Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nowe podejście, które eliminuje postępowanie w celu badania agresji i efektu "przegranego" u Drosophila melanogaster

9.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53395

⸱

30 grudnia 2015

 ,  , 
1Department of Neurobiology, Harvard Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

Podczas walk muszek owocowych, obserwowane wzorce zachowań, dynamika walki oraz związane z nią uczenie się i pamięć są pod wpływem warunków eksperymentalnych. Przedstawiony tutaj protokół opisuje nowatorską procedurę, która całkowicie eliminuje obchodzenie się z muchami podczas eksperymentów. Poprawia to dynamikę walki i pozwala na tworzenie silnych efektów "przegranych".

Streszczenie

Agresywne zachowanie u Drosophila melanogaster składa się z sekwencyjnego wyrażania stereotypowych wzorców zachowań (dla analizy patrz 1). Na to złożone zachowanie mają wpływ czynniki genetyczne, hormonalne i środowiskowe. Podobnie jak w przypadku wielu organizmów, wcześniejsze doświadczenia w walce wpływają na strategię walki much i wynik późniejszych zawodów: przegrana walka zwiększa prawdopodobieństwo przegranej w późniejszych walkach, ujawniając efekty "przegranego", które prawdopodobnie obejmują uczenie się i pamięć 2-4. Uczenie się i pamięć, które towarzyszą wyrażaniu złożonych zachowań społecznych, takich jak agresja, są wrażliwe na obchodzenie się ze zwierzętami przed testem 5,6. W różnych laboratoriach stosuje się wiele procedur eksperymentalnych do badania agresji 7-9, jednak obecnie nie jest dostępny żaden rutynowo stosowany protokół, który wykluczałby obchodzenie się z muchami. W tym artykule przedstawiamy nowy aparat behawioralny, który eliminuje obchodzenie się z muchami, wykorzystując zamiast tego ich wrodzone negatywne reakcje geotaktyczne do przenoszenia zwierząt do lub z komór bojowych. W tym protokole małe okrągłe areny walki zawierające kubek z jedzeniem są dzielone na dwie równe połowy za pomocą zdejmowanego plastikowego suwaka przed wprowadzeniem much. Muchy wchodzą do komór z fiolek do izolacji domowej przez przesuwane drzwi komory i geotaksje. Po usunięciu plastikowych suwaków muchy mogą swobodnie wchodzić w interakcje. Po upływie określonego czasu muchy są ponownie rozdzielane suwakami w celu późniejszego eksperymentowania. Wszystko to odbywa się łatwo bez obsługi pojedynczych much. Aparatura ta oferuje nowatorskie podejście do badania agresji i związanego z nią uczenia się i pamięci, w tym tworzenia efektów "przegranych" w walkach much. Ponadto, ten nowy aparat behawioralny ogólnego przeznaczenia może być wykorzystany do badania innych zachowań społecznych much i powinien być ogólnie interesujący do badania zmian związanych z doświadczeniem w podstawowych procesach behawioralnych.

Wprowadzenie

Agresja w systemach zwierzęcych jest silnie związana z nabywaniem i posiadaniem zasobów, takich jak żywność, terytorium i partnerzy. Biorąc pod uwagę ważną rolę, jaką odgrywa to w sprawności osobników, nie jest zaskakujące, że agresja ewoluowała w całym królestwie zwierząt. Jako cecha adaptacyjna, która przynosi bezpośrednie korzyści jednostkom, silny komponent uczenia się i pamięci jest związany z agresją. W rywalizacji o rangę społeczną wcześniejsze doświadczenie w walce wpływa na wynik późniejszych zawodów. Ogólnie rzecz biorąc, wcześniejsze przegrane doświadczenie wzrasta, a wygrywające doświadczenie maleje, co skutkuje prawdopodobieństwem przegranej w późniejszych walkach (zwane efektami "przegranego" i "zwycięzcy"). Efekty "przegranych" zaobserwowano u wielu gatunków, a niektóre doniesienia sugerują, że mogą one utrzymywać się przez kilka dni, podczas gdy efekty "zwycięzców" zwykle trwają krócej 2,10,11.

Pierwszy raport o agresywnym zachowaniu muszek owocowych (D. ampelophila) został napisany przez Sturtevanta w 1915 roku w artykule dotyczącym rozpoznawania płci i selekcji płci 12. Pół wieku później przeprowadzono bardziej kompleksowe badania agresji samców muszek owocowych, które opisały większość wzorców zachowań obserwowanych podczas walk muszek owocowych. Eksperymenty te prowadzono głównie w małych grupach samców i samic much obserwowanych przez godziny 13-15. Ostatnio, dzięki dodaniu potężnych narzędzi genetycznych, diadycznych układów walk jednopłciowych i krótszych czasów obserwacji, D. melanogaster stał się ważnym systemem modelowym do badań nad biologią agresji 1,16. Analiza walk między parami samców i samic much tej samej płci wykazała, że agresja wiąże się ze stereotypowymi wzorcami zachowań, które przechodzą z jednej na drugą w statystycznie wiarygodny sposób 1,17. Niektóre z zaobserwowanych wzorców zachowań są specyficzne dla płci, podczas gdy inne obserwuje się w walkach u obu płci. Walki mężczyzn osiągają wyższy poziom intensywności niż walki kobiet i skutkują powstawaniem relacji dominacji z wyraźnymi "zwycięzcami" i "przegranymi". Obecnie wiele laboratoriów rozpoczęło badania nad biochemicznymi 18, neuronalnymi 7,19-21 i genetycznymi 22 podstawami agresji. Niestety, metaanaliza badań w celu uzyskania wglądu w dynamikę walki oraz tworzenie i utrzymywanie relacji dominacji jest problematyczna ze względu na zastosowanie wielu procedur eksperymentalnych w różnych laboratoriach. Zasadniczo wszystkie techniki opisane w literaturze obejmują obchodzenie się z muchami i manipulowanie nimi w celu wprowadzenia ich na areny 19,23,24 oraz podczas eksperymentu behawioralnego 3,4 w celu przeniesienia much poza areny. Łagodne aspiracje jest najczęstszym sposobem manipulowania muchami 3,4,23-25, ale stosuje się również znieczulenie zimnem lub CO2 9,26, mimo że wcześniejsze badania wykazały już, że procedury te mają szkodliwy wpływ na zachowanie much 27,28. Zaleca się okres co najmniej 24 godzin po zastosowaniu jakichkolwiek środków znieczulających, aby zminimalizować ich wpływ na zachowanie 29,30.

Muchy uczą się na podstawie wcześniejszych doświadczeń w walce i modyfikują swoje wzorce zachowań w nowych sytuacjach, sugerując, że uczenie się i pamięć towarzyszą i są konsekwencjami agonistycznych spotkań. W tym sensie walki z muchami przypominają sytuacje uczenia się warunkowania instrumentalnego, w których muchy dowiadują się, że strategia zadziałała, a następnie coraz częściej używają jej podczas kolejnych spotkań. Muchy zmieniają swoje strategie walki po nawiązaniu relacji dominacji podczas walk, przy czym zwycięzcy rzucają się coraz częściej, a przegrani coraz rzadziej. Po okresie separacji, poprzedni przegrani wykazują znacznie bardziej uległe zachowanie i są bardzo skłonni do przegraniadrugiej walki w parze z naiwnymi muchami lub poprzednimi zwycięzcami 3,4. Jednak brak procedury eksperymentalnej, która wykluczałaby obchodzenie się z muchami, utrudnił szczegółowe badania efektów "przegranych". W niedawnym badaniu porównaliśmy dwie procedury eksperymentalne rutynowo stosowane w laboratoriach (aspiracja i znieczulenie zimnem) w celu wprowadzenia much do komór behawioralnych z nową procedurą, która eliminuje obchodzenie się z nimi. Wyniki pokazały, że znieczulenie zimnem miało znacznie większy negatywny wpływ na agresję niż aspiracja, ale nawet aspiracja zmniejszyła poziom agresywności u much. Aspiracja miała jednak bardzo istotny wpływ na uczenie się i pamięć, które towarzyszą agresji. Zgodnie z identycznym protokołem z dwiema procedurami eksperymentalnymi (aspiracja i brak przenoszenia), silny efekt "przegranego" zaobserwowano tylko wtedy, gdy obchodzenie się z muchami zostało wyeliminowane z procedury eksperymentalnej 5,6.

Idealnie, badania agresji Drosophila w laboratoriach powinny obejmować sytuacje środowiskowe, które muchy zwykle napotykają na wolności (rywalizacja o zasoby, terytorium do obrony i przestrzeń do ucieczki). Ponadto warunki eksperymentalne powinny być zoptymalizowane tak, aby niezawodnie wywoływać, obserwować i interpretować badane zachowanie (staraj się zminimalizować obchodzenie się ze zwierzętami, ograniczyć stosowanie CO2 jako środka znieczulającego i ujednolicić procedury eksperymentalne). Próbując rozwiązać większość lub wszystkie z tych problemów, zaprojektowaliśmy nowy aparat behawioralny, który eliminuje obchodzenie się z muchami przed, w trakcie i po wprowadzeniu ich na areny behawioralne. Za pomocą tych urządzeń, muchy używają swojej wrodzonej ujemnej geotaksji do przemieszczania i przenoszenia do i z komór bojowych. Eliminując obchodzenie się z muchami, protokół ma na celu: (a) zmniejszenie zmienności behawioralnej wśród osobników; b) skrócenie czasu niezbędnego muchom do interakcji i wytworzenia wyraźnych relacji dominacji (samce); oraz (c) niezawodnie indukują wystarczająco silne zmiany w zachowaniu, aby umożliwić formowanie efektów "przegranych".

Ten protokół opisuje nowy aparat eksperymentalny i procedurę krok po kroku do analizy agresji i umożliwienia powstania silnego efektu "przegranego" u D. melanogaster. Spodziewamy się, że ten aparat behawioralny można łatwo przystosować do badania innych zachowań społecznych wykazywanych przez muszki owocowe.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Uwaga: Poniższy opis jest szczegółową instrukcją protokołu eksperymentalnego, którego używamy w celu niezawodnego wywoływania agresji pomiędzy parami samców muszek owocówek (D. melanogaster). Procedura ta indukuje powstanie efektu „przegranego”. Z zastosowaniem tego protokołu niedawno zgłoszono również występowanie krótkotrwałego efektu „zwycięzcy” 5,6. Rycina 1 przedstawia harmonogram eksperymentów behawioralnych.

Schemat eksperymentu z izolacji społecznej; etapy obejmują izolację poczwarek i analizę behawioralną much.

Rycina 1. Harmonogram eksperymentu nad agresją. W dniu 1. późne stadium poczwarki samców (gdy skrzydła stają się czarne) są izolowane w świeżo przygotowanych fiolkach izolacyjnychnych. W dniu 5. po wyjściu z poczwarek, 4-dniowe dorosłe samce są znieczulane CO2 i znakowane różnymi kolorami w celu identyfikacji. W dniu 7. przygotowywane są kubeczki z pożywką i komory walki do przeprowadzenia eksperymentów behawioralnych. Do komór wprowadzane są dwa dorosłe samce w wieku 6-7 dni, które mogą wchodzić ze sobą w interakcje. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

1. Dzień 1: Izolacja społeczna poczwarek

  1. Hodować i utrzymywać populacje much w inkubatorze z kontrolowanym środowiskiem, w cyklu 12 h światła/12 h ciemności, w temperaturze 25 °C i przy względnej wilgotności powietrza 50%.
  2. Przygotować probówki do izolacji: Podgrzać świeżą pożywkę dla much do momentu jej roztopienia. Za pomocą pipety Pasteura przenieść około 1,5 ml roztopionej pożywki do pojedynczych pustych szklanych probówek (1,6 x 10 cm). Pozostawić pożywkę do zestalenia.
  3. Izolować poczwarki: Za pomocą cienkiego pędzla delikatnie przenieść poczwarkę samca w późnym stadium rozwoju (gdy skrzydła stają się czarne) z probówki z populacją i umieścić ją na ściance świeżo przygotowanej probówki z pożywką. Zamknąć probówki do izolacji watą (Rysunek 2).
  4. Umieścić probówki do izolacji zawierające poczwarki w inkubatorze z cyklem 12 h światła/12 h ciemności, w temperaturze 25 °C i przy względnej wilgotności powietrza 50%.

Rozwój poczwarki muchy; oznakowana probówka z poczwarką w późnym stadium i pożywką dla much; badanie biologiczne.

Rysunek 2. Izolacja społeczna. Jedna poczwarka samca w późnym stadium rozwoju jest umieszczana bokiem w świeżo przygotowanej fiolce izolacyjnej. Fiolki izolacyjne zawierające poczwarki są umieszczane w inkubatorze z cyklem 12 h światła/12 h ciemności w temperaturze 25 °C i 50% wilgotności względnej. Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

2. Dzień 5: Markowanie much w celu indywidualnej identyfikacji

  1. Wykonaj ten krok w 5. dniu z użyciem 4-dniowych samców much oraz na dwa dni przed eksperymentami behawioralnymi, aby zminimalizować negatywny wpływ anestezji CO2.
  2. Zanurz muchę w anestetyku CO2.
  3. Za pomocą cienkiego wykałaczki nanieś małą kropkę farby akrylowej na przedplecze. Unikaj nakładania farby na głowę, skrzydła, odwłok lub odnóża (Rycina 3).
  4. Pozostaw farbę do wyschnięcia przez około 10 sec, a następnie delikatnie przenieś muchy z powrotem do ich oryginalnych fiolek izolacyjnych.
  5. Wstaw fiolki izolacyjne do inkubatora z cyklem oświetlenia 12 hr światła/12 hr ciemności w temperaturze 25 °C i 50% wilgotności względnej.

Badania genetyczne Drosophila, porównanie fenotypów, wynik eksperymentalny, muchy z markerami genetycznymi.

Rysunek 3. Identyfikacja osobnicza. Po znieczuleniu muchy CO2, na przedplecze nakłada się małą kroplę farby akrylowej. W celu identyfikacji osobniczej stosuje się różne kolory (tutaj biały i niebieski). Patrz poniższa dyskusja na temat użycia CO2 na tym etapie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

3. Dzień 7: Przygotowanie aparatury

  1. Przygotowanie kubeczków z pożywką:
    1. Podgrzewać świeżą pożywkę dla muszek do momentu roztopienia.
    2. Za pomocą pipety Pasteura przenieść około 0.8 ml pożywki na zakrętkę probówki z nakrętką (średnica 1.5 cm, wysokość 1 cm) i pozostawić do ostygnięcia. Należy unikać powstawania pęcherzyków powietrza.
    3. Przygotować świeżą pastę drożdżową, mieszając suche drożdże z kilkoma kroplami wody. Po uzyskaniu gęstej konsystencji, za pomocą wykałaczki nanieść małą kroplę pasty drożdżowej na środek powierzchni pożywki (Rysunek 4).

Drożdże na pożywce dla muszek w fiolce badawczej; ustawienie eksperymentalne dla badań nad kulturą drosophila.

Rysunek 4. Przygotowanie kubeczka z pożywką.Kubeczek przygotowuje się z nową pożywką dla muszek. Po zastygnięciu pożywki na środku powierzchni kubeczka umieszcza się kropkę pasty drożdżowej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Przygotowanie poszczególnych komór walki:
    1. Przed każdym użyciem dokładnie umyj aparat oraz poszczególne komory walki wodą. Przed użyciem osusz je ręcznikiem papierowym.
    2. Umieść naczynie z pokarmem w centrum każdej komory walki i przymocuj je kroplą masy szpachlowej.
    3. Przykryj komory walki pokrywą aparatu (Rycina 5).
    4. Umieść aparat w środowisku o wysokiej wilgotności (60%) w temperaturze 25 °C.
    5. Umieść źródło światła nad aparatem, aby oświetlić komory walki, i ustaw kamerę wideo do nagrywania z góry.

Schemat urządzenia mikroprzepływowego do analizy chemicznej, zawierający trzy komory reakcyjne.

Rycina 5. Przygotowanie indywidualnej komory walki. Świeżo przygotowany kubek z pożywką z kropką pasty drożdżowej na powierzchni jest mocowany w umytych indywidualnych komorach walki. Komory są zamykane dwuczęściową pokrywą, która umożliwia włożenie nieprzezroczystej plastikowej przegrody do indywidualnych komór walki. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

4. Dzień 7: Eksperyment behawioralny

  1. Przeprowadź eksperymenty behawioralne z 6-7 dniowymi samcami much.
  2. Włóż plastikowe przegrody do każdej komory walki.
  3. Usuń bawełniany czopek z probówki izolacyjnej i umieść probówkę pod otwartym otworem po boku aparatury.
  4. Pozwól musze wejść do komory walki poprzez negatywną geotaksję, co zazwyczaj zajmuje kilka sekund.
  5. Zamknij przesuwną ściankę po tym, jak mucha opuści probówkę i wejdzie do komory.
  6. Powtórz procedurę, aby wprowadzić drugą muchę do komory walki po drugiej stronie aparatury.
  7. Umieść aparaturę z powrotem w oświetlonej pozycji do nagrywania wideo.
  8. Rozpocznij nagrywanie wideo i usuń plastikową przegrodę, aby umożliwić interakcję much.
    1. W przypadku eksperymentów nad agresją:
      1. W tych eksperymentach nagrywaj walki przez co najmniej 20 min, aby zapewnić ukształtowanie się silnych relacji dominacji.
      2. Po upływie pożądanego czasu zatrzymaj nagrywanie wideo.
      3. Usuń muchy z komór walki, odwracając procedurę opisaną powyżej.
      4. Po każdym użyciu dokładnie umyj aparaturę behawioralną łagodnym detergentem i wodą, a następnie wypłucz.
    2. W przypadku eksperymentów nad efektem „przegranego”:
      Uwaga: W tych eksperymentach pierwsze walki uznaje się za fazę warunkowania, a drugie walki za fazę testową. Okres odpoczynku między walkami może być różny, ale 10 min pozwala na wytworzenie silnego efektu „przegranego”.
      1. Postępuj zgodnie z opisaną powyżej procedurą, aby przeprowadzić pierwszą walkę.
      2. KROK KRYTYCZNY: Aby wywołać ukształtowanie się mentalności „przegranego”, upewnij się, że pierwsze walki trwają co najmniej 20 min w celu ustanowienia silnych relacji dominacji. Po 20 min ponownie włóż plastikową przegrodę do komór walki, aby odseparować muchy.
      3. Po 10 min odpoczynku delikatnie usuń plastikową przegrodę, aby umożliwić muchom interakcję podczas drugich walk.
      4. Pod koniec drugiej 20 min walki zatrzymaj nagrywanie wideo.
      5. Usuń muchy z komór behawioralnych w sposób opisany powyżej.
      6. Ponownie dokładnie wyczyść aparaturę behawioralną.

5. Analiza behawioralna

  1. Przenoszenie nagrań
    1. Podłącz kamery do komputera.
    2. Konwertuj pliki .MTS na pliki .mov i połącz klipy filmowe, używając oprogramowania do konwersji wideo i opcji „połącz wybrane klipy”.
    3. Obejrzyj i przeanalizuj każde nagranie za pomocą oprogramowania do odtwarzania wideo.
  2. Ocena zachowania
    Uwaga: można to zrobić ręcznie lub za pomocą oprogramowania do analizy behawioralnej, jeśli jest dostępne. Poniższa ilustracja opisuje możliwą manualną analizę efektu „przegranego”.
    1. Zapisz czas pierwszego spotkania much na naczyniu z pożywką (spotkania to interakcje między parami much trwające co najmniej 2 sec) oraz czas pojawienia się pierwszego ataku (wzór behawioralny, w którym jedna mucha unosi się wysoko na odnóżach tylnych i gwałtownie opada, próbując chwycić przeciwnika). Następnie oblicz latencję ataku (odstęp czasu między pierwszym spotkaniem a pierwszym atakiem).
    2. Policz całkowitą liczbę spotkań i ataków podczas walki.
      Uwaga: Jeśli jest tożądane, można oceniać również inne wzorce behawioralne, na przykład groźbę skrzydłami, boksowanie, szermierkę, odwrót lub liczbę spotkań przed pierwszym atakiem.
    3. Zapisz czas ustanowienia dominacji (czas między pierwszym spotkaniem a momentem, w którym jedna mucha trzykrotnie z rzędu wycofuje się z naczynia z pożywką po otrzymaniu ataków). Odnotuj, która mucha jest zwycięzcą, a która przegranym walki.
  3. Obliczanie efektu „przegranego”
    1. Podziel liczbę walk, w których poprzedni przegrani przegrywają 2nd walkę (przegrani, którzy przegrywają: LL), przez całkowitą liczbę walk i pomnóż przez 100. Uzyskany procent reprezentuje efekt „przegranego”:
      [(# much LL) / (# całkowita liczba walk)] x 100
    2. Użyj testu chi-kwadrat, aby sprawdzić, czy efekt „przegranego” różni się statystycznie od wartości oczekiwanej wynoszącej 50%.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tej sekcji przedstawiono konstrukcję komory behawioralnej oraz analizę typowego zestawu eksperymentów behawioralnych przeprowadzonych zgodnie z powyższym protokołem w celu pomiaru agresji i powstania efektu „przegranego”. Zaprezentowano również przykłady innych zachowań, które można mierzyć przy użyciu tego urządzenia.

Rysunek 6 przedstawia schematyczną reprezentację nowego aparatu. Aparat składa się z trzech cylindrycznych otworów (wymiary: średnica 22,86 mm, wysokość 17 mm...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Współczesna era wykorzystywania Drosophila z jej potężnymi metodami genetycznymi jako organizmu modelowego do badania agresji rozpoczęła się kilkanaście lat temu wraz z wprowadzeniem nowatorskich aren eksperymentalnych, na których można było uzyskać wiarygodne zachowania bojowe z pojedynczymi parami much 1,7,8,17,19. Areny te zawierały pożądane zasoby (kubek z jedzeniem, potencjalnych partnerów) oraz przestrzeń, do której mogły się wycofać muchy przegrane. Kiedy wyniki uzyskane na tych arenach zostały...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez granty z National Institute of General Medical Sciences (GM099883 i GM074675) dla E.A.K. Fundatorzy nie odgrywali żadnej roli w projektowaniu badania, gromadzeniu i analizie danych, podejmowaniu decyzji o publikacji lub przygotowaniu manuskryptu. Dziękujemy ludziom z naszego warsztatu mechanicznego w Harvard Medical School za zaprojektowanie aparatu behawioralnego (kontakt: http://mikesmachine.com).

Wkład autora: S.T., B.C. zaprojektował aparat behawioralny. S.T. zaprojektował i zoptymalizował protokół eksperymentalny. S.T. i B.C. przeprowadzili i przeanalizowali eksperymenty. S.T., E.A.K. i B.C. napisali ten artykuł.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Poczwarka Drosophila melanogasterBloomington Stock Center
Standardowa karmaWytwarzane we własnym zakresie. 
Komory behawioralneMaszynaProdukowane we własnym zakresie. Bezpośrednio  Skontaktuj się z firmą, aby uzyskać więcej informacji.
Fiolki ze szkła borokrzemianowegoVWR International 47729-57616 x 10 mm
Bawełna Fisherbrand22-456-881Można używać
pipet PasteuraVWR International 53300-567
Pędzel Blick Art Material06157-7030Okrągły, Rozmiar 3/0
WykałaczkaN/AN/AMożna użyć dowolnej marki
Farba akrylowa (niebieska/biała)Blick Art Material01637-5172/01637-1022Można użyć dowolnej marki
Suche aktywne drożdżeSigmaYSC2-500G
Rurka z nakrętką SrewVWR International 10011-394 Średnica 15 mm, wysokość 10 mm
EppendorfVWR International 
22363212Taśma NIEDOTYCZYNie dotyczy Można użyć dowolnej marki
Plastry z tworzywa sztucznegoMikroskopia elektronowa Nauki70329-4022 x 40 x 0,25 mm Grubość
Źródło światła (żarówka)VWR International 500003-418Można używać dowolnej marki
TimerVWR International 62344-641Można użyć dowolnej marki
InkubatorPercivalBezpośrednio skontaktuj się z konstruktorem, aby uzyskać więcej informacji.
Suchy dwutlenek węgla (CO2)Gazy medyczno-techniczne, Inc14H31
LornetkaNikonSMZ-745Można używać dowolnej marki
Aparat fotograficzny (SONY Handycam  HDR-CX330)B& HSOHDRCX330BMożna używać dowolnej marki
KomputerZ procesorem co najmniej 1,4 GHz, z systemem Microsoft Windows lub Machintosh HD
ClipWrapPobierz onlineMożna użyć dowolnego oprogramowania do importowania
QuickTime PlayerPobierz onlineMożna użyć dowolnego oprogramowania do czytania
Oprogramowanie GraphPadonlineDowolne statystyki można korzystać z oprogramowania
dla much Mike dowolnej marki

Bibliografia

  1. Chen, S., Lee, A. Y., Bowens, N. M., Huber, R., Kravitz, E. A. Fighting fruit flies: a model system for the study of aggression. Proc Natl Acad Sci U S A. 99, 5664-5668 (2002).
  2. Hsu, Y., Earley, R. L., Wolf, L. L. Modulation of aggressive behaviour by fighting experience: mechanisms and contest outcomes. Biol Rev Camb Philos Soc. 81, 33-74 (2006).
  3. Yurkovic, A., Wang, O., Basu, A. C., Kravitz, E. A. Learning and memory associated with aggression in Drosophila melanogaster. Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 17519-17524 (2006).
  4. Penn, J. K., Zito, M. F., Kravitz, E. A. A single social defeat reduces aggression in a highly aggressive strain of Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 12682-12686 (2010).
  5. Trannoy, S., Chowdhury, B., Kravitz, E. A. Handling alters aggression and 'loser' effect formation in Drosophila melanogaster. Learn Mem. 22, 64-68 (2015).
  6. Trannoy, S., Kravitz, E. A. Learning and memory during aggression in Drosophila: handling affects aggression and the formation of a ''loser'' effect. Journal of Nature and Science. 1 (3), e56(2015).
  7. Alekseyenko, O. V., Chan, Y. B., Li, R., Kravitz, E. A. Single dopaminergic neurons that modulate aggression in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 6151-6156 (2013).
  8. Dierick, H. A., Greenspan, R. J. Serotonin and neuropeptide F have opposite modulatory effects on fly aggression. Nat Genet. 39, 678-682 (2007).
  9. Williams, M. J., et al. Regulation of aggression by obesity-linked genes TfAP-2 and Twz through octopamine signaling in Drosophila. Genetics. 196, 349-362 (2014).
  10. Chase, I. D., Bartolomeo, C., Dugatkin, L. A. Aggressive interactions and inter-contest interval: how long do winners keep winning? Anim. Behav. 48, 393-400 (1994).
  11. Goessmann, C., Hemelrijk, C., Huber, R. The formation and maintenance of crayfish hierarchies: behavioral and self-structuring properties. Behav Ecol Sociobiol. 48, 418-428 (2000).
  12. Sturtevant, A. H. Experiments on sex recognition and the problem of sexual selection in Drosophila. J Animal Behav. 5, 351-366 (1915).
  13. Jacobs, M. E. Influence of light on mating of Drosophila melanogaster. Ecology. 41, 182-188 (1960).
  14. Dow, M. A., von Schilcher, F. Aggression and mating success in Drosophila melanogaster. Nature. 254, 511-512 (1975).
  15. Hoffmann, A. A laboratory study of male territoriality in the sibling species Drosophila melanogaster and D. simulans. Anim. Behav. 35, 807-818 (1987).
  16. Vrontou, E., Nilsen, S. P., Demir, E., Kravitz, E. A., Dickson, B. J. fruitless regulates aggression and dominance in Drosophila. Nat Neurosci. 9, 1469-1471 (2006).
  17. Nilsen, S. P., Chan, Y. B., Huber, R., Kravitz, E. A. Gender-selective patterns of aggressive behavior in Drosophila melanogaster. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 12342-12347 (2004).
  18. Fernandez, M. P., Kravitz, E. A. Aggression and courtship in Drosophila: pheromonal communication and sex recognition. J Comp Physiol A Neuroethol Sens Neural Behav Physiol. 199, 1065-1076 (2013).
  19. Alekseyenko, O. V., et al. Single serotonergic neurons that modulate aggression in Drosophila. Current biology : CB. 24, 2700-2707 (2014).
  20. Asahina, K., et al. Tachykinin-expressing neurons control male-specific aggressive arousal in Drosophila. Cell. 156, 221-235 (2014).
  21. Andrews, J. C., et al. Octopamine neuromodulation regulates Gr32a-linked aggression and courtship pathways in Drosophila males. PLoS genetics. 10, e1004356(2014).
  22. Zwarts, L., et al. Complex genetic architecture of Drosophila aggressive behavior. Proc Natl Acad Sci U S A. 108, 17070-17075 (2011).
  23. Dierick, H. A. A method for quantifying aggression in male Drosophila melanogaster. Nat Protoc. 2, 2712-2718 (2007).
  24. Wang, L., et al. Hierarchical chemosensory regulation of male-male social interactions in Drosophila. Nat Neurosci. 14, 757-762 (2011).
  25. Davis, S. M., Thomas, A. L., Nomie, K. J., Huang, L., Dierick, H. A. Tailless and Atrophin control Drosophila aggression by regulating neuropeptide signalling in the pars intercerebralis. Nat Commun. 5, 3177(2014).
  26. Yuan, Q., Song, Y., Yang, C. H., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Female contact modulates male aggression via a sexually dimorphic GABAergic circuit in Drosophila. Nat Neurosci. 17, 81-88 (2014).
  27. Perron, J. M., Huot, L., Corrivault, G. W., Chawla, S. S. Effects of carbon dioxide anaesthesia on Drosophila melanogaster. J Insect Physiol. 18, 1869-1874 (1972).
  28. Joachim, D., Curtsinger, J. W. Genotype and anesthetic determine mate choice in Drosophila melanogaster. Behav Genet. 20, 73-79 (1990).
  29. Barron, A. B. Anaesthetising Drosophila for behavioural studies. J Insect Physiol. 46, 439-442 (2000).
  30. Greenspan, R. J. Fly Pushing: The theory and Practice of Drosophila Genetics. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor. (1997).
  31. Cabral, L. G., Foley, B. R., Nuzhdin, S. V. Does sex trade with violence among genotypes in Drosophila melanogaster? PLoS One. 3 (4), e1986(2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Agresja u Drosophilakomora behawioralnanegatywny geotaksjaeliminacja manipulacji muchamiprzygotowanie fiolek izolacyjnychzastosowanie plastikowego przegr dkianaliza nagra wideotworzenie relacji dominacjibadanie zachowa spo ecznych
Nowe podejście, które eliminuje postępowanie w celu badania agresji i efektu "przegranego" u Drosophila melanogaster
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.