Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Metoda oceny wzmacniających właściwości etanolu u szczurów bez niedoboru wody, blaknięcia sacharyny lub szkolenia o przedłużonym dostępie

9.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53305

⸱

29 stycznia 2017

 ,  ,  , 
1Center for Social and Affective Neuroscience, IKE, Linköping University, 2Laboratory of Clinical and Translational Studies, National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism, National Institutes of Health

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje nowatorską i efektywną metodę szybkiego inicjowania reakcji instrumentalnej na etanol u szczurów, która, w przeciwieństwie do standardowych metod, nie wymaga pozbawienia wody ani zaniku sacharyny/sacharozy, aby zainicjować odpowiedź.

Streszczenie

Instrumentalne metody samodzielnego podawania doustnego są powszechnie stosowane do badania wzmacniających właściwości etanolu u zwierząt. Jednak standardowe metody wymagają blaknięcia sacharyny/sacharozy, niedoboru wody i / lub przedłużonego treningu w celu zainicjowania odpowiedzi instrumentalnej u szczurów. W artykule opisano nowatorską i skuteczną metodę szybkiego inicjowania odpowiedzi instrumentalnej na etanol, która jest wygodna dla eksperymentatorów i nie wymaga niedoboru wody ani blaknięcia sacharyny/sacharozy, eliminując w ten sposób potencjalne zakłócenia związane ze stosowaniem słodzików w badaniach samodzielnego podawania etanolu. Dzięki tej metodzie, szczury Wistar zazwyczaj nabywają i utrzymują samodzielne podawanie 20% roztworu etanolu w czasie krótszym niż dwa tygodnie treningu. Co więcej, stężenie etanolu we krwi i nagrody są dodatnio skorelowane dla 30-minutowej sesji samodzielnego podawania. Co więcej, naltrekson, zatwierdzony przez FDA lek na uzależnienie od alkoholu, który, jak wykazano, hamuje samodzielne podawanie etanolu u gryzoni, w zależności od dawki zmniejsza spożycie alkoholu i motywację do spożywania alkoholu u szczurów samodzielnie podając 20% etanolu, potwierdzając w ten sposób zastosowanie tej nowej metody do badania wzmacniających właściwości alkoholu u szczurów.

Wprowadzenie

Rozwój modeli zwierzęcych do badania wzmacniającego działania narkotyków okazał się ważnym narzędziem do badania uzależnienia od narkotyków u ludzi. Mówiąc dokładniej, samodzielne podawanie przez instrumentów jest szeroko stosowanym modelem behawioralnym, który jest jednym z najskuteczniejszych sposobów oceny pozytywnych wzmacniających efektów doustnego spożywanego roztworu etanolu. Wczesnym problemem związanym z opracowaniem takiego modelu był pierwotny awersyjny smak wysokich stężeń etanolu u większości gryzoni, zjawisko, które występuje również u ludzi z niewielkim lub żadnym doświadczeniem z alkoholem1. Standardowy protokół mający na celu pokonanie tej bariery wymaga pozbawienia wody i/lub blaknięcia sacharyny lub sacharozy w celu uzyskania i utrzymania samodzielnego podawania. Jednak te dwa podejścia nie są korzystne. Wymagają długich okresów treningu, aby po prostu zainicjować reakcję na etanol i uzyskać względny wskaźnik sukcesu w pozyskiwaniu. Stosowanie substancji słodzących wprowadza również potencjalną stronniczość w interpretacji danych dotyczących samodzielnego podawania. Te ograniczenia nie mają zastosowania do następującego protokołu.

Krótko mówiąc, Samson i koledzy2 wykazali, że rozpuszczenie etanolu w słodkim roztworze 20% sacharozy, a następnie zaniknięcie słodyczy w ciągu 4 tygodni treningu jest wymagane do rozpoczęcia reakcji na 10% etanolu w wodzie. Co więcej, niezawodne spożycie etanolu jest zwykle osiągane w ciągu 6 do 8 tygodni1-3. Takie podejście jest wysoce problematyczne. Po pierwsze, wymaga to dłuższych okresów szkolenia, zanim badacze będą mogli zacząć mierzyć samodzielne podawanie etanolu. W przeciwieństwie do tego, dożylne samodzielne podawanie kokainy lub heroiny wymaga 0-1 dnia treningu przedlekowego na dźwigni do dostarczania pokarmu u zwierząt z ograniczeniami pokarmowymi, a stabilna reakcja na lek jest często osiągana w ciągu 10 - 12 dni4,5. Innym ograniczeniem tej metody jest fakt, że sacharyna i sacharoza są wysoce satysfakcjonujące dla szczurów i wywołują wzorce aktywacji mózgu podobne do nadużywanych narkotyków, co wprowadza potencjał do zakłóceń w badaniach nad samodzielnym podawaniem etanolu6-9. Wreszcie, szczury, które samodzielnie podawały roztwór etanolu przy użyciu tej metody, wykazywały zmienność w wskaźniku nabywania i odpowiedzi1,10, przy czym znaczna część szczurów była konsekwentnie wykluczana z eksperymentów z powodu nieudanego nabycia i/lub niewystarczającego wskaźnika odpowiedzi.

Dla kontrastu, w tym protokole, prezentujemy prostą, ale skuteczną metodę pozyskiwania i utrzymywania doustnego samodzielnego podawania 20% etanolu w roztworze wodnym, która nie wymaga pozbawienia wody, blaknięcia sacharozy/sacharyny lub szkolenia w zakresie przedłużonego dostępu. Niedawne badanie wykazało, że samodzielne podawanie doustnego etanolu wykazuje odwróconą krzywą odpowiedzi na dawkę w kształcie litery U z najwyższym spożyciem etanolu podczas samodzielnego podawania przy 20% stężeniu etanolu, co stanowi uzasadnienie dla wyboru 20% roztworu etanolu w naszym eksperymentalnym projekcie11.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury są przeprowadzane zgodnie z wytycznymi NIH Guide for Care and Use of Laboratory Animals.

1. Opieka nad zwierzętami i ich zakwaterowanie

  1. Po przybyciu do kolonii, samce szczurów Wistar o masie ciała 200 - 225 g w momencie dostarczenia, należy kwaterować parami w środowisku z kontrolowaną temperaturą (21 °C) i wilgotnością, z odwróconym 12-godzinnym cyklem światła i ciemności.
    Uwaga: W zależności od celu eksperymentów, szczury mogą być kwaterowane pojedynczo.
  2. Przed rozpoczęciem eksperymentu pozwolić szczurom na aklimatyzację w wiryarium i do cyklu świetlnego przez co najmniej jeden tydzień, codziennie z nimi pracując. Ważyć zwierzęta raz w tygodniu.
  3. Przez cały okres trwania eksperymentu zapewnić szczurom swobodny dostęp do paszy i wody wodociągowej (pozbawianie wody nie jest konieczne do wywołania reakcji12). Wszystkie testy behawioralne przeprowadzać w fazie ciemnej cyklu światło-ciemność w ciemnym pomieszczeniu testowym.
    Uwaga: Choć rutynowo stosujemy młode dorosłe samce szczurów Wistar (62 - 65 dni po urodzeniu), protokół ten teoretycznie może być odpowiedni do badania innych szczepów szczurów, a także różnic ze względu na płeć i/lub wiek.

2. Trening operacyjny

  1. Przeprowadź wszystkie treningi i testy behawioralne w identycznych komorach operantycznych o wymiarach 30,5 × 29,2 × 24,1 cm, wyposażonych w kratnicowe podłogi i tacki na odpady wyłożone ściółką (wymienianą pomiędzy zwierzętami w celu ograniczenia sygnałów zapachowych), umieszczonych w wygłuszonych boksach z wentylatorami wyciągowymi.
    Uwaga: Szczury są trenowane za pomocą warunkowania operacyjnego od 1. dnia treningu (do otrzymania wzmocnienia konieczna jest reakcja na dźwigni) w przedziale od + 1 h do + 8 h cyklu ciemnego. Przed treningiem alkoholowym nie stosuje się ekspozycji na alkohol ani kształtowania reakcji za pomocą pokarmu lub płynów.
  2. Wyposaż każdą komorę operantyczną w światła stymulujące, pompy strzykawkowe oraz dwie chowane dźwignie umieszczone bocznie względem naczynia z cieczą. Połącz komory z komputerem sterującym za pomocą odpowiedniego oprogramowania.
    Uwaga: Większość dostawców oferuje zestawy do samopodawania zawierające wszystkie niezbędne komponenty, a także oprogramowanie i interfejsy wymagane do sterowania komorami.
  3. Napisz program warunkowania operacyjnego, który inicjuje harmonogram stałego stosunku (FR) wzmocnienia 20% etanolem (harmonogram operantyczny, w którym reakcja jest wzmacniana dopiero po określonej liczbie odpowiedzi) zgodnie z instrukcjami producenta. Na przykład w schemacie FR 1 szczury muszą wykonać jedną reakcję, aby otrzymać wzmocnienie (przykład programu FR1 znajduje się w sekcji Supplemental Code Files). Wykonaj następujące polecenia:
    1. Wysuń dwie dźwignie, aby zaznaczyć początek sesji i zasygnalizować dostępność alkoholu.
      Uwaga: Naciśnięcie dźwigni powiązanej z etanolem (aktywnej) jest nagradzane podaniem objętości 100 µL 20% etanolu w wodzie do sąsiedniego naczynia do picia i inicjuje towarzyszący temu 5-sekundowy okres przerwy (time-out), sygnalizowany zapaleniem światła wskazującego nad dźwignią. Światło wskazujące jest wprowadzane 1. dnia treningu.
    2. Podczas okresu przerwy rejestruj odpowiedzi, mimo że nie mają one zaplanowanych konsekwencji. Rejestruj odpowiedzi na drugiej dźwigni (nieaktywnej), mimo że nigdy nie wywołują one konsekwencji behawioralnych. Uwaga: Dźwignia nieaktywna służy jako kontrola do oceny zachowań niespecyficznych.
    3. Zarejestruj liczbę odpowiedzi na dźwigni aktywnej (częstość odpowiedzi) oraz liczbę uzyskanych nagród w postaci 20% etanolu.
    4. Po upływie 30 min schowaj obie dźwignie, aby zasygnalizować koniec sesji oraz koniec dostępności alkoholu.
    5. Zapisz i zarchiwizuj wszystkie dane.
  4. Przed rozpoczęciem sesji treningowej sprawdź prawidłowe działanie wszystkich urządzeń w każdej komorze operantycznej (chowane dźwignie, dozownik płynów).
  5. Przygotuj 20% v/v roztwór etanolu z etanolu 190 Proof (95%) rozcieńczonego w wodzie z kranu.
    Uwaga: Roztwór etanolu można przechowywać w temperaturze pokojowej. W zależności od producenta roztwory etanolu w opakowaniu mogą mieć stężenie do 99,98%. Należy również zauważyć, że o ile w większości publikacji stężenia etanolu podawane są jako objętość/objętość, niektóre mogą prezentować je jako masa/objętość.
  6. Napełnij strzykawkę 20% roztworem etanolu i upewnij się, że w liniach infuzyjnych nie ma wycieków ani pęcherzyków powietrza. Ręcznie podaj niewielką objętość etanolu przez linie infuzyjne, aby upewnić się, że etanol zostanie prawidłowo dostarczony do naczynia już przy pierwszej wzmocnionej reakcji. Osusz naczynie ręcznikiem papierowym i upewnij się, że jest puste przed rozpoczęciem sesji.
  7. Uruchom oprogramowanie sterujące harmonogramem FR wzmocnienia 20% etanolem.
  8. Trenuj szczury naiwne operantnie i lekowo w schemacie FR1 do samopodawania 20% etanolu bez deprywacji wodnej podczas 30-minutowych sesji.
    1. Przetransportuj szczury z klatkowni do pomieszczenia badawczego, używając klatki transportowej.
    2. Przypisz każdego szczura do jednej komory. Wyjmij każdego poszczególnego szczura z klatki transportowej i umieść go w przypisanej komorze do samopodawania.
    3. Staraj się zachować spójność warunków eksperymentu każdego dnia. Dlatego zawsze testuj szczury w tej samej komorze do samopodawania o mniej więcej tej samej porze każdego dnia.
    4. Uruchom oprogramowanie inicjujące harmonogram FR1 wzmocnienia 20% etanolem.
    5. Na koniec sesji usuń szczury z komór do samopodawania i zwróć je do klatkowni.
    6. Aby ręcznie potwierdzić, że zwierzęta spożyły roztwór alkoholu, użyj ręcznika papierowego i sprawdź, czy naczynie jest suche. Alternatywnie użyj strzykawki 1 lub 2 mL i zbierz płyn pozostały w naczyniu, aby oszacować objętość niespożytą.
      Uwaga: Dla dokładniejszego (ale również droższego) pomiaru można wyposażyć każdą komorę w system lickometru połączony z naczyniem z cieczą, który pozwala na precyzyjne przeliczenie liczby liznięć wykonanych przez szczury podczas sesji samopodawania.
    7. Oczyść ścianki i kratnicową podłogę każdej komory dezynfekcją powierzchniową.
    8. Po użyciu konserwuj linie infuzyjne, czyszcząc je 70% roztworem etanolu. Gdy nie są używane, załóż nasadkę, aby uniknąć pleśni i kurzu.
  9. Po każdej sesji zbierz i przeanalizuj wygenerowane dane. W szczególności oblicz średnią liczbę naciśnięć dźwigni aktywnej, średnią liczbę uzyskanych nagród alkoholowych oraz średnią liczbę naciśnięć dźwigni nieaktywnej.
    Uwaga: W większości prac spożycie alkoholu jest również przedstawiane jako przyjęcie etanolu w g/kg (masy ciała). Przyjęcie etanolu można obliczyć za pomocą następującego wzoru:
    Wzór na obliczenie przyjęcia etanolu, wyświetlający zmienne dla objętości i wagi zwierzęcia w formie równania.
    Gdzie objętość spożyta (mL) – liczba uzyskanych nagród ± objętość jednostkowa/nagroda i gęstość etanolu w temperaturze pokojowej – 0,789 g/mL.
    Na przykład, jeśli szczur o wadze 400 g uzyskał 20 nagród 20% v/v roztworu etanolu:
    Obliczenie przyjęcia etanolu, wzór \( 20 \times 0.1 \times 0.2 \times 0.789 / 0.4 = 0.79 \, \text{g/kg} \)
  10. Przeprowadzaj sesje 5/6 dni w tygodniu aż do stabilizacji wyników (definiowanej jako minimum 15 sesji i brak zmiany większej niż 15% w całkowitej liczbie uzyskanych nagród podczas ostatnich 3 sesji).
    Uwaga: Po osiągnięciu przez szczury stabilnej linii bazowej w FR1, program warunkowania operacyjnego można zmodyfikować zgodnie z instrukcjami producenta, aby zwiększyć liczbę odpowiedzi niezbędnych do otrzymania nagrody alkoholowej. Stały stosunek może zostać na przykład zwiększony do FR2 lub FR3 w celu zminimalizowania przypadkowego wzmocnienia.
  11. Zmierz stężenia etanolu we krwi:
    1. Aby potwierdzić, że nagrody uzyskane w sesji samopodawania są spożywane przez szczury, zmierz stężenia etanolu we krwi po samopodawaniu. Po osiągnięciu przez szczury stabilnej linii bazowej pobierz krew z bocznej żyły ogonowej natychmiast po sesji. Wprowadź igłę 23 G do naczynia krwionośnego i pobierz próbki krwi o objętości 50 µL za pomocą rurki kapilarnej.
    2. Przenieś próbki krwi 50 µL do fiolek headspace o objętości 10 mL i dodaj 50 µL alkoholu izopropylowego w proporcji 1:1 000 jako standardu wewnętrznego. Przygotuj krzywą wzorcową od 10 do 300 mg/dL z wzorców etanolu. Przetwórz próbki za pomocą próbownika headspace z kolumną chromatograficzną13 zgodnie z ustawieniami producenta.
  12. Stosunek progresywny
    1. Użyj harmonogramów stosunku progresywnego (PR), aby ocenić motywację zwierząt do spożycia nagrody14. PR jest harmonogramem operantycznym, w którym liczba odpowiedzi w celu uzyskania wzmocnienia jest stopniowo zwiększana (innymi słowy, szczury muszą pracować ciężej przy każdej kolejnej nagrodzie).
      Uwaga: W przeciwieństwie do sesji FR, sesja PR nie jest ograniczona czasowo i zostanie zakończona dopiero po upływie 30 min bez wykonania wymaganego stosunku odpowiedzi.
      1. Umieść szczury w przypisanych boksach operantycznych i pozwól im reagować na 20% etanol w harmonogramie wzmocnienia PR: Zachowaj wszystkie warunki eksperymentalne identyczne z tymi stosowanymi w harmonogramie FR (patrz krok 2.3), z wyjątkiem zwiększenia wymaganego wysiłku lub kosztu wewnątrz sesji (tj. liczby naciśnięć wymaganych na dźwigni aktywnej, aby otrzymać pojedynczą nagrodę etanolową) zgodnie z następującym wzorem: 1, 2, 3, 4, 6, 8, 10, 12, 16, 20, 24, 28, 32… Uwaga: Przykład programu PR znajduje się w sekcji Supplemental Code Files.
      2. Zakończ sesję PR po upływie 30 min bez otrzymania nagrody.
        Uwaga: Punkt przełamania (breakpoint) definiuje się jako ostatni zrealizowany wymóg odpowiedzi podczas sesji PR.

3. Testowanie trafności prognostycznej operacyjnego modelu samopodawania alkoholu

Uwaga: Po tym, jak szczury osiągną stabilną linię bazową samoadministracji (patrz krok 2), możliwe jest ocenienie trafności prognostycznej modelu poprzez przetestowanie skuteczności naltreksonu – obecnie zatwierdzonego przez FDA leku w leczeniu alkoholizmu – w redukcji samoadministracji 20% etanolu. Zalecamy przeprowadzenie tych testów przy najwyższym osiągniętym podczas treningu współczynniku FR (FR2), gdy odpowiedzi są niezawodnie wysokie. Po ustaleniu trafności prognostycznej model można wykorzystać do oceny nowych kandydatów na leki.

  1. Przed dniem testu podawaj szczurom podskórne zastrzyki z soli fizjologicznej na 30 min przed sesjami samopodawania, aby przyzwyczaić je do iniekcji, podczas minimum dwóch następujących po sobie sesji samopodawania lub do momentu, gdy odpowiedź na etanol nie będzie zaburzona przez zastrzyki z soli fizjologicznej (definiowane jako brak zmiany większej niż 15% w całkowitej liczbie uzyskanych nagród podczas ostatnich 2 sesji).
  2. Rozpuść naltrekson w soli fizjologicznej i dostosuj pH do wartości neutralnej, aby ułatwić iniekcje zwierzętom. Wstrzyknij lek w objętości 1,0 mL/kg na 30 min przed sesją, stosując podskórną drogę podania. Uwaga: Literatura dostarcza wiarygodnych dowodów na wybór dawki z zakresu 0,1 – 1 mg/kg, dlatego w niniejszym protokole zastosowano dawki 0,1, 0,3 i 1 mg/kg.
    Uwaga: Badania wskazują na stosowanie zarówno podskórnej, jak i doszprytnej drogi podania naltreksonu, choć ich skuteczność może się różnić – iniekcje podskórne mogą być 30-krotnie silniejsze niż iniekcje doszprytne15. Z tego powodu zalecamy stosowanie drogi podskórnej, ponieważ metoda ta dla iniekcji naltreksonu została zwalidowana i powtórzona przez różne laboratoria w zakresie stężeń od 0,1 do 1 mg/kg12,15,16.
  3. W dniu testu wykonaj iniekcje szczurom w zrównoważonej/losowej kolejności w schemacie międzygrupowym w ramach jednego z czterech cykli dawkowania naltreksonu (0, 0,1, 0,3 i 1 mg/kg) na 30 min przed sesją samopodawania.
  4. Między każdym cyklem dawkowania zapewnij szczurom czas na eliminację leku z organizmu podczas minimum dwóch następujących po sobie sesji samopodawania lub do czasu, aż odpowiedź na etanol powróci do wartości wyjściowych. Uwaga: W rezultacie, pod koniec testu wszystkie szczury otrzymały każdą z czterech dawek.
  5. Po tej fazie wybierz najskuteczniejszą dawkę (1 mg/kg) i zbadaj wpływ naltreksonu na motywację zwierząt do spożywania alkoholu, stosując schemat progresywnego stosunku (patrz krok 2.12).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia reprezentatywne zachowanie podczas samopodawania u szczurów Wistar naiwnych względem warunkowania operantowego i leków (osiem różnych kohort, łącznie 239 szczurów), szkolonych w schemacie FR1 w celu samopodawania 20% etanolu bez deprywacji wodnej oraz bez wygaszania sacharyny/sukrozy podczas 30-minutowych sesji. Przy zastosowaniu tego protokołu szczury bardzo szybko zaczynają naciskać dźwignię w celu otrzymania nagrody w postaci etanolu, uzyskując po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Dzięki temu protokołowi przedstawiamy nową metodę pozyskiwania i utrzymywania stabilnego samodzielnego podawania doustnego 20% etanolu u szczurów, która, w przeciwieństwie do klasycznych modeli samodzielnego podawania etanolu, nie wymaga stosowania pozbawienia wody, szkolenia w zakresie przedłużonego dostępu lub blaknięcia sacharyny/sacharozy12. Co więcej, naltrekson, obecnie zatwierdzony przez FDA lek na uzależnienie od alkoholu, skutecznie zmniejsza samodzielne podawanie alkoholu i motywację do spożywania al...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Szwedzką Radę ds. Badań Naukowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ekstra wysoka kabina dźwiękochłonna z MDF, wnętrze: 22 "szer. x 22" wys. x 16 "DMed Associates Inc.ENV-018MD
Ekstra wysoka modułowa komora testowa ze zmodyfikowaną górą, wanną na odpady i PhotobeamMed Associates Inc.ENV-007CT-PH
Podłoga ze stali nierdzewnej dla szczurów lub małych naczelnychMed Associates Inc.ENV-005
Wysuwana dźwigniaMed Associates Inc.ENV-112CM2 firmy SA
chambers Stimulus Light, 1" Biała soczewka, montowana na panelu modułowymMed Associates Inc.ENV-221M2 firmy SA komory
Dwukubkowy pojemnik na płyn z rurami ze stali nierdzewnej 18 gaMed Associates Inc.ENV-200R3AM
Jednobiegowa pompa strzykawkowa, 3,33 obr./minMed Associates Inc.PHM-100
Med Associates Inc.PHM-122-18
Pakiet wejść SmartCtrl 8 / 16 wyjśćMed Associates Inc.DIG-716P2
Oprogramowanie MED-PCfirmy Med Associates Inc.SOF-735
http://www.mednr.com/Med Associates Inc.Strona internetowa, która jest open-source i została stworzona, aby zaoferować naukowcom miejsce do wymiany kodu notacji MEDState
Strzykawki Kendall Monoject 20 cc, regularna końcówka Luer VWRInternationalMJ8881-520657
Etanol, czysty, 190 Proof (95%), USP, KOPTECDecon Labs2801
0,9% Chlorek sodu do wstrzykiwań, USPHospira0409-4888-50
Naltrekson chlorowodorekSigma AldrichN3136-1G
23 G BD Igły PrecisionGlideBD305145
Minivette POCT 50 µ L, K3EDTASarstedt17.2113.150Do pobierania krwi włośniczkowej
Zestaw do dostarczania płynów

Bibliografia

  1. Koob, G. F., et al. Animal models of motivation for drinking in rodents with a focus on opioid receptor neuropharmacology. Recent developments in alcoholism : an official publication. of the American Medical Society on Alcoholism, the Research Society on Alcoholism, and the National Council on Alcoholism. 16, 263-281 (2003).
  2. Samson, H. H. Initiation of ethanol reinforcement using a sucrose-substitution procedure in food- and water-sated rats. Alcoholism, clinical and experimental research. 10, 436-442 (1986).
  3. Weiss, F., Mitchiner, M., Bloom, F. E., Koob, G. F. Free-choice responding for ethanol versus water in alcohol preferring (P) and unselected Wistar rats is differentially modified by naloxone, bromocriptine, and methysergide. Psychopharmacology. , 178-186 (1990).
  4. Koya, E., et al. Role of ventral medial prefrontal cortex in incubation of cocaine craving. Neuropharmacology. 56, 177-185 (2009).
  5. Karlsson, R. M., Kircher, D. M., Shaham, Y., O'Donnell, P. Exaggerated cue-induced reinstatement of cocaine seeking but not incubation of cocaine craving in a developmental rat model of schizophrenia. Psychopharmacology. , 45-51 (2013).
  6. Augier, E., Vouillac, C., Ahmed, S. H. Diazepam promotes choice of abstinence in cocaine self-administering rats. Addiction biology. 17, 378-391 (2012).
  7. Cantin, L., et al. Cocaine is low on the value ladder of rats: possible evidence for resilience to addiction. PloS one. 5, (2010).
  8. Lenoir, M., Serre, F., Cantin, L., Ahmed, S. H. Intense sweetness surpasses cocaine reward. PloS one. 2, (2007).
  9. Spangler, R., et al. Opiate-like effects of sugar on gene expression in reward areas of the rat brain. Brain research. Molecular brain research. , 134-142 (2004).
  10. Rassnick, S., Pulvirenti, L., Koob, G. F. SDZ-205,152, a novel dopamine receptor agonist, reduces oral ethanol self-administration in rats. Alcohol. 10, 127-132 (1993).
  11. Carnicella, S., Yowell, Q. V., Ron, D. Regulation of operant oral ethanol self-administration: a dose-response curve study in rats. Alcoholism, clinical and experimental research. 35, 116-125 (2011).
  12. Augier, E., et al. Wistar rats acquire and maintain self-administration of 20 % ethanol without water deprivation, saccharin/sucrose fading, or extended access training. Psychopharmacology. , (2014).
  13. Macchia, T., et al. Ethanol in biological fluids: headspace GC measurement. Journal of analytical toxicology. 19, 241-246 (1995).
  14. Hodos, W. Progressive ratio as a measure of reward strength. Science. 134, 943-944 (1961).
  15. Williams, K. L., Broadbridge, C. L. Potency of naltrexone to reduce ethanol self-administration in rats is greater for subcutaneous versus intraperitoneal injection. Alcohol. 43, 119-126 (2009).
  16. Czachowski, C. L., Delory, M. J. Acamprosate and naltrexone treatment effects on ethanol and sucrose seeking and intake in ethanol-dependent and nondependent rats. Psychopharmacology. , 335-348 (2009).
  17. Stromberg, M. F., Volpicelli, J. R., O'Brien, C. P. Effects of naltrexone administered repeatedly across 30 or 60 days on ethanol consumption using a limited access procedure in the rat. Alcoholism, clinical and experimental research. 22, 2186-2191 (1998).
  18. Stromberg, M. F., Casale, M., Volpicelli, L., Volpicelli, J. R., O'Brien, C. P. A comparison of the effects of the opioid antagonists naltrexone, naltrindole, and beta-funaltrexamine on ethanol consumption in the rat. Alcohol. 15, 281-289 (1998).
  19. Gonzales, R. A., Weiss, F. Suppression of ethanol-reinforced behavior by naltrexone is associated with attenuation of the ethanol-induced increase in dialysate dopamine levels in the nucleus accumbens. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 18, 10663-10671 (1998).
  20. Biggs, T. A., Myers, R. D. Naltrexone and amperozide modify chocolate and saccharin drinking in high alcohol-preferring P rats. Pharmacology, biochemistry, and behavior. 60, 407-413 (1998).
  21. Beczkowska, I. W., Bowen, W. D., Bodnar, R. J. Central opioid receptor subtype antagonists differentially alter sucrose and deprivation-induced water intake in rats. Brain research. 589, 291-301 (1992).
  22. Cooper, S. J. Effects of opiate agonists and antagonists on fluid intake and saccharin choice in the rat. Neuropharmacology. 22, 323-328 (1983).
  23. Samson, H. H., Pfeffer, A. O., Tolliver, G. A. Oral ethanol self-administration in rats: models of alcohol-seeking behavior. Alcoholism, clinical and experimental research. 12, 591-598 (1988).
  24. Koob, G. F., Weiss, F. Pharmacology of drug self-administration. Alcohol. 7, 193-197 (1990).
  25. Schank, J. R., et al. The Role of the Neurokinin-1 Receptor in Stress-Induced Reinstatement of Alcohol and Cocaine Seeking. Neuropsychopharmacology : official publication of the American College of Neuropsychopharmacology. , (2013).
  26. Avena, N. M., Bocarsly, M. E., Rada, P., Kim, A., Hoebel, B. G. After daily bingeing on a sucrose solution, food deprivation induces anxiety and accumbens dopamine/acetylcholine imbalance. Physiology. 94, 309-315 (2008).
  27. Avena, N. M. The study of food addiction using animal models of binge eating. Appetite. 55, 734-737 (2010).
  28. Morgan, D., Sizemore, G. M. Animal models of addiction: fat and sugar. Current pharmaceutical design. 17, 1168-1172 (2011).
  29. Lenoir, M., Cantin, L., Vanhille, N., Serre, F., Ahmed, S. H. Extended heroin access increases heroin choices over a potent nondrug alternative. Neuropsychopharmacology : official publication of the American College of Neuropsychopharmacology. 38, 1209-1220 (2013).
  30. Augier, E., et al. The mGluR2 Positive Allosteric Modulator, AZD8529, and Cue-Induced Relapse to Alcohol Seeking in Rats. Neuropsychopharmacology : official publication of the American College of Neuropsychopharmacology. 41, 2932-2940 (2016).
  31. Bice, P. J., Kiefer, S. W. Taste reactivity in alcohol preferring and nonpreferring rats. Alcoholism, clinical and experimental research. 14, 721-727 (1990).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Samopodawanie etanoluwarunkowanie instrumentalnewzmocnienie alkoholemwalidacja naltreksonuprogresywny harmonogram wzmocnieństężenie etanolu we krwiszczury Wistarnaciskanie dźwignieliminacja poprzez stopniowe wygaszanie sacharynyunikanie deprywacji wodnej
Metoda oceny wzmacniających właściwości etanolu u szczurów bez niedoboru wody, blaknięcia sacharyny lub szkolenia o przedłużonym dostępie
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.