Artykuł metodologiczny

Długotrwałe cewnikowanie pnia limfatycznego jelit i pobieranie limfy u nowonarodzonych świń

DOI:

10.3791/53457

⸱

5 marca 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Agricultural, Food and Nutritional Science, University of Alberta, 2Department of Surgery, University of Alberta

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy zabieg chirurgiczny polegający na cewnikowaniu jelitowego pnia limfatycznego u nowonarodzonych świń w celu pobrania dużych ilości składników metabolizmu lipidów z odprowadzającej limfy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cewnikowanie jelitowego pnia limfatycznego u nowonarodzonych świń jest techniką pozwalającą na długotrwałe gromadzenie dużych ilości jelitowej (centralnej) limfy odprowadzającej. Co ważne, pobranie centralnej limfy z jelita umożliwia naukowcom badanie zarówno mechanizmów i składników lipidowych związanych z metabolizmem lipidów, stanem zapalnym jelit i przerzutami raka, jak i komórek zaangażowanych w funkcje odpornościowe i nadzór immunologiczny. Brzuszne podejście chirurgiczne w linii środkowej pozwala na doskonałą ekspozycję chirurgiczną jamy brzusznej czaszki i stosunkowo łatwy dostęp do naczynia pnia limfatycznego jelita, które leży w pobliżu trzustki i prawego brzusznego odcinka żyły wrotnej poniżej trzewnej części prawego płata wątroby. Naczynie jest skrupulatnie wycinane i uwalniane z otaczającej powięzi, a następnie rozszerzane szwami umożliwiającymi wprowadzenie i późniejsze zamocowanie cewnika w naczyniu. Cewnik jest eksterioryzowany i pobiera się około 1 l/24 godzinę limfy w ciągu 7 dni. Chociaż technika ta umożliwia pobieranie dużych ilości centralnej limfy przez dłuższy czas, sukces zależy od starannego rozwarstwienia chirurgicznego, obchodzenia się z tkankami i zwrócenia szczególnej uwagi na właściwą technikę chirurgiczną. Jest to szczególnie ważne w przypadku operacji u młodych zwierząt, ponieważ naczynia limfatyczne mogą łatwo pękać, co może prowadzić do niepowodzenia chirurgicznego i eksperymentalnego. Film przedstawia doskonałą technikę chirurgiczną pobierania limfy jelitowej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Układ limfatyczny jest niedostatecznie zbadanym obszarem fizjologii. Przedkliniczne modele cewnikowania limfatycznego występują u różnych gatunków zwierząt1-8 i są wykorzystywane przez przemysł farmaceutyczny i instytucje badawcze do badania mechanizmów związanych z metabolizmem lipidów8-12 i leków13-15, przerzutami raka16 z leczeniem eksperymentalnym17 i funkcją immunologiczną18-26. W tym badaniu zbadano zastosowanie cewnikowania pnia limfatycznego jelit w modelu świni domowej do pomiaru składników metabolizmu lipoprotein. Metabolizm lipoprotein bierze udział w produkcji i wydzielaniu chylomikronów, a także w zmianach w powiązanych lipidach i białku całkowitym. Są to ważne kwestie, ponieważ istnieją duże różnice w metabolizmie lipidów między powszechnie stosowanymi modelami gryzoni a ludźmi, a zatem zastosowanie modeli świń do zbierania limfy jelitowej może dostarczyć bardziej porównywalnych informacji do badania metabolizmu lipidów u osóbw wieku 27-31 lat.

Do pobierania limfy jelitowej u dużych gatunków zwierząt stosuje się kilka technik chirurgicznych: podejście czaszkowo-barkowe (tj. cewnikowanie przewodu piersiowego)5, boczne podejście górnego boku32-34 i podejście brzuszne linii środkowej lub przyśrodkowej22,35. Ten film szczegółowo opisuje zabieg chirurgiczny u świń przy użyciu brzusznego dostępu chirurgicznego do cewnikowania pnia limfatycznego jelita. Staranna technika chirurgiczna pozwala tej metodzie cewnikowania limfatycznego na gromadzenie dużych ilości limfy i jej składników przez dłuższy czas.

Ta technika otwiera niezliczone możliwości zastosowania w wielu dyscyplinach badających różne funkcje fizjologiczne. Zastosowania mogą obejmować między innymi metabolizm lipoprotein i lipidów w całym ciele, nadzór immunologiczny, genezę guza i przerzuty, funkcję jelit oraz rozwój i progresję choroby zapalnej jelit.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach doświadczalnych opisane zarówno w filmie, jak i w manuskrypcie zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i były zgodne z wytycznymi Kanadyjskiej Rady Opieki nad Zwierzętami.

1. Znieczulenie chirurgiczne i przygotowanie chirurgiczne noworodków świń

  1. W wydzielonym przedpokoju należy premedykować 25 kg świń w pobliżu podstawy szyi domięśniowym koktajlem leków uspokajająco-znieczulających zawierającym: azaperon (0,3 mg/kg), chlorowodorek ketaminy (10 mg/kg), deksmedetomidynę (15 μg/kg).
    Uwaga: Dodaj buprenorfinę (0,005-0,02 mg/kg) do koktajlu leków przed znieczuleniem, aby zwiększyć śródoperacyjną kontrolę bólu.
  2. Znieczulić świnie wdychanym gazem inhalacyjnym izofluranu (4-5% izofluranu w stężeniu 500 ml-1 000 ml/minO2) za pomocą maski na twarz. Uwidocznij struny głosowe za pomocą weterynaryjnego lunety krtaniowej (proste ostrze o długości 17-25 cm) i nałóż miejscową 10% sterylizację lidokainy na struny głosowe. Pozwól, aby spray lidokainy zetknął się ze strunami głosowymi na 30-60 sekund przed intubacją, aby zmniejszyć możliwość skurczu strun głosowych i niedrożności dróg oddechowych.
  3. Zaintubować świnie, przepuszczając rurkę dotchawiczą z mankietem (średnica wewnętrzna 5,0-7,0 mm (ID)) między strunami głosowymi i utrzymuj znieczulenie gazem izofluranem (0,5-2,0% izofluranu w stężeniu 1,000-2,000 ml/minO2) przy użyciu systemu znieczulającego do oddychania w zamkniętym obiegu przez cały czas trwania operacji. Oceń poziom znieczulenia na podstawie tonu szczęki oraz reakcji odruchowych pedału i powiek. Przeterminowany gaz znieczulający jest usuwany i odprowadzany na zewnątrz sali operacyjnej.
  4. Oczyść zewnętrzną powierzchnię ucha 2,0% roztworem do szorowania chirurgicznego z chlorheksydyną, a następnie spłucz 70% alkoholem izopropylowym. Za pomocą cewnika dożylnego 20 G należy cewnikować żyłę ucha w celu dożylnego dostarczania płynów (roztwór Ringera z mleczanami; 5-10 ml/kg/godz.) podczas operacji. Przymocuj pulsoksymetr do powierzchni błony śluzowej języka za pomocą taśmy medycznej, aby monitorować tętno i nasycenie natlenienia krwi obwodowej (SpO2).
  5. Umieść znieczuloną świnię w pozycji grzbietowej leżącej i ogol brzuszny brzuch od środkowej części klatki piersiowej doogonowo do brzusznej części łona. Oczyść ten obszar za pomocą dwóch naprzemiennych peelingów chirurgicznych z 2,0% chlorheksydyną i sterylnych płynów do mycia wodą.
  6. Przenieś znieczuloną świnię na salę operacyjną i nałóż końcowy peeling chirurgiczny z 70% płukanki alkoholem izopropylowym, pozostaw do wyschnięcia, a następnie udrapuj zwierzę.
  7. Włóż sondę temperatury doodbytniczej około 2-4 cm do odbytnicy, aby monitorować temperaturę ciała. Umieść świnie na poduszce grzewczej z recyrkulacją wody, aby utrzymać normalną temperaturę ciała (38-40 °C) podczas zabiegu chirurgicznego.
  8. Ułóż świnię czterema ręcznikami, zasłonami umieszczonymi w leżącym kwadrancie wokół brzucha. Umieść pierwszą serwetkę w poprzek xiphisternum, drugą serwetkę wzdłuż bocznej części brzucha około 5 cm z boku do linii środkowej brzucha. Umieść trzecią serwetkę w poprzek grzbietu jelita krętego miednicy, a czwartą serwetę, podobnie jak drugą serwetę (choć po przeciwnej stronie), umieszcza się wzdłuż bocznej części brzucha około 5 cm z boku do linii środkowej brzucha.
  9. Umieść dużą zasłonę stołową, z otworem umożliwiającym dostęp do pola operacyjnego, na leżących pod spodem zasłonach ręcznikowych i przykryj świnię i cały stół chirurgiczny. Ostatnia serweta to jednorazowa serweta steryfikowana umieszczona nad dużą zasłoną stołową.

2. Chirurgia jamy brzusznej i cewnikowanie jelitowego pnia limfatycznego

  1. Wykonaj 20-centymetrowe nacięcie skóry ostrzem skalpela, aby odsłonić leżące pod spodem mięśnie brzucha. Naciąć warstwy mięśni brzucha za pomocą elektrokoagulacji monopolarnej (ustawienie 20 watów), aby odsłonić otrzewną ciemieniową. Otwórz 20 cm liniowy odcinek otrzewnej ciemieniowej nożyczkami Metzenbauma, aby uzyskać dostęp do wnętrzności brzusznych i naczynia limfatycznego.
  2. Umieść retraktor w czaszkowej części nacięcia chirurgicznego, aby jama brzuszna była otwarta na czas trwania operacji.
  3. Zwilż wszystkie tkanki ciepłą (37 °C) sterylną solą fizjologiczną na cały czas trwania zabiegu chirurgicznego. Delikatnie podnieś duży fragment jelita, w tym okrężnicę, jelito ślepe, jelito kręte i jelito czcze z jamy brzusznej i wyprowadź go na zewnątrz do lewego boku świni, aby uzyskać dostęp do górnej części brzucha, wątroby i naczynia limfatycznego. Zabezpiecz zewnętrzne jelito na miejscu za pomocą dodatkowych zasłon na ręczniki, aby utworzyć chustę, która delikatnie podeprze jelito.
  4. Zlokalizuj naczynie limfatyczne, leży ono około 4 cm czaszkowo-przyśrodkowo od prawej żyły nerkowej, 6 cm ogonowo-przyśrodkowo-brzusznej brygadzistów kawalerów i poniżej trzewnej części prawego płata wątroby w pobliżu trzustki22,36,37. Zidentyfikuj naczynie limfatyczne jako półprzezroczystą strukturę przeciwstawioną prawemu brzusznemu segmentowi żyły wrotnej36,37.
  5. Oddziel naczynie limfatyczne od otaczającej je powięzi, delikatnie usuwając przyczepioną tkankę za pomocą aplikatorów z patyczkami higienicznymi. Gdy boczne aspekty naczynia zostaną oddzielone od otaczającej tkanki, utwórz "tunel" otwierający się pod naczyniem za pomocą cienkich, kleszczyków.
  6. Przełóż trzy jedwabne szwy 2-0 pod naczyniem limfatycznym za pomocą cienkich kleszczyków. Najpierw podwiązaj najbardziej ogonowy szew, aby zatkać, rozszerzyć i wypełnić naczynie limfą. Celowo pozostaw końce tego szwu stosunkowo długie (4 cm), aby przymocować cewnik do naczynia limfatycznego. Umieść dwa inne szwy oddalone od siebie o 1,0 cm i znajdują się w odległości około 1,0-1,5 cm czaszki od zabezpieczonego szwu ogonowego. Pozostaw te dwa szwy z "pojedynczą luźną opaską ligaturową", aby umożliwić szybsze zamocowanie cewnika w naczyniu.
    Uwaga: Odcinek naczynia limfatycznego znajdujący się między najbardziej ogonowym szwem podwiązującym a szwem środkowym (z dwóch szwów czaszkowych) jest miejscem cewnikowania. Jeśli chodzi o materiał szwów, szew poliglaktynowy 2-0 może w razie potrzeby zastąpić szwy jedwabne 2-0.
  7. Wytnij mały otwór w naczyniu nożyczkami do tęczówki i rozszerz naczynie drobnymi kleszczami. Włóż około 1,0-1,5 cm specjalistycznej rurki cewnika (4,06 średnicy zewnętrznej (OD) X 2,31 mm ID) ze ściętym końcem do naczynia i zawiąż dwa szwy czaszkowe, aby zabezpieczyć cewnik na miejscu. Użyj długich końców szwu ogonowego, aby przymocować cewnik do naczynia.
  8. Umyj zewnętrzne jelito dużą ilością ciepłej soli fizjologicznej i delikatnie włóż je z powrotem do jamy brzusznej, zapewniając prawidłowe anatomiczne ułożenie jelita.
  9. Zewnętrznie cewnik należy wykonać na lewym środkowym boku (5-10 cm brzusznie od dołu przylędźwiowego). Wykonaj nacięcie skóry skalpelem i przełóż trokar z jamy brzusznej na powierzchnię skóry, aby stworzyć otwór do zewnętrzizacji cewnika. Użyj dużych kleszczy Kelly'ego, aby wyprowadzić cewnik na zewnątrz z jamy brzusznej przez otwór trokaru.
  10. Zamknij otrzewną ciemieniową prostym ciągłym wzorem szwów 2-0 z poliglaktyny za pomocą okrągłej (stożkowej) igły. Zamknij warstwy mięśni brzucha za pomocą prostego, przerwanego wzoru szwów za pomocą szwu poliglaktynowego 2-0 na okrągłej igle.
  11. Zamknij skórę we wzór podskórny za pomocą szwu poliglaktynowego 2-0 na igle tnącej. Przymocuj zewnętrzny cewnik do skóry za pomocą wzoru szwu ze sznurka do torebki i nylonowego szwu 2-0 na igle do cięcia.
  12. Umieść specjalistyczną kurtkę na świni, gdy jest jeszcze znieczulona, aby ułatwić jej założenie i zmniejszyć stres świni podczas rekonwalescencji.

3. Rekonwalescencja pooperacyjna i pobieranie limfy

  1. Na około 10 minut przed przerwaniem znieczulenia wziewnego należy podać domięśniowo bupenorfinę (0,1 mg/kg) w celu natychmiastowego znieczulenia pooperacyjnego. Kontynuuj podawanie bupenorfiny (0,1 mg/kg) co 12 godzin przez 24-48 godzin, aby utrzymać analgezję pooperacyjną.
  2. Monitoruj świnie pod kątem powikłań pooperacyjnych co 8-12 godzin przez okres 7 dni.
  3. Zebrać limfę do 500 ml polipropylenowych butelek do mycia, pokrytych kwasem etylenodiaminotetraoctowym (EDTA) i uzupełnionych antybiotykami; penicyliną (6 000 j.m.), streptomycyną (6 mg) i amfoterycyną B (3 mg) co 12 godzin przez okres 7 dni.

4. Kwantyfikacja lipoprotein ApoB48, trójglicerydów, cholesterolu i całkowitego białka pobranego z limfy

  1. Odwirować próbkę limfy o stężeniu 1 800 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Zebrać supernatant i użyć go do ilościowego oznaczania triglicerydów, cholesterolu i białka całkowitego.
  2. Podzielić supernatant na trzy próbki: próbkę nierozcieńczoną, próbkę rozcieńczoną wodą destylowaną w stosunku 1:20 i próbkę końcową rozcieńczoną wodą destylowaną w stosunku 1:100.
  3. Użyj nierozcieńczonego supernatantu do pomiaru poziomu cholesterolu za pomocą dostępnego w handlu zestawu.
  4. Próbki rozcieńczone w stosunku 1:20 i 1:100 należy wykorzystać do pomiaru poziomu trójglicerydów i białka całkowitego za pomocą dostępnego w handlu zestawu i testu kwasu bicinchoninowego i białka całkowitego.

5. Kwantyfikacja lipoproteiny ApoB48, pobranej z limfy38

  1. Określ stężenie lipoproteiny ApoB48 za pomocą dostosowanej immunologicznej metody Western Blotting38. Oddzielić całkowitą limfę za pomocą 3-8% elektroforezy w żelu poliakrylamidowym z dodecylosiarczanem sodu (SDS-PAGE).
  2. Przenieś oddzielone białka na błonę z polifluorku winylidenu (0,45 μm) i inkubuj je z kozim przeciwciałem poliklonalnym do ApoB (1:4,000), a następnie zwiąż je z przeciwciałem drugorzędowym anty-kozy.
  3. Określ ilościowo lipoproteinę ApoB48 za pomocą chemiluminescencji, stosując liniowe porównanie densytometryczne z oczyszczonym wzorcem białka ApoB48 gryzoni.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cewnikowanie limfatyczne jelitowego pnia limfatycznego noworodków świń pozwala na pobranie około 1 l/24 godziny centralnej limfy w ciągu 7 dni. Limfa zebrana w tym eksperymencie zawierała składniki metabolizmu lipidów, a mianowicie całkowite białko limfy, lipoproteinę ApoB48, trójglicerydy, białko całkowite i cholesterol. Tabela 1 przedstawia reprezentatywne ilości tych składników lipidowych z połączonych próbek limfy trzech świń. Warto zauważyć, że przepływ limfy i składniki lipidowe są ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pobieranie limfy jelitowej jest doskonałą metodą badania mechanizmów związanych z metabolizmem lipidów8-12 i leków13-15 , przerzutami raka16,17, transportem komórkowym i funkcjonowaniem układu odpornościowego18-26 w różnych eksperymentalnych modelach zwierzęcych. Rzeczywiście, zdolność do zbierania dużych ilości limfy obwodowej (aferentnej) i centralnej (odprowadzającej i dużych naczyń tułowiowych) przez dłuższy czas była szczególnie ważna dla zrozumienia zmian czasowych, które...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca była częściowo wspierana przez fundusze z Alberta Livestock and Meat Agency oraz grant Natural Science and Research Council Discovery dla S. D. Proctora.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ostrze laryngoskopu MillerWelch Allyn68044Długość 182 mm
Doradca chirurga: Monitor parametrów życiowychSurgivetV9203
Sonda temperatury doodbytniczejSurgivetV3417
Monopolarny generator elektrochirurgiiNożyczki Valley Lab
MetzenbaumFine Science14518-18
Zwijacz TuffierStevens162-11-676
Kleszcze do komarówStevens162-7-10
Kleszcze Kelly-zakrzywione (14cm)Stevens162-7-38
Kleszcze do tkanek AllisStevens162-7-38
Kleszcze do opatrunku (10.2cm)Stevens162-18-780
Kleszcze do opatrunku-Adison (12.1cm)Stevens162-17-2510
Sterowniki igiełStevens162-V98-42
Nożyczki do tęczówkiFine science14058-11
Pompa wody obiegowejKoc JorvetJ-783X
Maxitherm-Vinyl AplikatoryJorvetJ-784C
Q Fisher Scientific22-037-960
Cewnikowanie  rurki (4,06 OD X 2,31 ID)Braintree Scientific Inc.MRE-160Rurka implantacyjna Micro-Renethan
2-0 szew jedwabnyEthiconLA556
2-0 szew poliglaktynowyEthiconJ443H2-0 vicryl
Kurtka dla dużych zwierzątLomir Biomedical Inc.SSJ2YC
Polipropylenowe butelki do myciaFisher Scientific03-409-22C500 ml
Penicylina-StreptomycynaSigma AldrichD4333
EDTASigma Aldrich60-00-4
Amfoterycyna BSigma AldrichA2411
AzaperoneElanco ZdrowieStresnil
Chlorowodorek deksmedetomidynyZoetis6295Dexdomitor
IsofluraneAbbott Animal  Zdrowie05260-5IsoFlo
Chlorowodorek ketaminyZoetis2626
Chlorowodorek bupenorfinyChampion Alstoe ZdrowieDIN:02347510
6 mm Rurka dotchawiczaJorvetJ-165d
10% lidokaina wsprayu AstraZenecaDIN:02003767
4 % Peeling chirurgiczny z chlorheksydynąPartnar Animal HealthPCH-011Rozcieńczony: 2,0% roztwór
3M Serweta chirurgiczna3M Health Care1040
SDS żel stronicowyInvitrogenEA0375BOX3-8 % octan trisu
Membrana z polifluorku winylidenuMiliporeIPVH000100,45 μ m wielkość porów
Przeciwciało ApoB EMD MilliporeAB7421:4000 rozcieńczenie
Osioł anty-kozy IgG-HRPSanta Cruz BiotechnologySc-2304
ECL Prime Western Blotting OdczynnikGE Healthcare LifeSciencesRPN2232     
Zestaw trójglicerydówWako Pure Chemicals998-40391/994-40491
Zestaw cholesterolu całkowitegoWako Pure Chemicals439-17501
Białko całkowite  Przebijanie 23225Test kwasu bicunchoninowego
końcówek zwierząt Ketaset zwierząt

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lindsay, F. E. F. The cisterna chyli as a source of lymph samples in the cat and dog. Res. Vet. Sci. 17, 256-258 (1974).
  2. Kohan, A. B., Howles, P. N., Tso, P. Methods for studying rodent intestinal lipoprotein production and metabolism. Curr. Protoc. Mouse Biol. 2, 219-230 (2012).
  3. Wang, X. D., et al. Intestinal uptake and lymphatic absorption of beta-carotene in ferrets: a model for human beta-carotene metabolism. Am. J. Physiol. 263 (4 Pt 1), G480-G486 (1992).
  4. Hein, W. R., Barber, T., Cole, S. A., Morrison, L., Pernthaner, A. Long-term collection and characterization of afferent lymph from the ovine small intestine. J.Immunol. Methods. 293 (1-2), 153-168 (2004).
  5. Hartmann, P. E., Lascelles, A. K. The flow and lipid composition of thoracic duct lymph in the grazing cow. J. Physiol. 184 (1), 193-202 (1966).
  6. Redgrave, T. G., Dunne, K. B. Chylomicron formation and composition in unanaesthetised rabbits. Atherosclerosis. 22 (3), 389-400 (1975).
  7. Binns, R. M., Hall, J. G. The paucity of lymphocytes in the lymph of unanaesthetised pigs. Br. J. Exp. Pathol. 47 (3), 275-280 (1966).
  8. Ohlsson, L., Kohan, A. B., Tso, P., Ahren, B. GLP-1 released to the mesenteric lymph duct in mice: Effects of glucose and fat. Regul. Pept. 189, 40-45 (2014).
  9. Ho, H. T., Kim, D. N., Lee, K. T. Intestinal apolipoprotein B-48 synthesis and lymphatic cholesterol transport are lower in swine fed high fat, high cholesterol diet with soy protein than with casein. Atherosclerosis. 77 (1), 15-23 (1989).
  10. Arnold, M., Dai, Y., Tso, P., Langhans, W. Meal-contingent intestinal lymph sampling from awake, unrestrained rats. Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol. 302 (12), R1365-R1371 (2012).
  11. Nguyen, T. M., Sawyer, J. K., Kelley, K. L., Davis, M. A., Kent, C. R., Rudel, L. L. ACAT2 and ABCG5/G8 are both required for efficient cholesterol absorption in mice: evidence from thoracic lymph duct cannulation. J. Lipid Res. 53 (8), 1598-1609 (2012).
  12. Sato, M., Kawata, Y., Erami, K., Ikeda, I., Imaizumi, K. LXR agonist increases the lymph HDL transport in rats by promoting reciprocally intestinal ABCA1 and apo A-I mRNA levels. Lipids. 43 (2), 125-131 (2008).
  13. Boyd, M., Risovic, V., Jull, P., Choo, E., Wasan, K. M. A stepwise surgical procedure to investigate the lymphatic transport of lipid-based oral drug formulations: Cannulation of the mesenteric and thoracic lymph ducts within the rat. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 49 (2), 115-120 (2004).
  14. Sugawara, T., et al. Intestinal absorption of dietary maize glucosylceramide in lymphatic duct cannulated rats. J. Lipid Res. 51 (7), 1761-1769 (2010).
  15. Shackleford, D. M., et al. Contribution of lymphatically transported testosterone undecanoate to the systemic exposure of testosterone after oral administration of two andriol formulations in conscious lymph duct-cannulated dogs. J. Pharmacol. Exp. Ther. 306 (3), 925-933 (2003).
  16. Lespine, A., et al. Contribution of lymphatic transport to the systemic exposure of orally administered moxidectin in conscious lymph duct-cannulated dogs. Eur. J. Pharm. Sci. 27 (1), 37-43 (2006).
  17. Carr, J., Carr, I., Dreher, B., Betts, K. Lymphatic metastasis: invasion of lymphatic vessels and efflux of tumour cells in the afferent popliteal lymph as seen in the Walker rat carcinoma. J. Pathol. 132 (4), 287-305 (1980).
  18. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. I. Lymphocyte circulation in gut-associated lymphoid tissue. Immunology. 42 (3), 469-474 (1981).
  19. Knight, J. S., Baird, D. B., Hein, W. R., Pernthaner, A. The gastrointestinal nematode Trichostrongylus colubriformis down-regulates immune gene expression in migratory cells in afferent lymph. BMC Immunol. 11, 51(2010).
  20. Milling, S. W., Jenkins, C., MacPherson, G. Collection of lymph-borne dendritic cells in the rat. Nat. Protoc. 1 (5), 2263-2270 (2006).
  21. Pernthaner, A., Cole, S. A., Gatehouse, T., Hein, W. R. Phenotypic diversity of antigen-presenting cells in ovine-afferent intestinal lymph. Arch. Med. Res. 33 (4), 405-412 (2002).
  22. Thielke, K. H., Pabst, R., Rothkotter, H. J. Quantification of proliferating lymphocyte subsets appearing in the intestinal lymph and the blood. Clin. Exp. Immunol. 117 (2), 277-284 (1999).
  23. Mayrhofer, G., Fisher, R. IgA-containing plasma cells in the lamina propria of the gut: failure of a thoracic duct fistula to deplete the numbers in rat small intestine. Eur. J. Immunol. 9 (1), 85-91 (1979).
  24. Beh, K. J. The origin of IgA-containing cells in intestinal lymph of sheep. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 55 (3), 263-274 (1977).
  25. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. II. Migration to the intestinal lamina propria of antigen-specific cells generated in response to intestinal immunization in the pig. Immunology. 42 (3), 475-479 (1981).
  26. Rothkotter, H. J., Huber, T., Barman, N. N., Pabst, R. Lymphoid cells in afferent and efferent intestinal lymph: lymphocyte subpopulations and cell migration. Clin. Exp. Immunol. 92 (2), 317-322 (1993).
  27. Vilahur, G., Padro, T., Badimon, L. Atherosclerosis and thrombosis: insights from large animal models. J. Biomed. Biotechnol. 1, (2011).
  28. Getz, G. S., Reardon, C. A. Animal models of atherosclerosis. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 32 (5), 1104-1115 (2012).
  29. Skold, B. H., Getty, R., Ramsey, F. K. Spontaneous atherosclerosis in the arterial system of aging swine. Am. J. Vet. Res. 27 (116), 257-273 (1966).
  30. Reiser, R., Sorrels, M. F., Williams, M. C. Influence of high levels of dietary fats and cholesterol on atherosclerosis and lipid distribution in swine. Circ. Res. 7, 833-846 (1959).
  31. Casani, L., Sanchez-Gomez, S., Vilahur, G., Badimon, L. Pravastatin reduces thrombogenicity by mechanisms beyond plasma cholesterol lowering. Thromb. Haemost. 94 (5), 1035-1041 (2005).
  32. Romosos, D. R., McGilliard, A. D. Preparation of thoracic and intestinal lymph duct shunts in calves. J. Dairy Sci. 53 (9), 1275-1278 (1970).
  33. Shannon, A. D., Lascelles, A. K. The intestinal and hepatic contributions to the flow and composition of thoracic duct lymph in young milk-fed calves. Q.J. Exp. Physiol. Cogn. Med. Sci. 5 (2), 194-205 (1968).
  34. Aliev, A. A. Intestinal lymph of ruminants. I. Operative techniques for collecting intestinal lymph from ruminants. Acta Vet.Hung. 38 (1-2), 105-120 (1990).
  35. Butterfield, A. B., Lumb, W. V., Litwak, P. Surgical preparation of miniature swine for atherosclerosis research. Am. J. Vet. Res. 37 (12), 1519-1523 (1976).
  36. Saar, L. I., Getty, R. Lymphatic system. Sisson and Grossman's: The anatomy of domestic animals. 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia PA. 1343-1358 (1975).
  37. Zanchet, D. J., de Souza Montero, E. F. Pig liver sectorization and segmentation and virtual reality depiction. Acta. Cirurgica. Basilera. 17 (6), 382-387 (2002).
  38. Vine, D. F., Takechi, R., Russell, J. C., Proctor, S. D. Impaired postprandial apolipoprotein-B48 metabolism in the obese, insulin-resistant JCR:LA-cp rat: increased atherogenicity for the metabolic syndrome. Atherosclerosis. 190 (2), 282-290 (2007).
  39. Li, W. C., et al. Biomechanical properties of ascending aorta and pulmonary trunk in pigs and humans. Xenotransplantation. 15 (6), 384-389 (2008).
  40. Arkill, K. P., Moger, J., Winlove, C. P. The structure and mechanical properties of collecting lymphatic vessels: an investigation using multimodal nonlinear microscopy. J. Anat. 216 (5), 547-555 (2010).
  41. Uwiera, R. R. E., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cell. Immunol. 214 (2), 155-164 (2001).
  42. Black, D. D., Davidson, N. O. Intestinal apolipoprotein synthesis and secretion in the suckling pig. J. Lipid Res. 30 (2), 207-218 (1989).
  43. Heider, J. G., Pickens, C. E., Lawrence, K. A. Role of acyl CoA:cholesterol acyltransferase in cholesterol absorption and its inhibition by 57-118 in the rabbit. J. Lipid Res. 24, 1127-1134 (1983).
  44. Noh, S. K., Koo, S. I. Milk sphingomyelin is more effective than egg sphingomyelin in inhibiting intestinal absorption of cholesterol and fat in rats. J. Nutr. 134, 2611-2616 (2004).
  45. Brunham, L. R., et al. Intestinal ABCA1 directly contributes to HDL biogenesis in vivo. J. Clin. Invest. 116 (4), 1052-1062 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kaniulacja naczy ch onnychcentralny pob r limfydost p przez lini rodkow brzuchadyssekcja chirurgicznakaniulacja naczy ch onnychmonitorowanie przep ywu limfyapolipoproteina B48analiza tr jgliceryd w

Powiązane artykuły