Model zwierzęcy z wstrzyknięciem β amyloidu (Aβ) umożliwia podawanie określonej ilości i gatunku fragmentów Aβ oraz redukuje indywidualne różnice w każdej badanej grupie. Protokół ten opisuje wstrzyknięcie Aβ do komory mózgowej (ICV) bez instrumentów stereotaktycznych, umożliwiając wytwarzanie nieprawidłowości behawioralnych podobnych do choroby Alzheimera u normalnych myszy.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wstrzyknięcie domózgowo-komorowe peptydów β amyloidu u normalnych myszy w celu ostrego wywołania deficytów poznawczych podobnych do choroby Alzheimera
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Amyloid-β (Aβ) jest głównym patologicznym mediatorem zarówno rodzinnej, jak i sporadycznej choroby Alzheimera (AD). W mózgach pacjentów z chorobą Alzheimera obserwuje się postępującą akumulację oligomerów i blaszek Aβ. Uważa się, że takie nieprawidłowości Aβ blokują długotrwałe wzmocnienie, upośledzają funkcję synaps i wywołują deficyty poznawcze. Dowody kliniczne i eksperymentalne wykazały, że ostry wzrost poziomu Aβ w mózgu umożliwia rozwój fenotypów podobnych do choroby Alzheimera. W związku z tym w wielu przypadkach konieczny jest szczegółowy protokół opisujący, jak ostro wygenerować mysi model choroby Alzheimera poprzez wstrzyknięcie Aβ do komory mózgowej (ICV). W tym protokole uwzględniono etapy eksperymentu z myszą z wstrzyknięciem Aβ, od przygotowania peptydów po testowanie nieprawidłowości behawioralnych. Proces przygotowania narzędzi i zwierząt przed wstrzyknięciem, wstrzykiwania Aβ do mózgu myszy za pomocą iniekcji ICV oraz oceny stopnia upośledzenia funkcji poznawczych jest łatwo wyjaśniony w całym protokole, z naciskiem na wskazówki dotyczące skutecznego wstrzykiwania ICV Aβ. Naśladując pewne aspekty choroby Alzheimera za pomocą wyznaczonego zastrzyku Aβ, naukowcy mogą ominąć proces starzenia i skupić się na dalszej patologii nieprawidłowości Aβ.
Wprowadzenie
Biorąc pod uwagę, że β amyloidu (Aβ) jest patologicznym znakiem rozpoznawczym choroby Alzheimera (AD), rozwój modeli zwierzęcych AD skupił się na neuronalnej nadekspresji Aβ. Ponieważ mutacje w białku prekursorowym amyloidu (APP) lub presenilinie (PS) prowadzą do zaburzenia równowagi Aβ i ostatecznie do patogenezy rodzinnej AD1, modele mysie obejmujące mutacje genu APP lub PS są ogólnie akceptowane. Wśród szerokiej gamy myszy transgenicznych, prototypowe modele myszy obejmują: TG2576, PDAPP, APP/PS1 i APP23. W mózgu myszy te na ogół wykazują agregację Aβ i ostatecznie blaszki starcze; Po tworzeniu się blaszek miażdżycowych następuje znaczne upośledzenie funkcji poznawczych, tak że wykazują słabe wyniki w behawioralnych testach uczenia się i pamięci. Pokolenie wykorzystujące myszy transgeniczne, które w naturalny sposób naśladują ludzką patologię AD, przyczyniło się zatem do rozwoju społeczeństwa badawczego nad chorobą Alzheimera, umożliwiając nam monitorowanie postępu choroby. Jednak używanie myszy transgenicznych jest nieekonomiczne i czasochłonne, ponieważ potrzeba miesięcy, aby rozwinąć blaszki Aβ, a nawet dłużej, aby wykazać nieprawidłowości synaptyczne lub behawioralne wywołane przez Aβ2,3. Pierwotnie opracowane jako alternatywa w celu przezwyciężenia wad transgenicznych modeli myszy, modele nietransgeniczne są również powszechnie stosowane ze względu na ich wyraźne zalety. Modele choroby Alzheimera wywołane przez patogeny mogą być wytwarzane przez bezpośrednie wstrzyknięcie Aβ do mózgu, podczas gdy deficyty poznawcze podobne do AD mogą być również wywoływane przez inne środki chemiczne i fizyczne, takie jak wstrzyknięcie związków neurotoksycznych, takich jak skopolamina, indukcja zmian w obszarach związanych z funkcjami poznawczymi, takich jak hipokamp, lub przez uszkodzenie kory mózgowej4. Jednak niepatogenna indukcja upośledzenia funkcji poznawczych nie odzwierciedla dokładnie podstawowej patofizjologii AD; zamiast tego naśladuje tylko jego symptomatyczne wyniki. W przeciwieństwie do tego, model AD wywołany przez patogen, mysi model z wstrzyknięciem Aβ, może nie tylko wykazywać nieprawidłowości behawioralne podobne do AD, ale może również wykazywać patologię Aβ, wspólną cechę wspólną dla rodzinnej i sporadycznej AD.
Pomimo trudności z wizualizacją blaszek Aβ w tkance mózgowej, największą zaletą modelu z wstrzyknięciem Aβ, która czyni go atrakcyjnym do badań nad AD, jest jego kontrolowalność. Naukowcy mogą wyeliminować indywidualne różnice w modelach mysich, które mogą prowadzić do błędnych danych w badaniach związanych z lekami. Terminowe leczenie farmakologiczne jest możliwe w zależności od mechanizmu działania leku kandydującego; aby opracować, inhibitor agregacji Aβ można zastosować przed wstrzyknięciem Aβ. Ponadto badacze mogą założyć, że patogenna transformacja, która powstaje po wstrzyknięciu Aβ, wynika z ekspozycji na Aβ, ponieważ inne czynniki są ściśle kontrolowane, w tym różnice indywidualne.
W tym protokole przedstawiono żywy opis, jak wywołać fenotyp podobny do AD u normalnych myszy poprzez wstrzyknięcie Aβ do komory mózgowej (ICV) bez instrumentów stereotaktycznych. Minimalizacja uszkodzeń tkanki mózgowej spowodowanych przez wprowadzenie jest niezbędna, aby zapobiec możliwości uszkodzenia strukturalnego i zapalenia wywołanego zmianami chorobowymi. Brak umiejętności posługiwania się myszą prowadzi do nieoczekiwanego uszkodzenia neuronów. Ponadto techniki, które umożliwiają uzyskanie odpowiedniego kąta i głębokości podczas iniekcji, są szczególnie ważne dla uniknięcia częstych błędów. Oprócz szczegółowego, żywego wyjaśnienia wstrzykiwania ICV, w poniższych sekcjach zilustrowano również niezawodność modelu wytworzonego przez poniższy protokół. Poniższy protokół może być niezawodnym i łatwo zrozumiałym narzędziem, które przyczyni się do badań nad chorobą Alzheimera, zapewniając tym samym krok naprzód, który ostatecznie może doprowadzić do znaczącego odkrycia dla społeczeństwa AD.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie doświadczenia na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publications No. 8023, wersja z 1978 r.) oraz za zgodą Animal Care and Use Committee w ramach Institutional Animal Care and Use Committee KIST (Seul, Korea).
1. Przygotowanie zwierząt
- Przygotuj grupę 7-tygodniowych samców myszy ICR (lub C57BL/6).
- Pozostaw myszy na proces aklimatyzacji przez 3-7 dni po transporcie w celu przywrócenia homeostazy. Zasadniczo umieść grupę 4-5 myszy w każdej klatce i utrzymuj je w temperaturze 22-23 °C i wilgotności 40%, przy 12/12 h cyklu światło/ciemność. Zapewnij wodę i pokarm ad libitum.
Uwaga: Proces aklimatyzacji jest kluczowy dla regeneracji po stresie transportowym oraz adaptacji do nowych warunków bytowania, pokarmu, wody i zapachu, a także nowej klatki i cyklu oświetlenia. W tym eksperymencie myszy były utrzymywane w klatkach z indywidualną wentylacją (IVC) znajdujących się w pomieszczeniu klasy SPF (Specific Pathogen Free). - Zważ każdą mysz i wyklucz osobniki, których waga odbiega o ± 10% od średniej.
- Podziel osobniki na dwie grupy: grupę wstrzykniętą nośnikiem (Aβ(-)) oraz grupę wstrzykniętą Aβ (Aβ(+)). Jeśli eksperyment ma na celu przetestowanie skuteczności konkretnego kandydata na lek, podziel myszy na cztery grupy: (1) Aβ(-)/lek(-), (2) Aβ(-)/lek(+), (3) Aβ(+)/lek(-) oraz (4) Aβ(+)/lek(+).
2. Przygotowanie peptydu Aβ
- Peptydy Aβ, otrzymane w drodze syntezy chemicznej5 lub z źródeł komercyjnych, traktować schłodzonym 1,1,1,3,3,3-heksafluoro-2-propanolem (HFIP), aby rozpuścić wszelkie agregaty i uzyskać homogenny roztwór peptydów6.
- Roztwór Aβ/HFIP poddać sonikacji w kąpieli wodnej przez 5 min (w temperaturze pokojowej), delikatnie wymieszać w wortexie, a następnie inkubować przez 30 min w temperaturze pokojowej. HFIP całkowicie usunąć poprzez odparowanie strumieniem azotu, a homogenny Aβ przechowywać w temperaturze -80 °C do momentu użycia.
- Przygotować monomery Aβ: sporządzić roztwór stokowy Aβ w dimetylosulfotlenku (DMSO) o stężeniu 1 mM, a następnie rozcieńczyć go 10-krotnie w soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS) (100 µM Aβ, 10% DMSO, 90% PBS).
- Przygotować oligomery Aβ.
- Roztwór monomeru Aβ (zawierający Aβ(1-42) lub Aβ(1-40)) (krok 2.2.) inkubować w temperaturze 37 °C odpowiednio przez 3 lub 7 dni.
- Probtkę z roztworem Aβ umieścić w szczelnym probówce, a następnie w woreczku strunowym z mokrym ręcznikiem papierowym, aby zapewnić wilgotne środowisko zapobiegające odparowywaniu wody podczas okresu inkubacji.
- Potwierdzić obecność przygotowanych oligomerów Aβ za pomocą elektroforezy w żelu poliakryloamidowym z dodecylosiarczanem sodu (SDS-PAGE) z wykorzystaniem fotoindukowanego sieciowania niezmodyfikowanych białek6.
- Przygotować kontrolny roztwór PBS zawierający 10% DMSO do wstrzyknięć dokanałowych (ICV) jako nośnik.
3. Przygotowanie strzykawki
- Przygotować mikrosstrzykawkę z igłą ze stali nierdzewnej o rozmiarze 26 G do wtryskiwania dokomorowego (ICV).
- Strzykawkę wysterylizować w autoklawie wraz z pozostałym sprzętem, który zostanie użyty podczas procedury chirurgicznej. Po autoklawowaniu umieścić sprzęt pod lampą UV na 20 min.
- Owiniąć igłę mikrosstrzykawki folią Parafilm, aby dostosować jej długość do 3,8 mm, co zapewni maksymalną dokładność głębokości wstrzyknięcia do mózgu (Rysunek 1A). (W przypadku myszy B6 dostosować igłę strzykawki do 3,6 mm).
Uwaga: Ściśnięcie folii Parafilm spowoduje przekroczenie głębokości wstrzyknięcia powyżej 3,6 mm w kierunku brzuchowym. Aby zapobiec ściskaniu folii Parafilm podczas wprowadzania igły, należy owinąć ją gęsto i wielokrotnie. - Przepłukać wnętrze strzykawki 70% etanolem dwukrotnie.
- Poddać strzykawkę i igłę działaniu myjki ultradźwiękowej w kąpieli wodnej przez 30 min w temperaturze pokojowej (RT).
- Przepłukać wnętrze strzykawki 70% etanolem dwukrotnie.
- Opłukać strzykawkę wodą destylowaną i całkowicie wysuszyć w dygestorium przez ponad 30 min. Przed rozpoczęciem wtryskiwania Aβ pozostawić czystą strzykawkę pod lampą UV przez 20 min.
4. Przygotowanie modelu mysiego z wstrzykniętym Aβ
Uwaga: Pole operacyjne należy oczyścić środkiem dezynfekującym w celu zachowania warunków sterylnych, a wszystkie instrumenty chirurgiczne do iniekcji ICV należy wysterylizować, używając 70% etanolu i naświetlania UV.
- Przed wstrzyknięciem dobowodowym (ICV) znieczuli mysz poprzez dokonać dostępu dootrzewnowego mieszaniny ksylazyny (20 mg/kg) oraz tiletaminy·HCl/zolazepamu·HCl (80 mg/kg). Umieść mysz na ogrzewanej macie, aby utrzymać temperaturę ciała podczas znieczulenia, i potwierdź skuteczność znieczulenia, oceniając odruch na uciśnięcie łapy.
- Nanieś sterylne krople PBS do obu oczu, aby zapobiec wysychaniu rogówki podczas procedury (Rysunek 1B).
- Przygotuj dwa lustra, rysując na ich powierzchniach kilka prostych linii pionowych na wypadek trudności z ustawieniem strzykawki prostopadle.
- Umieść jedno lustro (M1) bezpośrednio obok ciała myszy, a drugie (M2) przed głową. Ustaw M1 równolegle do wyimaginowanej linii środkowej między oczami myszy, a M2 prostopadle do M1, tak aby obie płaszczyzny tworzyły kąt 90° (Rysunek 1C). Jeśli badacz jest praworęczny, umieść M1 po lewej stronie myszy. Jeśli badacz jest leworęczny, umieść M1 po prawej stronie myszy.
- Spryskaj środek czoła myszy 70% etanolem i przetrzyj suchymi patyczkami bawełnianymi. Nie zwilżaj zbyt dużego obszaru czoła, aby uniknąć obniżenia temperatury ciała na skutek odparowania alkoholu.
- Przetrzyj ten sam obszar czoła 2% roztworem chlorheksydyny, używając czystych patyczków bawełnianych. Powtórz przemywanie alkoholem i chlorheksydyną łącznie po trzy razy każda substancja.
Uwaga: Jeśli jest to konieczne, ogól włosy na czole myszy, aby zminimalizować ryzyko kontaminacji. - Zlokalizuj bregma.
- Używając kciuka i palca wskazującego, mocno dociśnij skórę czoła bezpośrednio nad oboma oczami do stopnia, w którym oczy zaczną wystawać. Odciągnij skórę do tyłu, aby napiąć czoło i zminimalizować ruchy czaszki pod skórą.
- Wyznacz niewidzialny trójkąt, określając trzy wierzchołki: oba oczy myszy oraz punkt, w którym spotykają się kciuk i palec wskazujący – bregma (Rysunki 1B, czerwona strzałka: bregma).
- Wyznacz punkt wstrzyknięcia za pomocą miarki: -1,0 ± 0,06 mm tylnie od bregma, 1,8 ± 0,1 mm bocznie od szwu strzałkowego i 2,4 mm głębokości (Rysunek 1D, niebieskie gwiazdki: punkty wstrzyknięcia w każdej półkuli). (Dla myszy B6: -0,9 mm tylnie, 1,7 mm bocznie i 2,2 mm głębokości).
- Napełnij strzykawkę 10 µl roztworu Aβ lub nośnika, dodając nadmiar roztworu, aby uniknąć przypadkowego wstrzyknięcia powietrza.
- Umieść strzykawkę w punkcie wstrzyknięcia (opisanym w protokole 4.7). Ustaw strzykawkę prostopadle do płaszczyzny punktu wstrzyknięcia. Z ustalonej perspektywy wyrównaj odbicia strzykawki w obu lustrach z narysowanymi na nich liniami (Rysunek 1C).
- Zacznij wprowadzać igłę, aż owijka z parafilmu dotknie skóry.
- Utrzymuj dłoń trzymającą strzykawkę nieruchomo i drugą ręką wstrzyknij 5 µl roztworu Aβ lub nośnika powoli w ciągu 5 s, bez przerw. Upewnij się, że strzykawka pozostaje prostopadle przez cały czas. Po zakończeniu wstrzykiwania odczekaj od 3 do 5 s przed wyjęciem strzykawki, aby umożliwić dyfuzję.
- Przyjmując pierwotną pozycję trójkąta, wywrzyj umiarkowany nacisk, aby zabezpieczyć czaszkę przed niepożądanymi ruchami. Wyjmij strzykawkę bez jej przechylania.
- Umieść mysz po wstrzyknięciu Aβ na ogrzewanej podkładce do rekonwalescencji, utrzymując ją w pozycji brzusznej. Nie zostawiaj myszy bez nadzoru, dopóki nie odzyska przytomności, i nie wracaj jej do klatki z myszami nieoperowanymi do czasu pełnego wyzdrowienia.
- Umyj strzykawkę zgodnie z krokami 3.3-3.6.
- Po operacji monitoruj mobilność myszy i sprawdzaj pod kątem jakichkolwiek oznak infekcji lub choroby przez okres 5-7 dni.
Rycina 1. Iniekcja Aβ do obszaru ICV. (A) Igła strzykawki owinięta Parafilmem w porównaniu z niezmodyfikowaną igłą strzykawki; (B) Krople PBS na oczy w celu zapobiegania wysychaniu; trójkąt wyznaczony na czole myszy za pomocą kciuka, palca wskazującego oraz obu oczu myszy, a także wyimaginowana linia środkowa równoodległa od każdego oka; (C) dwa lustra (M1 i M2) z naniesionymi na powierzchnie wieloma liniami pionowymi, ułatwiającymi prostopadłe wprowadzenie igły strzykawki; (D) trójkąt z punktami iniekcji, zaznaczonymi niebieskimi gwiazdkami (-1,0 ± 0,06 mm od bregmy i 1,8 ± 0,1 mm w płaszczyźnie strzałkowej) w każdej półkuli myszy; Zielona strzałka: Parafilm, Czerwona strzałka: bregma Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
5. Potwierdzenie wstrzyknięcia Aβ za pomocą labiryntu w kształcie litery Y oraz analiz mózgu
- Ocena pamięci operacyjnej u myszy po wstrzyknięciu Aβ za pomocą testów w labiryncie w kształcie litery Y3,7,8
- Odczekać 3 dni po wstrzyknięciu do momentu wystąpienia deficytów pamięci.
- Przeprowadzić testy w labiryncie Y, używając czarnego plastikowego labiryntu z trzema identycznymi ramionami oznaczonymi jako A, B i C, z których każde odgałęzia się pod kątem 120° od centrum labiryntu (szerokość x długość x wysokość, 10 cm x 40 cm x 12 cm).
- Umieścić mysz w ramieniu startowym (ramię A) i pozwolić zwierzęciu na swobodną eksplorację labiryntu przez 8 min.
- Zmierzyć liczbę wejść do każdego ramienia i obliczyć współczynnik alternacji dla każdego osobnika3,9.
- Bezpośrednie badanie mózgów po śmierci w celu sprawdzenia, czy wstrzyknięcie zostało odpowiednio skierowane do obszaru ICV.
- Zanestetyzować mysz zgodnie z procedurą opisaną w sekcji 4.1. Następnie uśmiercić mysz poprzez zwichnięcie szyi.
- Odciąć głowę myszy i usunąć skórę, aby odsłonić czaszkę, używając nożyczek chirurgicznych. Usunąć tkanki i mięśnie z czaszki.
- Wyonać nacięcia na szwie jagodowym (między kością ciemieniową a międzyciemieniową), nie uszkadzając mózgu. Usunąć kość potyliczną i międzyciemieniową, a następnie kości ciemieniowe i czołowe. Usunąć kość czaszki za pomocą pęsety i wyizolować mózg z czaszki, unosząc opony mózgowe.
- Przemyć mózg w schłodzonej sterylnej soli fizjologicznej i przeciąć obszar ICV mózgu w kierunku coronalnym za pomocą noża chirurgicznego (Rycina 2).
- Potwierdzić miejsce wstrzyknięcia na podstawie śladu po wprowadzeniu igły w tkance mózgowej (Rycina 2). Sprawdzić, czy ślad igły dotarł do jednego z komór. Jeśli ślad igły nie dotarł do komór lub przez nie nie przeszedł, wykluczyć dane tego osobnika z analizy wyników eksperymentalnych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W tej sekcji przedstawiono przykłady wyników, jakie można uzyskać poprzez potwierdzenie agregacji Aβ oraz ocenę deficytów pamięci w teście labiryntu w kształcie litery Y (Y-maze). Wykorzystując pełnowymiarowy peptyd Aβ(1-42) składający się z 42 aminokwasów, otrzymano mieszaninę monomerów, oligomerów i fibryli Aβ (Rycina 3). Dzięki etapowi monomeryzacji indukowanej HFIP uzyskano stosunkowo jednorodnie monomery (ścieżka B). Po 7-dniowej inkubacji rozwinęły się agregaty Aβ o...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Najważniejszym krokiem w tym protokole jest wstrzyknięcie ICV Aβ. Protokół ten jest przeznaczony do wstrzykiwania Aβ do regionu ICV myszy bez instrumentów stereotaktycznych11,12. Przed rozpoczęciem eksperymentu należy przeprowadzić wstępny okres ćwiczeń wstrzykiwań z niebieskim barwnikiem zamiast Aβ, aby osiągnąć wystarczającą zręczność. Bezpośrednio po iniekcji należy sprawdzić, czy iniekcja pigmentu została wykonana prawidłowo. Ostrożnie wyjmij mózg i sprawdź, czy odpowiedni obszar został zabarwiony na niebi...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
To badanie było wspierane przez grant Koreańskiego Projektu Badawczo-Rozwojowego Technologii Medycznych przez Koreański Instytut Rozwoju Przemysłu Medycznego (KHIDI), finansowany przez Ministerstwo Zdrowia i Opieki Społecznej Republiki Korei (numer grantu: H14C04660000).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| ICR mysz | Orientbio | samiec, 6-8 tygodni, 27-29 g masy ciała | |
| C57BL/6 mysz | Orientbio | samiec, 6-8 tygodni, 21-23 g masy ciała | |
| Amyloid-beta1-42 | w syntezie domowej | stężenie zapasowe: 1 mM/DMSO, stężenie po wstrzyknięciu: 100 μ Strzykawka iniekcyjna M / 10% DMSO i 90% PBS | |
| ICV (rozmiar 26s) | Hamilton | 80308 | |
| Niebieski barwnik Evans (EBD) | abcamBIochemikalia | ab120869 | 1% EBD w PBS |
| DMSO | Sigma | D2650 | |
| PBS | gibco | 10010-023 | |
| Zestaw do analizy gradientu PAGE Gradi-GelTM II | ELPiS Biotech | EBS-1056 | 15% żel |
| Precision Plus ProteinTM Dual Xtra Standards | Bio-Rad | 161-0377 | |
| Zestaw do barwienia srebra | GE-Healthcare | 17-1150-01 | |
| LabDiet | Orientbio | 5053 |
Bibliografia
- Kam, T. I., Gwon, Y., Jung, Y. K. Amyloid beta receptors responsible for neurotoxicity and cellular defects in Alzheimer's disease. Cell Mol Life Sci. 71, 4803-4813 (2014).
- Elder, G. A., Gama Sosa, M. A., De Gasperi, R. Transgenic mouse models of Alzheimer's disease. Mt Sinai J Med. 77, 69-81 (2010).
- Bryan, K. J., Lee, H., Perry, G., Smith, M. A., Casadesus, G. Methods of Behavior Analysis in Neuroscience Frontiers in Neuroscience. Buccafusco, J. J. , (2009).
- Van Dam, D., De Deyn, P. P. Animal models in the drug discovery pipeline for Alzheimer's disease. Br J Pharmacol. 164, 1285-1300 (2011).
- Choi, J. W., Kim, H. Y., Jeon, M., Kim, D. J., Kim, Y. Efficient access to highly pure beta-amyloid peptide by optimized solid-phase synthesis. Amyloid. 19, 133-137 (2012).
- Rahimi, F., Maiti, P., Bitan, G. Photo-induced cross-linking of unmodified proteins (PICUP) applied to amyloidogenic peptides. J Vis Exp. , (2009).
- Kim, H. V., et al. Amelioration of Alzheimer's disease by neuroprotective effect of sulforaphane in animal model. Amyloid. 20, 7-12 (2013).
- Jackson, L. L. VTE on an elevated T-maze. J Comp Psychol. 36, 9(1943).
- Kim, H. Y., et al. Taurine in drinking water recovers learning and memory in the adult APP/PS1 mouse model of Alzheimer's disease. Sci Rep. 4, 7467(2014).
- Paxinos, G., Franklin, B. J. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. 2nd edn. , Academic Press. (2001).
- Ledo, J. H., et al. Amyloid-beta oligomers link depressive-like behavior and cognitive deficits in mice. Mol Psychiatry. 18, 1053-1054 (2013).
- Laursen, S. E., Belknap, J. K. Intracerebroventricular injections in mice. Some methodological refinements. J Pharmacol Methods. 16, 355-357 (1986).
- Bromley-Brits, K., Deng, Y., Song, W. Morris water maze test for learning and memory deficits in Alzheimer's disease model mice. J Vis Exp. , (2011).
- Figueiredo, C. P., et al. Memantine rescues transient cognitive impairment caused by high-molecular-weight abeta oligomers but not the persistent impairment induced by low-molecular-weight oligomers. J Neurosci. 33, 9626-9634 (2013).
- Haley, T. J., McCormick, W. G. Pharmacological effects produced by intracerebral injection of drugs in the conscious mouse. Br J Pharmacol Chemother. 12, 12-15 (1957).
- Harkany, T., et al. Neuroprotective approaches in experimental models of beta-amyloid neurotoxicity: relevance to Alzheimer's disease. Prog Neuropsychopharmacol Biol Psychiatry. 23, 963-1008 (1999).
- Wang, D., et al. The allosteric potentiation of nicotinic acetylcholine receptors by galantamine ameliorates the cognitive dysfunction in beta amyloid25-35 i.c.v.-injected mice: involvement of dopaminergic systems. Neuropsychopharmacology. 32, 1261-1271 (2007).
- Yamada, K., Nabeshima, T. Animal models of Alzheimer's disease and evaluation of anti-dementia drugs. Pharmacol Ther. 88, 93-113 (2000).
- Cho, S. M., et al. Correlations of amyloid-beta concentrations between CSF and plasma in acute Alzheimer mouse model. Sci Rep. 4, 6777(2014).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
