Eksperymentalne strategie wypełniania dużych luk tkankowych w uszkodzonym rdzeniu kręgowym po ostrym i przewlekłym uszkodzeniu

Urazowe uszkodzenie rdzenia kręgowego nie tylko prowadzi do utraty aksonów, ale także do wad tkanek, które utrudniają jakiekolwiek reakcje regeneracyjne (zobacz ^1,2). Tkanka rdzenia kręgowego jest często tracona w wyniku wtórnego zwyrodnienia, co prowadzi do powstawania torbieli lub w obszarze zmiany i wokół niej. Większość eksperymentalnych interwencji terapeutycznych koncentruje się na niekompletnych uszkodzeniach rdzenia kręgowego, takich jak częściowe przecięcie, zmiażdżenie lub stłuczenie z pozostałą krawędzią zdrowej tkanki. W przypadku całkowitych urazów, takich jak całkowite przecięcia w wyniku urazów lub interwencji chirurgicznych, takich jak resekcja guza, dostępne są obecnie tylko bardzo ograniczone możliwości leczenia^3,4. Po całkowitym przecięciu mechaniczne napięcie tkanki powoduje retrakcję kikuta kręgowego, pozostawiając niewielką szczelinę w rdzeniu kręgowym. Większość strategii koncentruje się na wypełnieniu tej luki tkankami, komórkami lub matrycami^5,6.

Tutaj prezentowana jest inna strategia, a mianowicie readaptacja oddzielonych pni za pomocą nowatorskiego urządzenia z mikrozłączem⁷. Aby ponownie przystosować dwa pniaki, należy przyłożyć siłę mechaniczną w postaci lekkiego podciśnienia, aby to osiągnąć (rysunek 1). Mechaniczny system mikrozłączy (mMS) to wielokanałowy system z polimetakrylanu metylu (PMMA) z otworami w kształcie plastra miodu (rysunek 1A) i wyposażony w system rurek wylotowych. Wszczepia się go w szczelinę tkankową powstałą w wyniku całkowitego przecięcia rdzenia kręgowego u szczura (ryc. 1C). Jedną rurkę można podłączyć do pompy próżniowej, aby wytworzyć podciśnienie w mMS (rysunek 1D). Ciśnienie wciąga odłączone kikuty rdzenia kręgowego do otworów w kształcie plastra miodu w mMS, które mają mikrostrukturalne ścianki, które utrzymują tkankę na miejscu po zwolnieniu ciśnienia (ryc. 1B). Rurkę można pozostawić nienaruszoną po operacji i podłączyć do minipompy osmotycznej w celu wprowadzenia substancji do rdzenia zmiany chorobowej (ryc. 1E-F).

Oprócz ostrego przecięcia rdzenia kręgowego, inny rodzaj całkowitej zmiany wynika z chirurgicznego usunięcia guza kręgosłupa lub solidnej blizny po przewlekłej zmianie, co prowadzi do dużych luk tkankowych o długości kilku milimetrów, które jak dotąd nie mogą być pokonane przez mMS. Większość pacjentów z urazami rdzenia kręgowego cierpi z powodu przewlekłych urazów. U tych pacjentów w pełni rozwinięta blizna zajmuje rdzeń zmiany. Chirurgiczne usunięcie blizny po zmianie chorobowej jest koncepcją leczenia, która jest obecnie badana po eksperymentalnym SCI^8,9. Podczas gdy sam zabieg resekcji może być wykonany bez powodowania znacznych dodatkowych uszkodzeń, powstała luka tkankowa musi zostać zmostkowana za pomocą odpowiedniej matrycy, która umożliwia i wspomaga regenerację tkanki oraz, w szczególnym przypadku urazów rdzenia kręgowego, regenerację włókien nerwowych w celu utrzymania i promowania funkcji lokomotorycznych. Stwierdzono, że niskocząsteczkowy glikol polietylenowy (PEG 600) jest bardzo odpowiednim materiałem do tego celu. Jego brak immunogenności i bardzo niska lepkość pozwalają na płynną integrację z otaczającą tkanką. Wprowadzenie samego biopolimeru sprzyja inwazji korzystnych komórek, w tym komórek śródbłonka, obwodowych komórek Schwanna i astrocytów oraz - co bardzo ważne - regeneracji i wydłużeniu aksonów zstępujących i wstępujących dróg włóknistych, a także ich pokryciu zwartą mieliną⁸. Stwierdzono, że tym reakcjom regeneracyjnym towarzyszy długotrwała poprawa funkcjonalna. Połączenie resekcji tkanki bliznowatej z późniejszą implantacją PEG 600 stanowi bezpieczny i prosty, a jednocześnie bardzo skuteczny sposób na zniwelowanie znacznych ubytków tkanki rdzenia kręgowego.

Przestrzegano wytycznych instytucjonalnych dotyczących bezpieczeństwa i komfortu zwierząt, a wszystkie interwencje chirurgiczne oraz opieka nad zwierzętami przed i po operacji były prowadzone zgodnie z niemiecką ustawą o ochronie zwierząt (Krajowy Urząd ds. Ochrony Środowiska i Konsumentów Nadrenii Północnej-Westfalii, LANUV NRW).

1. Całkowite przecięcie rdzenia kręgowego klatki piersiowej samic szczura rasy Wistar (220 - 250 g)

1. Przygotowanie rdzenia kręgowego
   1. Stosować znieczulenie wziewne izofluranem (2 - 3% izofluranu w_O2/NO₂ w stosunku 1:2) i wstrzyknięcie karprofenu w bolusie (podskórnie [podskórnie] 5 mg/kg). Zaleca się skojarzenie karprofenu z opioidem buprenorfiną (0,02 mg/kg s.c.). Operację należy wprowadzić, gdy nie obserwuje się już odruchu powiek na lekki dotyk patyczkiem kosmetycznym i odruch wycofania łapy na szczypanie bodźca kleszczami.
   2. Umieść zwierzę na kocu grzewczym w temperaturze 37 °C, aby utrzymać temperaturę ciała podczas zabiegu i nałóż maść na oczy, aby uniknąć wysuszenia w znieczuleniu.
   3. Ogol grzbiet zwierzęcia i przygotuj skórę za pomocą środka dezynfekującego skórę.
   4. Przeciąć skórę na linii środkowej wzdłuż kręgów piersiowych na 4 cm za pomocą ostrza chirurgicznego i otwórz ją. Od tego kroku do wszystkich zabiegów należy używać wysterylizowanych narzędzi chirurgicznych (sterylizowanych w autoklawie lub sterylizowanych zanurzeniowo).
   5. Wycofaj mięśnie powyżej kręgów piersiowych za pomocą małego zacisku mięśniowego.
   6. Usuń wyrostki kolczyste na poziomie klatki piersiowej 8 (Th8) i Th9 za pomocą rongeura kostnego, ostrożnie przycinając małe kawałki kości, aż kości kręgowe będą płaskie.
   7. Użyj kleszczy anatomicznych, aby podnieść kręgosłup w wyrostku kolczystym Th7 i użyj rongeur, aby przyciąć małe kawałki kości kręgowej od ogona do rostralu, aż do wykonania laminektomii w Th8 i Th9. Odsłoń oponę twardą, nie uszkadzając jej, ostrożnie usuwając jednorazowo tylko kilka i bardzo małych kawałków kości kręgowej.
   8. Zaciśnij kręgosłup za pomocą 2 zacisków stabilizacyjnych w wyrostkach kolczystych Th7 i Th10, podnieś zwierzę, aby odłączyć ruchy oddechowe od kręgów.
2. Całkowite przecięcie rdzenia kręgowego na poziomie klatki piersiowej 8/9
   1. Podnieś oponę twardą za pomocą cienkich kleszczy, przetnij oponę twardą cienkimi nożyczkami do oczu w kierunku poprzecznym.
   2. Przytrzymaj boczny odcięty koniec opony twardej za pomocą cienkich kleszczy i włóż hak rdzeniowy do przestrzeni podpajęczynówkowej między oponą twardą a pajęczynówką. Unikaj uszkodzenia opon mózgowych, nie nakłuwając opony mózgowej ani pia lub opony twardej ani kleszczami, ani haczykiem rdzenia kręgowego.
   3. Powoli obracaj haczyk, aby umieścić go wzdłuż tkanki rdzenia kręgowego, uważając, aby nie wbić się w oponę twardą (pia jest nadal nienaruszona).
   4. Podnieś rdzeń kręgowy na około 1 - 2 mm w górę, aż po stronie brzusznej pojawi się szczelina między tkanką rdzenia kręgowego a oponą twardą.
   5. Włóż cienkie nożyczki do oczu w przestrzeń między oponą twardą a pia i przetnij rdzeń kręgowy, pozostawiając hak rdzeniowy na miejscu.
   6. Podnieś dwa kikuty rdzenia kręgowego za pomocą dwóch kleszczy i wizualnie zapewnij całkowite przecięcie.
   7. W przypadku zwierząt z uszkodzeniami kontrolnymi i zwierząt z przewlekłym urazem należy zamknąć oponę twardą za pomocą przerywanych szwów za pomocą nieadsorbowalnych nici 9,0 z monofilamentu.
   8. W przypadku zmian przewlekłych należy zapoznać się z częścią 1.6.
3. Implantacja mMS
   1. Umieść mMS powyżej miejsca urazu z dwiema rurkami leżącymi po każdej bocznej stronie kręgu i opuść go do jamy uszkodzenia.
   2. Rurki do szwów do mięśni z boku kręgu za pomocą niewchłanialnej nici 4-0, aby zapewnić stabilizację mSM. Na tym etapie upewnij się, że mMS jest unieruchomiony za pomocą kleszczy.
   3. Usuń pin złącza mMS, przecinając go cienkimi nożyczkami.
   4. Zamknij oponę twardą nad mMS i zszyj ją niciami 9,0.
   5. Podłącz jedną rurkę do pompy próżniowej, a drugą uszczelnij, zaciskając.
   6. Zastosuj delikatne podciśnienie do mMS za pomocą pompy próżniowej przez otwartą rurkę, zasysając kikuty rdzenia kręgowego do światła mMS. Stosować podciśnienie przez kilka minut (maksymalnie przez 10 minut) i monitorować za pomocą czujników (250 - 350 mbar).
   7. Przeciąć rurki blisko mMS i usunąć rurki. Przejdź do kroku 1.6.
4. Resekcja tkanki rdzenia kręgowego, w tym blizny po przewlekłej zmianie chorobowej, w 5. tygodniu po początkowym urazie
   1. Wykonaj kroki 1.1.1 - 1.1.5.
   2. Zidentyfikuj tkankę bliznowatą po brązowo-żółtym wyglądzie i sztywnej tkance na szczycie rdzenia kręgowego. Delikatnie usuń powierzchowne warstwy tkanki bliznowatej, przytrzymując cienkimi kleszczami i tnąc cienkimi nożyczkami. Dzięki tej metodzie należy ponownie otworzyć miejsce laminektomii, aby odsłonić tkankę zawierającą obszar urazu rdzenia kręgowego. Należy przerwać przygotowanie, gdy szew opony twardej zostanie wizualnie zidentyfikowany.
   3. Zaciśnij kręgosłup za pomocą 2 zacisków stabilizacyjnych na wyrostkach kolczystych Th7 i Th10, a następnie podnieś zwierzę, aby odłączyć ruchy oddechowe od kręgów.
   4. Za pomocą małej tekturowej linijki zmierz obszar rdzenia kręgowego, który ma zostać wycięty (długość: 4 mm) i zaznacz krawędzie tego odpowiedniego obszaru tkanki poprzecznymi nacięciami, aby umożliwić późniejsze usunięcie tkanki.
   5. Usuń tkankę bliznowatą poprzez kombinację cięcia i aspiracji. Usuń tkankę, która została oddzielona od rdzenia kręgowego za pomocą nacięć poprzecznych. Stosować delikatne aspiracje, gdy jest to wystarczające, aby umożliwić usunięcie tkanki. Ponadto, gdy sztywna tekstura tkanki bliznowatej sprawia, że aspiracja tkanki jest zbyt trudna, użyj cienkich nożyczek, aby przeciąć i usunąć tę tkankę.
   6. Włóż kawałek (około 5 mm x 5 mm x 5 mm sześcian) hemostatycznej gąbki żelatynowej do szczeliny tkanki, aż krwawienie ustąpi. Gąbka żelatynowa zmniejszy się, gdy tylko zostanie nasączona płynem.
5. Implantacja PEG 600
   1. Przygotować 1 ml czystego, nierozcieńczonego PEG 600 do wstrzykiwań, ogrzewając go do temperatury 37 °C.
   2. Usuń gąbkę żelatynową.
   3. Wprowadzić odpowiednią ilość (około 5 - 7 μl) PEG do szczeliny za pomocą strzykawki o pojemności 10 μl lub pipety o pojemności 10 μl.
   4. Ostrożnie przykryj obszar kawałkiem (około 5 mm x 4 mm) zamiennika szczeliwa/opony twardej.
   5. Przymocuj uszczelniacz do otaczającej tkanki mięśniowej za pomocą kilku kropli kleju do tkanek. Umieść szczeliwo na wierzchu wypełnionej PEG szczeliny resekcyjnej. Aby zapobiec ślizganiu się szczeliwa, użyj małych kropli kleju tkankowego, aby przymocować rogi szczeliwa do otaczającej tkanki mięśniowej. Uwaga: Unikaj wycieku kleju tkankowego na tkankę rdzenia kręgowego!
6. Zamykanie tkanek i opieka pooperacyjna
   1. Zszyj mięśnie i skórę warstwa po warstwie z przerywanymi szwami z plecionymi adsorbowalnymi nićmi 4-0
   2. Wstrzyknąć 2 × 2,5 ml chlorku sodu (NaCl [0,9%]) w temperaturze 36 °C s.c. w celu nawodnienia po zabiegu. Pojedyncze wstrzyknięcie 5 ml NaCl rozciągnęłoby skórę zwierzęcia i mogłoby spowodować niepotrzebne szkody dla zwierzęcia. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyskasz pełnej świadomości.
   3. Karprofen należy wstrzykiwać codziennie (s.c. 5 mg/kg) przez co najmniej 2 dni po zabiegu. Zwierzę domowe w pojedynczej klatce przez pierwsze 2 dni, następnie w grupach po 2 - 3 osoby.
   4. Zastosuj antybiotykoterapię (codzienne doustne podawanie enrofloksacyny) przez pierwszy tydzień po operacji.
   5. Wykonuj ręczne opróżnianie pęcherza dwa do trzech razy dziennie, delikatnie głaszcząc brzuch zwierzęcia od rostralnego do ogonowego. Należy uważać, aby nie poruszać kręgosłupem zwierzęcia i nie podnosić zwierzęcia za ogon. Ręcznie opróżniaj pęcherz zwierzęcia z całkowicie uszkodzonym kręgosłupem codziennie przez cały czas przeżycia. Należy zwrócić uwagę, aby granulki pokarmu i butelki z wodą umieścić na wysokości, do której zwierzęta mogą sięgnąć bez stania na tylnych łapach. Chociaż funkcja tylnej ćwiartki jest upośledzona, zwierzęta poruszają się i aktywnie eksplorują klatki natychmiast po operacji. Zaleca się trzymanie szczurów w grupach towarzyskich.
   6. W przypadku zmian przewlekłych należy pozostawić czas przeżycia zwierząt wynoszący pięć tygodni przed resekcją blizny. Wykonaj kroki 1.4.

Zachowanie tkanek, odrastanie aksonów i funkcjonalne korzyści z implantacji mMS po ostrym całkowitym przecięciu rdzenia kręgowego
Wykazano, że ostra implantacja mMS ustabilizowała całkowicie przecięte kikuty rdzenia kręgowego i zmniejszyła kurczenie się tkanki (ryc. 2A w porównaniu z B). Jak wykazano za pomocą barwienia trichromowego w odcinkach strzałkowych, zielone zabarwienie tkanki łącznej blizny zwłóknieniowej w rdzeniu zmiany jest znacznie gęstsze i bardziej widoczne u zwierząt z kontrolą zmian (ryc. 2D) niż u zwierząt z implantacją mMS (ryc. 2C). Co ciekawe, nie zaobserwowano różnic w długim czasie przeżycia w akumulacji makrofagów w miejscu uszkodzenia, co uwidoczniono za pomocą barwienia immunohistologicznego przeciwko ED-1 u zwierząt z wszczepionym mMS w porównaniu ze zwierzętami z kontrolną zmianą chorobową (nie pokazano).

Natychmiast po implantacji zaobserwowano brak tkanki w świetle mMS, która następnie została wypełniona komórkami i tkankami po kilku dniach. Po 5 tygodniach od operacji można było wykryć masywne wrastanie aksonów w światło mMS (ryc. 3A). Ponadto światło mMS zostało unaczynione (ryc. 3B), a struktury aksonalne znaleziono w bliskim sąsiedztwie naczyń krwionośnych (nie pokazano). Ocena skali lokomotorycznej Basso-Beattie-Bresnahana (BBB) w otwartym polu wykazała istotną poprawę funkcjonalną u zwierząt z implantami mMS (linia na rycinie 3C) w porównaniu ze zwierzętami z kontrolą (szara linia na rycinie 3C) po 2 i 4 tygodniach od operacji.

Inwazja komórek, rewaskularyzacja, regeneracja aksonów i poprawa funkcjonalna u szczurów z przewlekłym uszkodzeniem rdzenia kręgowego po resekcji blizny i implantacji PEG
W modelach przewlekłych urazów, zarówno częściowych, jak i całkowitych przecięć rdzenia kręgowego w klatce piersiowej, chirurgiczne usunięcie blizny po zmianie w piątym tygodniu po początkowym urazie nie spowodowało żadnych wykrywalnych dodatkowych szkód lub dyskomfortu u zwierząt. Resekcja blizny, a następnie wprowadzenie PEG 600 doprowadziło do regeneracji tkanki, która była wykrywalna w macierzy (ryc. 4). Ponadto odkładanie się zewnątrzkomórkowych osłonek kolagenowych - co jest typowe dla siatki błony podstawnej tkanek bliznowatych - nie było tak widoczne po leczeniu PEG (Figura 4C) w porównaniu z kontrolami tylko zmian (Figura 4B). W przeciwieństwie do przewlekłej blizny kontrolnej tylko ze zmianą chorobową (nie pokazano), miejsce resekcji wypełnione macierzą zostało zaatakowane przez komórki stymulujące wzrost aksonów po resekcji. Już po tygodniu od resekcji i leczenia można było zidentyfikować kilka korzystnych typów komórek w obszarze macierzy, takich jak komórki śródbłonka (które okazały się obecne w regenerujących się naczyniach krwionośnych [ryc. 4D]), astrocyty (ryc. 4F) i obwodowe komórki Schwanna (ryc. 4G). Pięć tygodni po resekcji obszar leczony PEG jest wypełniony licznymi profilami aksonalnymi (ryc. 4E).

Macierz PEG przyczyniła się do znacznego wzrostu regeneracyjnego licznych aksonów (Rysunek 4D,E,G). Dzięki badaniom śledzącym i barwieniu immunohistochemicznemu można było zidentyfikować różne wstępujące i opadające populacje aksonów, które regenerowały się nie tylko do obszaru wypełnionego PEG, ale także poza nim. Analizy transmisyjne EM leczonego obszaru zwierząt o długim okresie przeżycia (8 miesięcy) nie tylko potwierdziły obecność komórek Schwanna, ale dodatkowo ujawniły zwartą mielinizację zregenerowanych aksonów wewnątrz matrycy PEG8. Zregenerowane profile aksonów były często związane z obszarami angiogenezy (ryc. 4D). Barwienie immunohistochemiczne wykazało, że profile aksonów, które znaleziono w leczonym obszarze resekcji, były ściśle związane z komórkami Schwanna i wydawały się być mielinizowane przez te komórki już we wczesnych punktach czasowych po resekcji i implantacji8.

Długoterminowe (osiem miesięcy) badanie behawioralne wykazało znaczącą, długotrwałą poprawę funkcjonowania lokomotoryki po przewlekłej resekcji blizny i leczeniu PEG (Rysunek 5).

Rysunek 1. Budowa i zasada działania mMS. (A) obraz fotograficzny mMS, (B) adhezyjne mikrostruktury powierzchniowe ścianek bocznych mMS, podziałka: 50 μm, (C-F) schematyczny rysunek: (C) implantacja mMS do uszkodzenia rdzenia kręgowego, (D) zastosowanie próżni w celu zassania tkanki do struktury plastra miodu (czerwona strzałka: podciśnienie), (E) siła adhezyjna utrzymuje kikuty rdzenia kręgowego w bliskiej odległości zaledwie kilku mikrometrów, (F) dystrybucja substancji farmakologicznych w świetle przez 4 wewnętrzne mikrokanaliki (czarne strzałki wskazują mikrokanały 1 - 4). Napar jest oznaczony niebieską strzałką w porcie wlotowym. W D - E pokazana jest tylko połowa mMS. Przedruk z Brazda et al, 20137 za zgodą Elsevier. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2. Zachowanie tkanki rdzeniowej po implantacji mMS. Tkanka rdzenia kręgowego w wieku 6 lub 7 miesięcy po całkowitym przecięciu z (A) i bez implantu mMS (B). Strzałka w (B) wskazuje obszar rdzenia kręgowego odpowiadający miejscu implantacji mMS (strzałka) w (A). Zwróć uwagę na kurczenie się tkanki rdzenia kręgowego u nieleczonego zwierzęcia (B) w przeciwieństwie do dobrze zachowanej struktury u (A). Barwienie trichromowe strzałkowych odcinków rdzenia kręgowego po implantacji mMS (C) w porównaniu ze zwierzętami kontrolnymi bez implantu (D). Zielony: tkanka łączna, czerwony: cytoplazma,: jądro. Centrum zmiany jest wypełnione tkanką bliznowatą (zielona) u zwierząt z kontrolną zmianą chorobową (D, strzałka przedstawia epicentrum zmiany), podczas gdy po 14 dniach widoczne są tylko brzeżne blizny wokół mMS (C). Należy zauważyć, że mMS składa się ze struktur o strukturze plastra miodu, które są wypłukiwane podczas przetwarzania tkanek, jeśli są pocięte na plastry o grubości 20 μm. Podziałka dla (A, B) w (A), dla (C, D) w (D): 1 mm. Zmodyfikowano na podstawie Brazda i wsp., 20137 za zgodą Elsevier. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3. Regeneracja aksonów, rewaskularyzacja i ocena lokomotoryczna w otwartym polu po implantacji mMS. (A) Barwienie immunohistologiczne fosforylowanego neurofilamentu markerem pan-aksonalnym (PAM) w strzałkowym odcinku rdzenia kręgowego po 5 tygodniach od całkowitego przecięcia rdzenia kręgowego i implantacji mMS. Światło mMS jest oznaczone gwiazdką. Ściany (W) mMS są oznaczone liniami przerywanymi. Zwróć uwagę na liczne barwione aksony w wcześniej pozbawionym tkanek świetle mMS. Pasek skali: 100 μm. (B) Barwienie immunohistologiczne naczyń krwionośnych w świetle mMS (identyfikowane za pomocą barwienia czynnikiem von Willebranda [vWF], kolor zielony). (C) Ocena punktacji lokomotorycznej BBB dla wszczepionego mMS (linia, N = 9) w porównaniu z kontrolnymi zwierzętami rannymi (szara linia, N = 6). Średnia wartość BBB lewej i prawej kończyny tylnej (średnia na grupę) jest przedstawiona z odchyleniem standardowym. Różnice istotne statystycznie są oznaczone gwiazdkami (Mann-Whitney Rank Sum Test, p <0,05). Zmodyfikowano na podstawie Brazda i wsp., 20137 za zgodą Elsevier. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 4. Macierz PEG wspomaga regenerację tkanek i korzystną inwazję komórkową po resekcji i leczeniu blizny. (A) Barwienie Sudan Black pokazuje, że duże części wyciętej szczeliny (pozbawionej barwienia Sudan Black) są wypełnione tkanką po 1 tygodniu od resekcji. (B, C) Barwienie blizny po zmianie włóknistej kolagenem typu IV po 1 tygodniu od resekcji. Gęsta blizna występuje u zwierząt kontrolnych, podczas gdy zwierzęta leczone PEG wykazują znacznie słabsze i wyraźniejsze barwienie immunologiczne. (D) Obszar angiogenezy (wWF) zawiera profile zregenerowanych aksonów (identyfikowanych za pomocą neurofilamentu [NF]) w ciągu tygodnia po resekcji. (E) Liczne aksony wrastały w leczony obszar po 5 tygodniach od resekcji. (F, G) Zarówno astrocyty glejowe fibrylarne kwaśno dodatnie białko (GFAP+), jak i komórki Schwanna S100+ atakują macierz PEG, a te ostatnie znajdują się w ścisłym związku z regenerującymi się aksonami już po 1 tygodniu po leczeniu. Podziałka liniowa: (A) 1 mm; (C-F) 100 μm, (G) 50 μm. (B-G): na podstawie Estrada et al., 20148 za zgodą Elsevier. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 5. Poprawa funkcji narządu ruchu po przewlekłym urazie rdzenia kręgowego, resekcji blizny i leczeniu PEG. Ocena zmodyfikowanej punktacji lokomotorycznej BBB (mBBB) dla leczonych PEG (PEG, czarne romby, N = 13-14 na punkt czasowy) w porównaniu ze zwierzętami kontrolnymi, które otrzymały całkowite przecięcie rdzenia kręgowego bez resekcji blizny (TX, białe trójkąty, N = 13-14 na punkt czasowy) po przewlekłym urazie rdzenia kręgowego. Uśrednione wyniki mBBB + błąd standardowy średniej jednostronnej próby U Manna-Whitneya, *p ≤0,05, **p ≤0,01, ***p ≤0,001; Zmodyfikowano na podstawie Estrada et al., 20148 za zgodą Elsevier, wpl = tydzień po początkowej zmianie, wpr = tygodnie po resekcji. Słupek błędu = SEM (błąd standardowy średniej). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.