek są jednostkami przestrzeni fizycznej i czasu w filmie.
      1. Zaimportuj trajektorie cząstek, wpisując:
         [tracks, md] = importTrackMateTracks('FileName.xml', 'clipZ', 'scaleT')
         ma = ma.addAll(tracks);
         gdzie „clipZ” usuwa wymiar z dla wideo 2D, a „scaleT”.
      2. Nanieś trajektorie na wykres, używając:
         ma.plotTracks;
         ma.etykietyŚcieżekWykresu;
      3. Oblicz wartości MSD cząstek, korzystając z:
         ma = ma.computeMSD;
         ma.msd
      4. Narysuj wykresy MSD dla każdej cząstki:
         rycina
         ma.plotMSD
      5. Połącz trajektorie cząstek z innych filmów z tej samej kategorii (np. cząsteczki osadzone w mikrokoloniach typu dzikiego w 3. dniu) poprzez powtórzenie kroków od 3.5.1.1 do 3.5.1.4).
      6. Narysuj średnią zespołu lub średnią ze wszystkich krzywych:
         ma.plotMeanMSD
         Zmień skalę osi y i x z liniowej na logarytmiczną. Przy długich czasach opóźnienia krzywe MSD stają się zaszumione ze względu na niewystarczającą statystykę w dłuższych skalach czasowych. Krzywe MSD mogą również gwałtownie rosnąć z powodu błędu dynamicznego. Obszary te można usunąć, używając narzędzia pędzla (brush tool) do zaznaczenia końcówki krzywej, a następnie wybierając opcję „Brushing”. > „Usuń niezamalowane” w menu Narzędzia.
   2. Pobierz Ezyfit z http://www.fast.u-psud.fr/ezyfit/ i dodaj Ezyfit do folderu znajdującego się na ścieżce Matlab (np. C:\Documents and Settings\(\Dokumenty\Matlab). Zainstaluj menu Ezyfit, wpisując w obszarze roboczym programu Matlab polecenie efmenu install. Uruchom ponownie program MATLAB z menu Ezyfit w oknie rysunku. Dopasuj krzywe MSD do prawa potęgowej, wybierając w menu Ezyfit opcję „Show Fit”. > Moc > „a*x^n”, gdzie n jest szacowanym wykładnikiem dyfuzyjnym α.
      UWAGA: msdanalyzer wymaga narzędzia Curve Fitting Toolbox w programie Matlab do dopasowywania krzywych MSD. Ezyfit jest alternatywnym, bezpłatnym oprogramowaniem, które umożliwia dopasowanie krzywych.
   3. Wyczyść aktualne trajektorie cząstek oraz wartości MSD, aby obliczyć nowe wartości MSD cząstek w innych lokalizacjach lub w innym czasie:
      czysty
   4. Po obliczeniu różnych krzywych średniego kwadratu przesunięcia (MSD) cząstek w medium (kontrola) oraz mikrokolonii i obszarów nieróżnicowanych różnych szczepów, należy skopiować i wkleić krzywe na jeden wykres w celu porównania. Sztywność próbki i stopień usieciowania wzrastają wraz z niższymi wartościami MSD. Krzywe płaskie wykazują niższe α a próbka jest bardziej elastyczna niż w przypadku krzywych o większym nachyleniu z wyższymi α.
   5. Wybierz krzywą, a następnie przejdź do sekcji „Tools”, aby zapoznać się ze statystykami danych, takimi jak mediana i zakres. MSD kuleczki jest proporcjonalne do podatności pełzania, J(t) materiału, w którym zatopiony jest koralik, zgodnie z relacją,
      
      gdzie J podatność na pełzanie, d = średnica cząstek, k_B = stała Boltzmanna, T temperatura i t = czas.

Wyniki

Zbadano lokalne właściwości lepko sprężyste biofilmu w różnych jego obszarach, obejmujących pustki (pożywka nad biofilmem), obszary płaskie (niezróżnicowana płaska warstwa komórek) oraz mikrokolonie (patrz etykiety na Ryc. 2A). Określono również zmiany czasowe właściwości lepko sprężystych biofilmu podczas dojrzewania od 3. do 5. dnia. MSD cząsteczek w pustkach posłużyło jako kontrola i było porównywalne z MSD cząsteczek w czystej pożywce. W przeciwieństwie do nich, cząsteczki uwięzione w biofilmie drgał...

Dyskusja

Mikroreologia jest użytecznym narzędziem do lokalnych pomiarów reologicznych w układach heterogenicznych, takich jak biofilmy mikrobiologiczne. Jest to technika nieniszcząca, umożliwiająca monitorowanie w czasie rzeczywistym zmian reologicznych w tej samej próbce biologicznej w wielu punktach czasowych. W tym protokole zastosowano mikroreologię śledzenia cząstek do mutantów egzopolisacharydów Pel i Psl w celu zbadania, w jaki sposób wpływają one na elastyczność i skuteczne sieciowanie matrycy biofilmu. Psl sprzyja rozwoj...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Fluorkule	Invitrogen	F-8821	1.0 μ M Czerwone fluorescencyjne (580/605) mikrosfery z modyfikacją karboksylową
Zeiss Axio Imager M1	Mikroskop epifluorescencyjny	Carl Zeiss
Napęd cyfrowy Masterflex L/S 07523-80	Cole-Parmer	EW-07523-80	Pompa perystaltyczna
Komory komory przepływowe	Duński Uniwersytet Techniczny Pułapka
bąbelkowa	Duński
Rurka silikonowa	Dow Corning		3 mm średnica zewnętrzna, 1  mm średnica wewnętrzna
Przezroczyste łączniki z tworzywa sztucznego z polipropylenu	Cole Parmer	06365-83	1/16 cala (1.588 mm)
Klipsy do segregatorów			Do zaciskania węży
Szkiełka nakrywkowe	Thermo Scientific™ Nunc&handel;	50 x 24 mm
Strzykawka 3 ml	Terumo
27   G Igła	Terumo
2   L Butelki do przechowywania/mediów VWR	®
Wózek			do przechowywania zestawu biofilmu

Uniwersytet Techniczny