Artykuł metodologiczny

Łatwe przygotowanie wewnętrznie samoorganizujących się cząstek lipidowych stabilizowanych przez nanorurki węglowe

DOI:

10.3791/53489

⸱

19 lutego 2016

 ,  ,  , 
1Centre for Materials Science, School of Physical Sciences and Computing, University of Central Lancashire, 2School of Food Science & Nutrition, University of Leeds

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Informujemy o inteligentnym zastosowaniu nanorurek węglowych do kinetycznej stabilizacji cząsteczek lipidowych, które zawierają samoorganizujące się nanostruktury w swoich rdzeniach. Przygotowanie cząsteczek lipidowych wymaga raczej niskich stężeń nanorurek węglowych, co pozwala na ich wykorzystanie w zastosowaniach biomedycznych, takich jak dostarczanie leków.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentujemy prostą metodę przygotowania nanostrukturalnych cząsteczek lipidowych stabilizowanych przez nanorurki węglowe (CNT). Jednościenne (nieskazitelne) i wielościenne (funkcjonalizowane) CNT są stosowane jako stabilizatory do produkcji emulsji typu Pickering typu olej w wodzie (O/W). Jako emulgatory stosuje się lipidy, a mianowicie Dimodan U i Fitantriol, które w nadmiarze wody samoorganizują się do dwuciągłej sześciennej fazy Pn3m. Ta faza o wysokiej lepkości jest rozdrabniana na mniejsze cząstki za pomocą ultrasonografu sondowego w obecności konwencjonalnych stabilizatorów środków powierzchniowo czynnych lub CNT, jak to ma miejsce w tym przypadku. Początkowo CNT (w postaci proszku) są dyspergowane w wodzie, a następnie poddawane są dalszym ultradźwiękom ze stopionym lipidem w celu utworzenia końcowej emulsji. Podczas tego procesu CNT zostają pokryte cząsteczkami lipidów, które z kolei przypuszczalnie otaczają kropelki lipidów, tworząc emulsję cząstek stałych, która jest stabilna przez miesiące. Średnia wielkość nanostrukturalnych cząstek lipidowych stabilizowanych CNT mieści się w zakresie submikronowym, co dobrze wypada w porównaniu z cząstkami stabilizowanymi przy użyciu konwencjonalnych środków powierzchniowo czynnych. Dane dotyczące rozpraszania promieniowania rentgenowskiego pod małym kątem potwierdzają zachowanie pierwotnej fazy sześciennej Pn3m w dyspersjach lipidowych stabilizowanych CNT w porównaniu z czystą fazą lipidową (stan masowy). Przesunięcie ku błękitowi i obniżenie intensywności w charakterystycznych pasmach G i G' CNT obserwowane w spektroskopii Ramana charakteryzują oddziaływanie między powierzchnią CNT a cząsteczkami lipidów. Wyniki te sugerują, że interakcje między CNT a lipidami są odpowiedzialne za ich wzajemną stabilizację w roztworach wodnych. Ponieważ stężenia CNT stosowanych do stabilizacji są bardzo niskie, a cząsteczki lipidów są w stanie funkcjonalizować CNT, oczekuje się, że toksyczność CNT będzie nieznaczna, a ich biokompatybilność znacznie wzrośnie. W związku z tym obecne podejście ma ogromny potencjał w różnych zastosowaniach biomedycznych, na przykład w opracowywaniu hybrydowych systemów nanonośników do dostarczania wielu funkcjonalnych cząsteczek, jak w terapii skojarzonej lub politerapii.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ciągu ostatnich kilku dekad, nanotechnologia stała się potężnym narzędziem, szczególnie w dziedzinie przedklinicznego rozwoju medycyny do walki z osławionymi chorobami, takimi jak rak1. W tym kontekście struktury w nanoskali o wielkości <1000 nm są szeroko badane jako nośnik różnych aktywnych biomolekuł, takich jak leki, białka, kwasy nukleinowe, geny i środki do obrazowania diagnostycznego1-4. Te biomolekuły są albo zamknięte w nanocząstkach, albo sprzężone z powierzchnią nanocząstek i są uwalniane w miejscu działania przez czynniki wyzwalające, takie jak pH lub temperatura5,6. Pomimo niezwykle małych rozmiarów, duża powierzchnia tych nanocząstek okazuje się bardzo korzystna dla ukierunkowanego dostarczania aktywnych biomolekuł. Kontrola nad wielkością cząstek i biokompatybilnością ma ogromne znaczenie dla optymalizacji skuteczności terapeutycznej, a tym samym możliwości zastosowania nanocząstek7,8. Lipidy9-13, polimery14,15, metale16,17 i nanorurki węglowe18,19 są powszechnie stosowane jako nanonośniki do różnych zastosowań biomedycznych i farmaceutycznych.

Ponadto, zastosowania nanonośników oparte na samoorganizujących się nanostrukturach lipidowych mają szerokie znaczenie w wielu innych dyscyplinach, w tym w przemyśle spożywczym i kosmetycznym20,21. Na przykład są one stosowane w krystalizacji białek22, rozdzielaniu biomolekuł23, jako stabilizatory żywności, np. w deserach24 oraz w dostarczaniu aktywnych cząsteczek, takich jak składniki odżywcze, smaki i perfumy25-31. Samoorganizujące się nanostruktury lipidowe nie tylko mają zdolność do uwalniania cząsteczek bioaktywnych w kontrolowany i ukierunkowany sposób32-38, ale są również w stanie chronić cząsteczki funkcjonalne przed degradacją chemiczną i enzymatyczną39,40. Chociaż płaska dwuwarstwa płynu jest najczęstszą nanostrukturą utworzoną przez amfifilowe cząsteczki lipidów w obecności wody, często obserwuje się również inne struktury, takie jak sześciokątne i sześcienne20,41,42. Rodzaj powstającej nanostruktury zależy od struktury molekularnej lipidów, składu lipidów w wodzie, a także od zastosowanych warunków fizykochemicznych, takich jak temperatura i ciśnienie43. Możliwość zastosowania niepłaskich nanostruktur lipidowych, zwłaszcza faz sześciennych, jest ograniczona ze względu na ich wysoką lepkość i niejednorodną konsystencję domeny. Problemy te można przezwyciężyć poprzez dyspersję nanostruktur lipidowych w dużej ilości wody w celu wytworzenia emulsji typu olej w wodzie (O/W) zawierających cząsteczki lipidów o rozmiarach mikronowych lub submikronowych. W ten sposób można przygotować odpowiedni produkt o niskiej lepkości, zachowując jednocześnie pierwotną strukturę samoorganizującą się lipidów wewnątrz zdyspergowanych cząstek. Powstawanie tych wewnętrznie samoorganizujących się cząstek (w skrócie ISAsomy44, np. kubosomy z faz sześciennych i heksosomy z faz heksagonalnych) zwykle wymaga połączenia etapu wprowadzania wysokiej energii i dodania stabilizatorów, takich jak środki powierzchniowo czynne lub polimery. Ostatnie badania w tym kierunku wskazują na zastosowanie różnych cząstek stałych45 , w tym nanocząstek krzemionki46, gliny47-49 i nanorurek węglowych50 do stabilizacji wyżej wymienionych emulsji, odpowiednio określanych jako emulsje Pickeringa51 lub emulsje Ramsdena-Pickeringa52.

W ostatnich latach nanostruktury oparte na węglu, takie jak jednościenne nanorurki węglowe (SWCNTs), wielościenne nanorurki węglowe (MWCNTs) i fulereny, zyskały dużą uwagę jako nowe biomateriały53,54. Główne obawy to ich toksyczność55-58, nierozpuszczalność w wodzie59, a co za tym idzie ich biokompatybilność56. Skutecznym sposobem radzenia sobie z tymi problemami jest funkcjonalizacja powierzchni przy użyciu nietoksycznych i biokompatybilnych cząsteczek, takich jak lipidy. W obecności wody lipidy oddziałują z CNT w taki sposób, że hydrofobowa powierzchnia CNT jest osłonięta przed polarnym środowiskiem wodnym, podczas gdy hydrofilowe grupy główne lipidów wspomagają ich rozpuszczalność lub dyspersję w wodzie60,61. Lipidy są integralnymi składnikami organelli komórkowych, a także niektórych materiałów spożywczych, dlatego ich dekoracja powinna idealnie zmniejszać toksyczność CNT in vivo. Zastosowania biomedyczne oparte niezależnie na CNT18,19 i nanostrukturach lipidowych9-13 są intensywnie rozwijane, ale zastosowania, które łączą właściwości tych dwóch, nie są jeszcze dobrze zbadane.

W tej pracy używamy dwóch różnych typów lipidów i trzech typów CNT, z których SWCNT są w nieskazitelnej formie, podczas gdy MWCNT są funkcjonalizowane grupami hydroksylowymi i karboksylowymi. Do przygotowania dyspersji użyliśmy bardzo niskich stężeń CNT, których stabilność zależy od kilku czynników, np. rodzaju lipidu, rodzaju CNT, stosunku użytego lipidu do CNT, a także od zastosowanych parametrów sonikacji, takich jak moc i czas trwania. Ten protokół wideo zawiera szczegóły techniczne metody kinetycznej stabilizacji nanocząstek lipidowych przy użyciu różnych stabilizatorów CNT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uwaga: Nanorurki węglowe używane w tej pracy mają postać nanocząstek, które mogą stwarzać dodatkowe zagrożenia w porównaniu z ich masowymi odpowiednikami. Wdychanie grafitu, zarówno naturalnego, jak i syntetycznego, może powodować pylicę płuc62 podobną do pylicy płuc pracowników kopalni. Ponadto pojawiły się obawy związane z toksycznością nanostruktur opartych na węglu, a niektóre z wcześniejszych badań sugerują ostrą i przewlekłą toksyczność związaną z wdychaniem CNT63-68. Dlatego należy unikać wdychania drobnego proszku CNT i obchodzić się z nim z dużą ostrożnością. W przypadku dostania się do dróg oddechowych wynieść się na świeże powietrze. Jeśli oddychanie jest utrudnione, zamiast tego użyj czystego tlenu i zasięgnij porady lekarza. Preparaty roztwórcze/dyspersyjne CNT są raczej bezpieczne w obsłudze.

Uwaga: Lipidy i środki powierzchniowo czynne użyte w tym badaniu są materiałami dopuszczonymi do kontaktu z żywnością, a zatem generalnie nie są niebezpieczne, ale działają drażniąco na oczy i skórę, a także są wysoce łatwopalne. W związku z tym należy stosować wszystkie odpowiednie praktyki bezpieczeństwa, takie jak stosowanie kontroli technicznych (dygestoria) i środków ochrony osobistej (okulary ochronne, rękawice, fartuch laboratoryjny, długie spodnie, buty z zakrytymi palcami) podczas obchodzenia się z próbkami nanocząstek lub ich przygotowywania. W przypadku kontaktu ze skórą lub oczami należy natychmiast płukać skórę lub oczy dużą ilością wody przez co najmniej 15 minut. W razie potrzeby zasięgnij porady lekarza.

1. Przygotowanie faz objętościowych lipidów/wody

Uwaga: Lipidy należy przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C. Czyste lipidy należy przechowywać w zamrażarce (-20 °C). Porcjować je do małych szklanych fiolek, aby uniknąć zanieczyszczenia całego bulionu i wygody obsługi. Inne chemikalia, w tym CNT i środki powierzchniowo czynne, mogą być przechowywane w temperaturze pokojowej, ale należy je trzymać z dala od bezpośredniego światła słonecznego.

  1. Lipidy, tj. Dimodan U (DU) i Fitantriol (PT) należy przechowywać w temperaturze pokojowej przez 15-20 minut przed otwarciem pokrywki butelki/fiolki, aby uniknąć kondensacji wilgoci.
    (Uwaga: DU to destylowany gliceryd składający się w 96% z monoglicerydów, a reszta to diglicerydy i wolne kwasy tłuszczowe. Dwa główne składniki monoglicerydów w DU to linoleinian (62%) i oleinian (25%). Stąd hydrofobowa część DU zawiera głównie łańcuchy C18 (91%), których dokładny skład jest następujący; C18:2 (61,9%), C18:1 (24,9%) i C18:0 (4,2%), gdzie C18 oznacza łańcuch 18C, a liczba po dwukropku oznacza liczbę wiązań C=C. PT jest mieszaniną izomerów optycznych 3,7,11,15-tetrametylo-1,2,3-heksadekanetriolu. Nie zawiera estrowej grupy funkcyjnej, ale składa się z silnie rozgałęzionego ogona fitanylu z tri-hydroksyową grupą główną. Zarówno DU, jak i PT tworzą fazy sześcienne w obecności nadmiaru wody, co ma również miejsce w przypadku rdzeni stabilizowanych cząstek lipidowych13, 45).
  2. Stopić lipidy, umieszczając fiolki w gorącej łaźni wodnej lub w zlewce zawierającej wodę o temperaturze powyżej 60 °C (podgrzewane mieszadło magnetyczne: 230 V, 50 Hz, 630 W lub podobne do podgrzewania wody w zlewce).
  3. Alternatywnie podgrzej fiolki za pomocą grzałek blokowych. Nie podgrzewać fiolek zawierających lipidy bezpośrednio na płycie grzejnej, aby uniknąć gradientu temperatury i późniejszego rozkładu lipidów.
  4. Odważyć 500 mg stopionego lipidu w uprzednio zważonej probówce mikrowirówkowej (ze stożkowym zatrzaskiem, 1,5 ml), używając szklanej pipety Pasteura z bańką lateksową.
  5. Dodać 500 ml ultraczystej wody (rezystywność wody = 18,2 MΩ·cm) do powyższej probówki mikrowirówkowej.
  6. Mieszaj składniki ręcznie przez 15 minut za pomocą maleńkiej (specjalnie zbudowanej) szpatułki. Wykonaj taką szpatułkę, spłaszczając ostry koniec igły strzykawki (długość kaniuli 0,9 mm x 40 mm) za pomocą szczypiec.
  7. Odwirować mieszaninę lipidów i wody przez 10 minut z prędkością 2 000 x g. Ponownie mieszaj mieszaninę ręcznie przez 10 minut, a następnie równoważ ją przez 24 godziny. Przed scharakteryzowaniem próbek należy je mieszać przez 5 minut, a następnie pozostawić w temperaturze pokojowej (RT).
  8. Aby zapewnić wytworzenie równowagi fazy lipidowej w całej probówce, należy wykonać około 10 cykli zamrażania i rozmrażania oraz okresowo przeprowadzać etap wirowania, jak określono powyżej. Zarówno DU, jak i PT tworzą bardzo lepkie fazy lipidowe luzem, co utrudnia ich ręczną obsługę (ryc. 1).
    Uwaga: Powyższy protokół (sekcja 1) jest konieczny tylko wtedy, gdy ktoś chciałby porównać zachowanie nanostrukturalne (typ sieci i wymiary samoorganizacji) zdyspergowanych cząstek z masową fazą lipidową i/lub użyć go jako kontroli w celu potwierdzenia zachowania pierwotnej nanostruktury.

figure-protocol-1
Rysunek 1. Przygotowanie emulsji cząstek O/W o płynnej konsystencji z fazy lipidowej o wysokiej lepkości przy użyciu wkładu wysokoenergetycznego (ultradźwięki) i przy użyciu różnych stabilizatorów CNT, a mianowicie SWCNT, MWCNT-OH, MWCNT-COOH (rysunek odtworzony z odnośnika [50] za zgodą The Royal Society of Chemistry). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Przygotowanie stabilizowanych cząsteczek lipidowych środka powierzchniowo czynnego

  1. Przygotować 0,2% (w/w) roztwór środka powierzchniowo czynnego (pluronic F127) w wodzie.
    1. Rozpuść 200 mg środka powierzchniowo czynnego (biały puszysty proszek) w 100 ml ultraczystej wody, mieszając ją przez 20-30 min (na płytce magnetycznej za pomocą mieszadła magnetycznego). Pluronic F127 jest niejonowym środkiem powierzchniowo czynnym i jest powszechnie stosowany jako stabilizator emulsji. Jest to kopolimer trójblokowy PEO99 -PPO67-PEO 99, dlatego rozpuszcza się w wodzie przez długi czas.
  2. Dodać 500 mg stopionego DU lub PT (za pomocą szklanej pipety Pasteura) do szklanej fiolki (scyntylacyjnej sodowo-wapniowej wyposażonej w foliową nakrętkę mocznikową, 20 ml).
  3. Dodać 9,5 g 0,2% roztworu F127.
  4. Na ultrasonizatorze z sondą mocno zaciśnij fiolkę do szczęki stojaka retorty (zestaw stojaka retorty ze stojakiem, zaciskiem, podstawą, prętem, gumową szczęką 3 i głowicą czołową), tak aby mogła wytrzymać wibracje generowane przez sonikację.
  5. Włóż sondę z litego stopu tytanu (średnica 13 mm x długość 139 mm) dołączoną do Cell Sonicator. Wyregulować wysokość i położenie fiolki tak, aby upewnić się, że jej boki i spód nie stykają się z sondą. Odległość 0,5 cm między końcówką sondy a dnem szklanej fiolki daje dobre wyniki.
  6. Sonikuj mieszaninę przez 10 minut w trybie pulsacyjnym z impulsem 1 sekundy, w którym pośredniczy 1 sekunda opóźnienia przy 35% (maksymalnej) mocy. Fiolka staje się bardzo gorąca z powodu ciepła wytwarzanego podczas sonikacji. Dlatego pozwól mu ostygnąć do RT przed zdjęciem go z zacisku.
  7. Mleczną dyspersję należy przechowywać w temperaturze pokojowej przez co najmniej 24 godziny przed dalszym użyciem. Ma to na celu zapewnienie jego stabilności przed separacją faz.
    Uwaga: Przed i po użyciu sondy wyczyść ją acetonem, osusz ręcznikiem papierowym, a następnie spłucz ultraczystą wodą i ponownie wysusz.

3. Przygotowanie dyspersji czystych CNT w wodzie

  1. W dwóch oddzielnych zlewkach odważyć 4 mg sproszkowanych MWCNT-OH i MWCNT-COOH, z których oba są koloru czarnego.
  2. Do każdej zlewki dodać 500 ml ultraczystej wody. Za pomocą sondy ultradźwiękowej sonikować mieszaniny przez 2 minuty w trybie ciągłego impulsu przy 40% (maksymalnej) mocy. Otrzymane stężenie dyspersji MWCNT wynosi 8 μg/ml (roztwór podstawowy).
  3. Rozcieńczyć roztwór podstawowy MWCNT odpowiednią ilością ultraczystej wody, aby uzyskać dyspersję MWCNT 6,25, 5, 4, 2 μg/ml.
  4. Sonizować te dyspersje, jak opisano wcześniej (patrz 3.2).
  5. Podobnie, rozproszyć 3 mg sproszkowanego SWCNT (również w kolorze czarnym) w 500 ml ultraczystej wody, aby uzyskać dyspersję SWCNT o stężeniu 6 μg/ml (roztwór podstawowy).
  6. Rozcieńczyć roztwór podstawowy SWCNT i poddać je sonikacji zgodnie z powyższym opisem (patrz 3.2) w celu uzyskania dyspersji 0,5, 0,4, 0,3125, 0,2 μg/ml SWCNT.
    Uwaga: Wszystkie dyspersje są klarowne przez około 30 minut, po czym nanorurki węglowe zaczynają osiadać na dnie.

4. Przygotowanie nanostrukturalnych cząstek lipidowych stabilizowanych CNT (Rysunek 1)

  1. Odważyć 500 mg stopionego DU do szklanej fiolki.
  2. Dodać 9,5 ml dyspersji SWCNT 6 μg/ml do fiolki.
  3. Sonikować mieszaninę CNT-DU przy użyciu tych samych parametrów, które są używane do wytwarzania czystych dyspersji CNT (patrz 3.2). Po schłodzeniu do temperatury pokojowej stabilizowane CNT cząstki lipidowe z zachowaną, wewnętrznie samoorganizującą się nanostrukturą będą gotowe.
  4. W podobny sposób przygotuj cząsteczki lipidów, używając dyspersji SWCNT 0,4 μg/ml i 0,2 μg/ml.
  5. Postępuj zgodnie z protokołami 4.1 do 4.4, aby wytworzyć cząsteczki lipidowe przy użyciu MWCNT-OH i MWCNT-COOH, ale przy użyciu różnych stężeń, a mianowicie 8, 4 i 2 μg/ml CNT.
  6. Podobnie przygotuj trzy różne dyspersje CNT-PT przy użyciu 4 μg/ml MWCNT-OH i MWCNT-COOH oraz 0,4 μg/ml SWCNT. Należy pamiętać, że dyspersje CNT-PT wymagają mniejszej mocy (35% maksimum), ale dłuższego czasu (15 minut) w trybie ciągłego impulsu. Schłodzić dyspersje do temperatury suchej temperatury i pozostawić je na 24 godziny przed ich scharakteryzowaniem.
    Uwaga: Parametry sonikacji mogą być różne dla różnych lipidów (jak tutaj dla DU i PT) i dla różnych składów; muszą być zoptymalizowane, aby uzyskać dobrze ustabilizowane dyspersje.

5. Monitorowanie stabilności dyspersji lipidowych stabilizowanych CNT

  1. Monitoruj stabilność dyspersji za pomocą obserwacji wizualnej: sprawdź, czy dyspersje są zdestabilizowane lub czy w dyspersjach nie utworzyły się grudki.
  2. Rób zdjęcia (aparatem cyfrowym) w regularnych odstępach czasu. Na przykład rób zdjęcia dyspersji codziennie w pierwszym tygodniu, następnie co drugi dzień przez tydzień, a następnie raz w tygodniu przez następne dwa tygodnie, a na koniec raz w miesiącu zgodnie z wymaganiami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Następujące wyniki reprezentują: a) stabilność dyspersji, b) rozkład wielkości cząsteczek lipidów, c) rodzaj samoorganizacji oraz d) dowody na istnienie powłoki lipidowej CNT. Stabilność dyspersji (rys. 2) monitorowano za pomocą aparatu 5 MP z autofokusem i lampą błyskową LED.

figure-results-1
Rysunek 2. Schematy typów CNT (A) MWCNT-OH, (B) MWCNT-COOH ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stabilizacja cząsteczek lipidów
Trzy różne CNT są używane do stabilizacji dyspersji lipidowych; dwa z nich są wielościenne i funkcjonalizowane przy użyciu grup -OH i -COOH, a jeden jest jednościenny i niefunkcjonalizowany (nieskazitelny). Nanorurki węglowe różniły się wielkością w następujący sposób (średnica x długość): MWCNT-COOH: 9,5 nm x 1,5 μm; MWCNT-OH: 8-15 nm x 50 μm; SWCNT: 1-2 nm x 1-3 μm. Sproszkowane CNT zostały zdyspergowane w wodzie za pomocą ultradźwięków sondy. Wyżej wymienione rozmi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie mamy nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcielibyśmy podziękować dr Matthew J. Bakerowi, obecnie pracującemu na Uniwersytecie Strathclyde w Glasgow, za wsparcie w eksperymentach ramanowskich oraz panu Nickowi Gauntowi za jego wcześniejszą pracę nad tym projektem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dimodan UDanisco15312Sklep pod adresem 4  °C. Nie jest szkodliwy. Działa drażniąco na oczy i skórę.
Fitantriol (> 95%, GC)TCI Europe N.V.P1674Sklep pod adresem 4  °C. Nie jest szkodliwy. Działa drażniąco na oczy i skórę.
Jednościenne nanorurki węglowe (90%)Nanostrukturalne i Materiały amorficzne, Inc. 1246YJSPrzechowywać w temperaturze pokojowej. Z dala od bezpośredniego światła. Działa drażniąco na oczy, skórę i drogi oddechowe.
Wielościenne nanorurki węglowe funkcjonalizowane kwasem karboksylowym (>  80% na bazie Caron, >  8% funkcjonalizowany kwasem karboksylowym)Sigma-Aldrich Co. LLC 755125Przechowywać w temperaturze pokojowej. Z dala od bezpośredniego światła. Działa drażniąco na oczy. Może powodować podrażnienie dróg oddechowych.
Grafityzowane, wielościenne, hydroksylizowane nanorurki węglowe (99,9%)Nanostrukturalne i Materiały amorficzne, Inc. (NanoAmor) 1224YJFPrzechowywać w temperaturze pokojowej. Z dala od bezpośredniego światła. Działa drażniąco na oczy, skórę i drogi oddechowe.
Pluronic F127Sigma-Aldrich Co. LLC P2443BioReagent, odpowiedni do hodowli komórkowych. Nie jest substancją ani mieszaniną stwarzającą zagrożenie. Przechowywać w temperaturze pokojowej.
Aceton (99,5%)Fisher Scientific 10134100Wysoce łatwopalna ciecz. Działa drażniąco na oczy. Może powodować senność lub zawroty głowy.
Słoiki z luźnymi, zamykanymi pokrywkami (375  ml)VWR International Ltd216-3308
Zlewka, 1 000 mlFisher Scientific 12942161o dużej wytrzymałości, o niskim kształcie, z dziobkiem i podziałką
Pipeta szklana Pasteura (długość 150 mm) z bańką lateksowąFisher Scientific 
Rurka do mikrowirówki stożkowa zatrzaskowa 1,5  mlFisher Naukowy 
SzpatułkaFisher Scientific 
Mieszadło magnetyczne grzewczeFisher Scientific 
Mieszadła magnetyczne (cylindryczne, nieprzezroczyste PTFE, 30  mm x 7  mm (dł. x średnica))FisherScientific 
10011792 Igła (0,9 mm x 40  mm długość kaniuli)Terumo UK LtdMN-2038MQ
Zestaw stojaków retortowych - ze stojakiem, zaciskiem, podstawą, prętem, gumą 3-szczękową i głowicą CamlabLtd, Wielka Brytania1177157
Sprzęt wodny MilliporeBarnstead Nanopure, Thermoscientific, USA
Cyfrowa mikrowirówka Progen Genfuge 24DProgen ScientificC-2400
Sonda ultradźwiękowa, z 13 mm SONICS, Vibracell,  Amerykański
aparat 5 MP z autofokusem i lampą błyskową LEDSamsung Galaxy Fame Aparat
Spektrometr RamanaHoriba Jobin-Yvon Spektrometr
Mastersizer 3000  Malvern Instruments Ltd, Malvern, Wielka Brytania
Rozpraszanie promieniowania rentgenowskiego pod małym kątem (SAXS)Kamera SAXSpace (Anton Paar, Graz, Austria), sprzęt do generowania promieniowania rentgenowskiego (ISO-DEBYEFLEX3003, GE Inspection Technologies GmbH), zamknięty obieg wody (Chilly 35, HYFRA, Niemcy). 
10006021115582321135220411715704mobilnyLabRAM HR800

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Peer, D., et al. Nanocarriers as an emerging platform for cancer therapy. Nature Nanotech. 2, 751-760 (2007).
  2. White, R. R., Sullenger, B. A., Rusconi, C. P. Developing aptamers into therapeutics. J. Clin. Invest. 106, 929-934 (2000).
  3. Itaka, K., Chung, U. I., Kataoka, K. Supramolecular nanocarrier for gene and siRNA delivery. Nippon Rinsho Jpn. J. Clin. Med. 64, 253-257 (2006).
  4. Xu, S., et al. Development of pH-responsive core-shell nanocarriers for delivery of therapeutic and diagnostic agents. Bioorg. Med. Chem. Lett. 19, 1030-1034 (2009).
  5. Soppimath, K. S., Tan, D. C. W., Yang, Y. Y. pH-triggered thermally responsive polymer core-shell nanoparticles for drug delivery. Adv. Mater. 17, 318-323 (2005).
  6. Hans, M., Lowman, A. Biodegradable nanoparticles for drug delivery and targeting. Curr. Opin. Solid State Mater. Sci. 6, 319-327 (2002).
  7. Petros, R. A., DeSimone, J. M. Strategies in the design of nanoparticles for therapeutic applications. Nat Rev Drug Discov. 9, 615-627 (2010).
  8. Torchilin, V. P. Multifunctional nanocarriers. Adv Drug Deliver Rev. 64, 302-315 (2012).
  9. Shmeeda, H., et al. Delivery of zoledronic acid encapsulated in folate-targeted liposome results in potent in vitro cytotoxic activity on tumor cells. J. Controlled Release. 146, 76-83 (2010).
  10. Xu, Z., et al. The performance of docetaxel-loaded solid lipid nanoparticles targeted to hepatocellular carcinoma. Biomaterials. 30, 226-232 (2009).
  11. Rosenthal, E., et al. Phase IV study of liposomal daunorubicin (DaunoXome) in AIDS-related Kaposi sarcoma. Am. J. Clin. Oncol.-Canc. 25, 57-59 (2002).
  12. Dong, Y. D., Larson, I., Bames, T. J., Prestidge, C. A., Boyd, B. J. Adsorption of Nonlamellar Nanostructured Liquid-Crystalline Particles to Biorelevant Surfaces for Improved Delivery of Bioactive Compounds. Acs Appl Mater Inter. 3, 1771-1780 (2011).
  13. Rizwan, S. B., Boyd, B. J., Rades, T., Hook, S. Bicontinuous cubic liquid crystals as sustained delivery systems for peptides and proteins. Expert Opin. Drug. Deliv. 7, 1133-1144 (2010).
  14. Yoo, H. S., Park, T. G. Folate receptor targeted biodegradable polymeric doxorubicin micelles. J. Controlled Release. 96, 273-283 (2004).
  15. Khandare, J. J., et al. Dendrimer versus linear conjugate: Influence of polymeric architecture on the delivery and anticancer effect of paclitaxel. Bioconjug. Chem. 17, 1464-1472 (2006).
  16. Prabaharan, M., Grailer, J. J., Pilla, S., Steeber, D. A., Gong, S. Gold nanoparticles with a monolayer of doxorubicin-conjugated amphiphilic block copolymer for tumor-targeted drug delivery. Biomaterials. 30, 6065-6075 (2009).
  17. Fan, J., et al. Targeted anticancer prodrug with mesoporous silica nanoparticles as vehicles. Nanotechnology. 22, (2011).
  18. Bianco, A., Prato, M. Can carbon nanotubes be considered useful tools for biological applications? Adv. Mater. 15, 1765-1768 (2003).
  19. Kam, N. W. S., Dai, H. J. Carbon nanotubes as intracellular protein transporters: Generality and biological functionality. J. Am. Chem. Soc. 127, 6021-6026 (2005).
  20. Kulkarni, C. V. Lipid crystallization: from self-assembly to hierarchical and biological ordering. Nanoscale. 4, 5779-5791 (2012).
  21. Yaghmur, A., et al. Drug Formulations Based on Self-Assembled Liquid Crystalline Nanostructures. , CRC Press. 341-360 (2014).
  22. Kulkarni, C. V. Advances in Planar Lipid Bilayers and Liposomes. 12, Academic Press. 237-272 (2010).
  23. Landau, E. M., Navarro, J. V. US Pat. , US2001/025791A1 (2001).
  24. Kulkarni, C., Belsare, N., Lele, A. Studies on shrikhand rheology. J. Food Eng. 74, 169-177 (2006).
  25. Mezzenga, R., Schurtenberger, P., Burbidge, A., Michel, M. Understanding foods as soft materials. Nature Mater. 4, 729-740 (2005).
  26. Ubbink, J., Burbidge, A., Mezzenga, R. Food structure and functionality: a soft matter perspective. Soft Matter. 4, 1569-1581 (2008).
  27. Dong, Y. D., Larson, I., Hanley, T., Boyd, B. J. Bulk and dispersed aqueous phase behavior of phytantriol: effect of vitamin E acetate and F127 polymer on liquid crystal nanostructure. Langmuir. 22, 9512-9518 (2006).
  28. Yaghmur, A., Glatter, O. Characterization and potential applications of nanostructured aqueous dispersions. Adv. Colloid Interface Sci. 147, 333-342 (2009).
  29. Pardeike, J., Hommoss, A., Müller, R. H. Lipid nanoparticles (SLN, NLC) in cosmetic and pharmaceutical dermal products. Int. J. Pharm. 366, 170-184 (2009).
  30. Yaghmur, A., Rappolt, M., Østergaard, J., Larsen, C., Larsen, S. W. Characterization of bupivacaine-loaded formulations based on liquid crystalline phases and microemulsions: the effect of lipid composition. Langmuir. 28, 2881-2889 (2012).
  31. Singh, H., Ye, A., Horne, D. Structuring food emulsions in the gastrointestinal tract to modify lipid digestion. Prog. Lipid Res. 48, 92-100 (2009).
  32. Angelova, A., Angelov, B., Mutafchieva, R., Lesieur, S., Couvreur, P. Self-Assembled Multicompartment Liquid Crystalline Lipid Carriers for Protein, Peptide, and Nucleic Acid Drug Delivery. Accounts Chem. Res. 44, 147-156 (2011).
  33. Clogston, J., Caffrey, M. Controlling release from the lipidic cubic phase. Amino acids, peptides, proteins and nucleic acids. J. Controlled Release. 107, 97-111 (2005).
  34. Shah, J. C., Sadhale, Y., Chilukuri, D. M. Cubic phase gels as drug delivery systems. Adv. Drug Deliver. Rev. 47, 229-250 (2001).
  35. Boyd, B. J., Whittaker, D. V., Khoo, S. M., Davey, G. Lyotropic liquid crystalline phases formed from glycerate surfactants as sustained release drug delivery systems. Int. J. Pharm. 309, 218-226 (2006).
  36. Drummond, C. J., Fong, C. Surfactant self-assembly objects as novel drug delivery vehicles. Curr. Opin. Colloid Interface Sci. 4, 449-456 (1999).
  37. Zhao, X. Y., Zhang, J., Zheng, L. Q., Li, D. H. Studies of cubosomes as a sustained drug delivery system. J. Dispersion Sci. Technol. 25, 795-799 (2004).
  38. Malmsten, M. Phase transformations in self-assembly systems for drug delivery applications. J. Dispersion Sci. Technol. 28, 63-72 (2007).
  39. Sadhale, Y., Shah, J. C. Stabilization of insulin against agitation-induced aggregation by the GMO cubic phase gel. Int. J. Pharm. 191, 51-64 (1999).
  40. Amar-Yuli, I., Azulay, D., Mishraki, T., Aserin, A., Garti, N. The role of glycerol and phosphatidylcholine in solubilizing and enhancing insulin stability in reverse hexagonal mesophases. J. Colloid Interface Sci. 364, 379-387 (2011).
  41. Rappolt, M. Advances in planar lipid bilayers and liposomes. Leitmannova Liu, A. 5, Elsevier Inc. Amsterdam. 253-283 (2006).
  42. Rappolt, M., Cacho-Nerin, F., Morello, C., Yaghmur, A. How the chain configuration governs the packing of inverted micelles in the cubic Fd 3 m-phase. Soft Matter. 9, 6291-6300 (2013).
  43. Kulkarni, C. V., Wachter, W., Iglesias-Salto, G., Engelskirchen, S., Ahualli, S. Monoolein: a magic lipid? Phys. Chem. Chem. Phys. 13, 3004-3021 (2011).
  44. Yaghmur, A., de Campo, L., Sagalowicz, L., Leser, M. E., Glatter, O. Emulsified Microemulsions and Oil-Containing Liquid Crystalline Phases. Langmuir. 21, 569-577 (2005).
  45. Kulkarni, C. V., Glatter, O. Ch. 6. Self-Assembled Supramolecular Architectures: Lyotropic Liquid Crystals.Surface and Interfacial Chemistry. Nissim, G. , John Wiley & Sons, Inc. (2012).
  46. Salonen, A., Muller, F. O., Glatter, O. Internally Self-Assembled Submicrometer Emulsions Stabilized by Spherical Nanocolloids: Finding the Free Nanoparticles in the Aqueous Continuous Phase. Langmuir. 26, 7981-7987 (2010).
  47. Guillot, S., Bergaya, F., de Azevedo, C., Warmont, F., Tranchant, J. F. Internally structured pickering emulsions stabilized by clay mineral particles. J. Colloid Interface Sci. 333, 563-569 (2009).
  48. Muller, F., Salonen, A., Glatter, O. Monoglyceride-based cubosomes stabilized by Laponite: Separating the effects of stabilizer, pH and temperature. Colloids Surf., A. 358, 50-56 (2010).
  49. Salonen, A., Muller, F. O., Glatter, O. Dispersions of Internally Liquid Crystalline Systems Stabilized by Charged Disklike Particles as Pickering Emulsions: Basic Properties and Time-Resolved. Langmuir. 24, 5306-5314 (2008).
  50. Gaunt, N. P., Patil-Sen, Y., Baker, M. J., Kulkarni, C. V. Carbon nanotubes for stabilization of nanostructured lipid particles. Nanoscale. 7, 1090-1095 (2015).
  51. Pickerings, S. U. Emulsions. J. Chem. Soc. 91, (2001).
  52. Ramsden, W. Separation of Solids in the Surface-Layers of Solutions and 'Suspensions' (Observations on Surface-Membranes, Bubbles, Emulsions, and Mechanical Coagulation). -- Preliminary Account. Proceedings of the Royal Society of London. 72, 156-164 (1903).
  53. Lin, Y., et al. Advances toward bioapplications of carbon nanotubes. J. Mater. Chem. 14, 527-541 (2004).
  54. Saito, N., et al. Safe Clinical Use of Carbon Nanotubes as Innovative Biomaterials. Chem. Rev. 114, 6040-6079 (2014).
  55. Pulskamp, K., Diabate, S., Krug, H. F. Carbon nanotubes show no sign of acute toxicity but induce intracellular reactive oxygen species in dependence on contaminants. Toxicol. Lett. 168, 58-74 (2007).
  56. Smart, S. K., Cassady, A. I., Lu, G. Q., Martin, D. J. The biocompatibility of carbon nanotubes. Carbon. 44, 1034-1047 (2006).
  57. Colvin, V. L. The potential environmental impact of engineered nanomaterials. Nat. Biotechnol. 21, 1166-1170 (2003).
  58. Firme, C. P., Bandaru, P. R. Toxicity issues in the application of carbon nanotubes to biological systems. Nanomed-Nanotechnol. 6, 245-256 (2010).
  59. Haddon, R. C. Carbon nanotubes. Accounts Chem. Res. 35, 997-997 (2002).
  60. Kapralov, A. A., et al. Adsorption of Surfactant Lipids by Single-Walled Carbon Nanotubes in Mouse Lung upon Pharyngeal Aspiration. Acs Nano. 6, 4147-4156 (2012).
  61. Wallace, E. J., Mark, S. P. S. Carbon nanotube self-assembly with lipids and detergent: a molecular dynamics study. Nanotechnology. 20, 045101(2009).
  62. George, R. B. Chest medicine: essentials of pulmonary and critical care medicine. Lippincott Williams & Wilkins. , (2005).
  63. Monteiro-Riviere, N. A., Nemanich, R. J., Inman, A. O., Wang, Y. Y., Riviere, J. E. Multi-walled carbon nanotube interactions with human epidermal keratinocytes. Toxicol. Lett. 155, 377-384 (2005).
  64. Shvedova, A., et al. Exposure to carbon nanotube material: assessment of nanotube cytotoxicity using human keratinocyte cells. J. Toxicol. Env. Heal. A. 66, 1909-1926 (2003).
  65. Jia, G., et al. Cytotoxicity of carbon nanomaterials: single-wall nanotube, multi-wall nanotube, and fullerene. Environ. Sci. Technol. 39, 1378-1383 (2005).
  66. Sato, Y., et al. Influence of length on cytotoxicity of multi-walled carbon nanotubes against human acute monocytic leukemia cell line THP-1 in vitro and subcutaneous tissue of rats in vivo. Mol. BioSyst. 1, 176-182 (2005).
  67. Bottini, M., et al. Multi-walled carbon nanotubes induce T lymphocyte apoptosis. Toxicol. Lett. 160, 121-126 (2006).
  68. Cui, D., Tian, F., Ozkan, C. S., Wang, M., Gao, H. Effect of single wall carbon nanotubes on human HEK293 cells. Toxicol. Lett. 155, 73-85 (2005).
  69. Huang, T., Toraya, H., Blanton, T., Wu, Y. X-ray powder diffraction analysis of silver behenate, a possible low-angle diffraction standard. J. Appl. Crystallogr. 26, 180-184 (1993).
  70. Bokobza, L., Zhang, J. Raman spectroscopic characterization of multiwall carbon nanotubes and of composites. Express Polym. Lett. 6, 601-608 (2012).
  71. Zhao, Q., Wagner, H. D. Raman spectroscopy of carbon-nanotube-based composites. Philos. Trans. R. Soc. London, Ser. A -Math. Phys. Eng. Sci. 362, 2407-2424 (2004).
  72. Douroumis, D., Fatouros, D. G., Bouropoulos, N., Papagelis, K., Tasis, D. Colloidal stability of carbon nanotubes in an aqueous dispersion of phospholipid. Int. J. Nanomed. 2, 761-766 (2007).
  73. Worthington, R. J., Melander, C. Combination approaches to combat multidrug-resistant bacteria. Trends Biotechnol. 31, 177-184 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Emulsja Pickeringametoda ultrasonikacjima ok tne rozpraszanie rentgenowskiespektroskopia Ramanananostrukturalny lipidemulsja olej wodastabilizacja za pomoc CNT

Powiązane artykuły