Artykuł metodologiczny

Mysi model do neowaskularyzacji naczyniówkowej indukowanej laserem

DOI:

10.3791/53502

⸱

27 grudnia 2015

 ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół neowaskularyzacji naczyniówki indukowanej laserem myszy (CNV), eksperymentalny model, który odtwarza naczyniowe cechy neowaskularnego zwyrodnienia plamki żółtej związanego z wiekiem (AMD). Po opanowaniu może niezawodnie i skutecznie indukować CNV jako system modelowy do testowania różnych środków eksperymentalnych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysi model neowaskularyzacji naczyniówki (CNV) indukowany laserem był kluczowym modelem podstawowym dla badań nad neowaskularnym zwyrodnieniem plamki żółtej związanym z wiekiem (AMD). Poprzez celowane uszkodzenie lasera na RPE i błonę Brucha, procedura indukuje angiogenezę, modelując charakterystyczną patologię obserwowaną w neowaskularnym AMD.

Po raz pierwszy opracowany u naczelnych innych niż ludzie, laserowo indukowany model CNV został zaimplementowany u wielu innych gatunków, z których najnowszym jest mysz. Eksperymenty na myszach są korzystnie bardziej opłacalne, eksperymenty mogą być przeprowadzane w znacznie szybszym czasie i pozwalają na wykorzystanie różnych modeli transgenicznych. Miniaturowy rozmiar oka myszy stanowi jednak szczególne wyzwanie podczas wykonywania zabiegu. Manipulacja okiem w celu uwidocznienia siatkówki wymaga ćwiczenia umiejętności zręcznościowych, a także jednoczesnej koordynacji ręka-oko-stopa w celu obsługi lasera. Jednak po opanowaniu model może być stosowany do badania wielu aspektów neowaskularnego AMD, takich jak mechanizmy molekularne, wpływ manipulacji genetycznych i efekty leczenia farmakologicznego.

Model CNV indukowany laserem, choć użyteczny, nie jest idealnym modelem choroby. Oko myszy typu dzikiego jest poza tym zdrowe, a środowisko kosmówkowo-siatkówkowe nie naśladuje patologicznych zmian w ludzkim AMD. Co więcej, angiogeneza wywołana urazem nie odzwierciedla tych samych szlaków, co angiogeneza zachodząca w stanie choroby przewlekłej związanej z wiekiem, jak w AMD.

Pomimo swoich wad, laserowo indukowany model CNV jest obecnie jedną z najlepszych dostępnych metod badania wyniszczającej patologii neowaskularnego AMD. Jego wdrożenie doprowadziło do głębszego zrozumienia patogenezy AMD, a także przyczyniło się do rozwoju wielu obecnie dostępnych terapii AMD.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwyrodnienie plamki żółtej związane z wiekiem (AMD) jest jedną z głównych przyczyn ślepoty u osób powyżej 50 roku życia1-3. AMD można podzielić na dwie formy: atroficzne ("suche") AMD i neowaskularne ("mokre") AMD. Pierwsza z nich charakteryzuje się zanikiem geograficznym nabłonka barwnikowego siatkówki (RPE), naczyniówki i fotoreceptorów, podczas gdy druga charakteryzuje się inwazją nieprawidłowych naczyń z naczyniówki do zewnętrznych warstw siatkówki, powodując przeciek, krwotok i zwłóknienie, a ostatecznie prowadząc do ślepoty1,2. Spośród tych dwóch postaci, neowaskularne AMD odpowiada za większość utraty wzroku1. Na szczęście ta forma ma wiele skutecznych opcji leczenia farmakologicznego, podczas gdy jej zanikowy odpowiednik nie ma obecnie sprawdzonych metod leczenia3. Co więcej, ponieważ postać neowaskularna została łatwo zrekapitulowana w modelu zwierzęcym, stała się szerzej dostępna dla podstawowych badań nad AMD badających leżące u jej podstaw mechanizmy patologiczne w celu opracowania nowych terapii4.

Pierwszy zwierzęcy model eksperymentalnej neowaskularyzacji naczyniówkowej (CNV) został opracowany przez Ryana i in. na naczelnych5. Model ten indukował pęknięcie błony Brucha za pomocą fotokoagulacji laserowej, co spowodowało miejscową reakcję zapalną skutkującą angiogenezą podobną do obserwowanej w neowaskularnym AMD. Stwierdzono, że histopopatologiczna progresja angiogenezy po indukcji laserowej naśladuje neowaskularne AMD, co potwierdziło trafność modelu6. Naczelne inne niż ludzie mają najbardziej podobną anatomię do ludzi, ale niestety są drogie w utrzymaniu, nie można nimi łatwo manipulować genetycznie i mają powolny przebieg chorobyw czasie. Z kolei modele gryzoni są znacznie bardziej opłacalne w utrzymaniu, mogą być stosunkowo łatwo manipulowane genetycznie i mają znacznie szybszy przebieg choroby (eksperymenty można przeprowadzać w skali czasu tygodni lub miesięcy). Eksperymenty te powinny być przeprowadzane tylko na gryzoniach pigmentowanych, ponieważ jest to bardzo trudne do wizualizacji u zwierząt albinosów.

Mysi model CNV indukowany laserem, po raz pierwszy opracowany przez grupę Campochiaro pod koniec lat 90-tych10, stał się dominującym modelem zwierzęcym w większości ostatnich badań11-16. Ze względu na złożoną i wciąż niejasną patogenezę CNV, model laserowy został zastosowany we wszystkich aspektach badań nad wysiękową postacią AMD, począwszy od badania mechanizmów molekularnych napędzających angiogenezę, a skończywszy na ocenie nowych metod leczenia do przyszłego zastosowania u ludzi. Na przykład Sakurai i wsp. oraz Espinosa-Heidmann i wsp. wykorzystał model laserowy do zbadania wpływu makrofagów na rozwój CNV przy użyciu myszy transgenicznych i farmakologicznych metod leczenia zubożenia15, 16. Giani i wsp. oraz Hoerster i wsp. wykorzystał optyczno-koherentną tomografię (OCT) do zobrazowania indukowanego laserem CNV w celu scharakteryzowania progresji CNV i porównania wyników histopatologicznych z wynikami widocznymi w obrazowaniu OCT12,17. Wreszcie, badania obejmujące wstrzykiwanie do ciała szklistego środków antyangiogennych zostały wykorzystane jako warunki wstępne do badań na ludziach i miały kluczowe znaczenie dla opracowania pierwszej generacji środków anty-VEGF stosowanych w leczeniu neowaskularnego AMD10,18,19.

Alternatywne modele eksperymentalnego CNV wykorzystują metody chirurgiczne do indukcji CNV. Procedura ta polega na wstrzykiwaniu substancji proangiogennych (np. rekombinowanych wektorów wirusowych z nadekspresją VEGF, podsiatkówkowego wstrzykiwania komórek RPE i/lub kulek polistyrenu) w celu naśladowania zwiększonej ekspresji VEGF obserwowanej w neowaskularnym AMD, w celu wywołania angiogenezy8,20. Jednak ta metoda daje drastycznie mniejszą częstość występowania neowaskularyzacji; badania te wykazały, że CNV u myszy C57 / BL6 występuje w 31% wstrzyknięć w porównaniu z ~ 70% skutecznością obserwowaną w metodzie fotokoagulacji laserowej u tego samego szczepu myszy8,14. Z tych powodów, a także biorąc pod uwagę zalety stosowania gryzoni w porównaniu z naczelnymi innymi niż ludzie, mysi model CNV indukowanego laserem stał się standardowym zwierzęcym modelem CNV dla większości neowaskularnych eksperymentów badawczych AMD8.

Oko myszy to maleńka, delikatna tkanka do pracy. Manewrowanie okiem w celu uwidocznienia siatkówki jest trudne i wymaga dużo praktyki, aż do osiągnięcia mistrzostwa. Zadanie to komplikuje fakt, że trzeba się go nauczyć ręką dominującą i niedominującą. Ponadto, po nauczeniu się precyzyjnych ruchów wymaganych do wizualizacji siatkówki, ważna jest koordynacja między obiema rękami i pedałem nożnym obsługującym laser. W tym artykule staraliśmy się scharakteryzować wyzwania związane z nauką wszystkich fizycznych manipulacji związanych z procedurą CNV indukowaną laserem w przewodniku, który pomógłby operatorom osiągnąć szybki sukces z tym modelem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie zwierzęta są traktowane zgodnie z Przewodnikiem Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych 2013 Edition, Oświadczeniem Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką (ARVO) dotyczącym wykorzystywania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych oraz zatwierdzonym przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt dla Northwestern University.

Uwaga: Poniższa procedura może być wykonana wyłącznie za pomocą jednego operatora; jednak jest ona o wiele bardziej efektywna przy użyciu dwóch operatorów, z odpowiednio podzielonymi zadaniami.

1. Przygotuj stację laserową i pre-laserową

  1. Umieść laser i lampę szczelinową w miejscu, w którym są łatwo dostępne. Włącz laser i ustaw wstępnie określone parametry (np. rozmiar plamki 75 μm, moc 100 mW, czas trwania 100 ms).
    UWAGA: Upewnij się, że operator nosi wszystkie środki ochrony osobistej chroniące zwierzęta i laser, a odpowiednie laserowe znaki bezpieczeństwa są wywieszone na zewnątrz sali zabiegowej.
    1. Przed użyciem jakichkolwiek zwierząt doświadczalnych znajdź idealne parametry za pomocą kalibrującej, nieeksperymentalnej myszy. Parametry lasera będą zależeć od zastosowanego lasera. Idealne parametry są definiowane przez najniższe ustawienie mocy lasera, które konsekwentnie powoduje tworzenie się "pęcherzyków" przy odpowiednim ustawieniu. Zobacz film na przykład zmiany z prawidłowym tworzeniem "pęcherzyków".
  2. Przygotuj wstępną stację laserową tak, aby znieczulenie, podgrzewacz dla zwierząt, chusteczki tkankowe i wszystkie krople do oczu (tropikamid, tetrakaina i sztuczne łzy) były łatwo dostępne dla operatora.
    1. Upewnij się, że podgrzewacz dla zwierząt jest wstępnie podgrzany do odpowiedniej temperatury (37 °C) przed wstrzyknięciem środka znieczulającego pierwszej myszy, aby uniknąć hipotermii wywołanej znieczuleniem.
  3. Umieść stolik myszy na podgrzewaczu, aby mógł zatrzymać ciepło i pozostać ciepły po rozpoczęciu zabiegu laserowego.

2. Znieczulenie myszy i przygotowanie przed laserem

  1. Przed wstrzyknięciem znieczulenia należy sprawdzić oko makroskopowo, aby upewnić się, że nie ma deformacji lub nieprawidłowości zmniejszających przejrzystość rogówki (np. zaćma).
  2. Zważ mysz.
  3. Zapisz wagę, płeć i numer identyfikacyjny zwierzęcia.
  4. Na podstawie masy obliczyć odpowiednią ilość środka znieczulającego, który należy zastosować, w oparciu o wytyczne wydane przez instytucję (np. 100 mg/kg chlorowodorku ketaminy, 10 mg/kg ksylazyny LUB tribromoetanolu 250 mg/kg; dla myszy 20 g wstrzyknąć 0,20 ml koktajlu ksylazyna/ketamina LUB 0,25 ml tribromoetanolu). Należy sporządzić tabelę z wstępnie obliczonymi dawkami na masę ciała w krokach co 1 g w celu zmniejszenia liczby błędów matematycznych.
  5. Strzyc mysz i wstrzyknąć znieczulenie dootrzewnowo na podstawie obliczeń w kroku 2.4.
  6. Umieść mysz na podgrzewaczu dla zwierząt i poczekaj, aż mysz zostanie całkowicie znieczulona, sprawdzając odruch pedałowania za pomocą uszczypnięcia palca u nogi (około 3-5 minut).
  7. Zwiń chusteczkę higieniczną i chroń obszar nosa myszy, aby zapobiec aspiracji spływania płynu. Przewróć mysz na bok i umieść kroplę (około 30 μl) chlorowodorku tetrakainy w każdym oku w celu znieczulenia miejscowego. Odczekaj 2 minuty, aż roztwór zacznie działać.
  8. Powtórzyć krok 2.7 z jedną kroplą miejscowego tropikamidu w celu rozszerzenia źrenic. Alternatywnie, użyj chlorowodorku fenylefryny (2,5%) do rozszerzenia.
  9. Odczekaj 2 minuty, aż roztwory zaczną działać; w tym czasie trzymaj zwierzę w cieplejszym miejscu.
  10. Po upływie odpowiedniego czasu szybko umieść mysz na stoliku myszy i umieść stolik na podbródku lampy szczelinowej.
  11. Włącz lampę szczelinową na najniższą jasność światła i sprawdź stopień rozszerzenia źrenic. Jeśli źrenica nie jest odpowiednio rozszerzona (około 2,5-3 mm), umieść mysz z powrotem w cieplejszym pomieszczeniu dla zwierząt i poczekaj. Alternatywnie, należy podać kolejną kroplę tropikamidu. Gdy oko jest już wystarczająco rozszerzone, przystąp do zabiegu laserowego.

3. Procedura laserowa

Uwaga: Upewnij się, że inne osoby w pomieszczeniu noszą okulary ochronne, gdy znajdują się z dala od okularu lampy szczelinowej chronionej laserem

  1. Dostosuj położenie myszy na stoliku myszy tak, aby był idealnie ustawiony do wizualizacji nerwu wzrokowego (patrz 3.1.2).
    1. Ustaw mysz na uchwycie tak, aby leżała poziomo, prostopadle do szczelinowej wiązki lampy, z głową po jednej stronie i ogonem po drugiej. Idealne umiejscowienie myszy znacznie ułatwi wizualizację nerwu wzrokowego po nałożeniu szkiełka nakrywkowego.
    2. Lekko obróć mysz tak, aby znajdowała się pod kątem ~170° z głowicą bliżej operatora laserowego.
    3. Upewnij się, że mysz znajduje się jak najbliżej lampy szczelinowej, ale nadal w pozycji, w której jest stabilna i gdzie ręka operatora będzie miała wystarczająco dużo miejsca na precyzyjną manipulację.
  2. Po ustawieniu myszy w idealnym położeniu umieść jedną kroplę roztworu sztucznej łez na szklanym szkiełku nakrywkowym o wymiarach 25 mm x 25 mm.
    1. Umieść jedną kroplę roztworu sztucznej łzy na przeciwległym oku myszy – zapewni to nawilżenie oka i pomoże opóźnić powstawanie zaćmy.
  3. Przytrzymaj róg szkiełka nakrywkowego między kciukiem a palcem wskazującym; ustaw tak, aby szklanka była ściśnięta między końcami obu palców.
  4. Delikatnie owiń pozostałe trzy palce wokół ciała zwierzęcia, aby uzyskać wsparcie i stabilizację dłoni. Ustaw rękę tak, aby szklane szkiełko nakrywkowe można było łatwo umieścić na oku myszy.
    1. Upewnij się, że nadgarstek jest ustabilizowany na twardej powierzchni, aby zmniejszyć drżenie dłoni.
  5. Po uzyskaniu stabilnej pozycji ostrożnie dociśnij szklane szkiełko nakrywkowe (z wciąż przylegającą kroplą sztucznej łzy) do oka myszy.
    1. Upewnij się, że szkiełko nakrywkowe jest ustawione jak najbardziej prostopadle do wiązki laserowej, aby zapobiec rozproszeniu lub odbiciu wiązki laserowej. Szkiełko nakrywkowe działa jak soczewka kontaktowa, która spłaszcza rogówkę.
  6. Spójrz przez lampę szczelinową i wolną ręką przełącz ostrość, aż będzie można uwidocznić siatkówkę. Siatkówka będzie miała jasnożółto-czerwony kolor w zależności od wizualizowanej lokalizacji, widoczne będą wyraźne, czerwone naczynia.
  7. Powoli i ostrożnie manipuluj głową myszy i/lub szkiełkiem nakrywkowym, aż do uwidocznienia nerwu wzrokowego. Nerw wzrokowy będzie koloru żółtego z rozchodzącymi się z niego promieniami wieloma naczyniami.
  8. Gdy operator potwierdzi wizualizację nerwu wzrokowego, włącz laserową wiązkę skupiającą.
  9. Po włączeniu wiązki laserowej należy ustawić wiązkę skupiającą laser w żądanej pozycji (około 1 średnica tarczy od nerwu wzrokowego).
  10. Skoncentruj wiązkę lasera na RPE dna oka. Właściwe ustawienie ostrości uzyskuje się dzięki najostrzejszej i najczystszej wiązce laserowej. Jeśli wiązka celownicza wygląda na owalną lub nieostrą, przełącz ostrość lampy szczelinowej lub zmień położenie szklanego szkiełka nakrywkowego.
  11. Gdy wiązka celownicza skupi się na RPE, rozpocznij podawanie lasera za pomocą spustu nożnego lasera.
    1. Pamiętaj, aby unikać naczyń siatkówki, aby zapobiec krwotokowi wewnątrzgałkowemu.
  12. Zwróć uwagę na pojawienie się pęcherzyka natychmiast po podaniu lasera. Kontur strzału laserowego powinien być wyraźny i w żaden sposób nie zamglony.
    1. Jeśli strzał laserowy nie powoduje tworzenia się pęcherzyków lub obszar uderzenia wygląda na zamglony (mętny wygląd ze źle zdefiniowaną okrągłą obwódką w porównaniu z wyraźną, ostro zaznaczoną granicą udanego uderzenia) lub jeśli po podaniu lasera widoczny jest krwotok, NIE uwzględniaj tych zmian do przyszłej analizy.
  13. Powtórz kroki 3.10-3.12 dla wszystkich pożądanych pozycji CNV (zwykle w pozycjach godziny 3, 6, 9 i 12 wokół nerwu wzrokowego). Jeśli indukcje laserowe są stosowane w przybliżeniu w tej samej odległości od nerwu wzrokowego, ponowne ustawienie ostrości nie powinno być konieczne. Jednak ze względu na silną krzywiznę oka myszy i niewielkie różnice, które mogą występować w siatkówce, może być konieczne ponowne skupienie wiązki między kolejnymi podaniem lasera.
  14. Zapisz w zeszycie miejsce i wynik każdego podania zastrzyku laserowego oraz wynik (udany, zamglony, krwotok itp.) każdego podanego zastrzyku do oka. Pamiętaj, aby przełączyć laser w tryb czuwania, gdy nie jest używany.
  15. Powtórzyć czynności 3.1-3.14 dla drugiego oka myszy, jeśli to konieczne, używając drugiej ręki do stabilizacji i nowego szkiełka nakrywkowego.
  16. Po oddaniu wszystkich pożądanych strzałów laserowych wyłącz laser i lampę szczelinową.
  17. Wyrzuć szkiełko nakrywkowe i umieść mysz na podgrzewaczu, aby odzyskać siły po znieczuleniu. Makroskopowo sprawdź oko pod kątem urazów i umieść kroplę roztworu sztucznej łzy, aby utrzymać nawilżenie oka i potencjalnie zapobiec przyszłemu rozwojowi zaćmy. Gdy mysz wyzdrowieje ze znieczulenia, wróć do klatki.
Avertin Avertin Avertin XYL/KET XYL/KET Waga myszy (g) Dawka (mg/kg) Stężenie roztworu (mg/ml) Dawka środka znieczulającego (ml) Dawka (mg/kg) Dawka środka znieczulającego (ml) 15 Z kolei 250 szt. 20 0,1875 jedn. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,15 pkt. 16 Z kolei 250 szt. 20 0,2 pkt. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,16 17 Z kolei 250 szt. 20 0,2125 jedn. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,17 pkt. Rozdział 18 Z kolei 250 szt. 20 0,225 pkt. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,18 Rozdział 19 Z kolei 250 szt. 20 0,2375 TGL 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,19 pkt. 20 Z kolei 250 szt. 20 0,25 pkt. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,2 pkt. 21 Z kolei 250 szt. 20 0,2625 pkt. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,21 pkt. 22 Rozdział 22 Z kolei 250 szt. 20 0,275 pkt. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,22 pkt. 23 Z kolei 250 szt. 20 0,2875 TGL 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,23 pkt. 24 Z kolei 250 szt. 20 0,3 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,24 pkt. 25 Z kolei 250 szt. 20 0,3125 pkt. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,25 pkt. 26 Z kolei 250 szt. 20 0,325 pkt. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,26 pkt. 27 Rozdział 27 Z kolei 250 szt. 20 0,3375 TGL 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,27 pkt. 28 Z kolei 250 szt. 20 0,35 pkt. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,28 pkt. 29 Z kolei 250 szt. 20 0,3625 TGL 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,29 pkt. Rozdział 30 Z kolei 250 szt. 20 0,375 pkt. 100 mg/kg ketaminy; 10 mg/kg ksylazyny 0,3

Tabela 1: Tabela dawkowania XyIKet.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kwantyfikacja zmian CNV może być przeprowadzona poprzez analizę płasko zamontowanych naczyniówek za pomocą barwienia immunofluorescencyjnego w celu oznaczenia naczyń CNV. Dwie najczęściej stosowane metody przygotowania tkanek to znakowanie FITC-dekstranem, wykonywane przez perfuzję bezpośrednio przed uśmierceniem zwierząt, lub pośmiertne barwienie immunologiczne za pomocą markera komórek śródbłonka. Obie te metody zostały opisane wcześniej szczegółowo13,14,21; Rysunki 1 i 2 po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Istnieje wiele czynników, które mogą wpływać na dostarczanie lasera i wynikający z tego rozwój zmian CNV po udanej indukcji laserowej. Czynniki te powinny być kontrolowane i standaryzowane, aby uzyskać najbardziej wiarygodne wyniki. Najistotniejsze z tych czynników to selekcja myszy (genotyp, wiek i płeć), selekcja znieczulenia i ustawienia lasera.

Zastosowany konkretny model myszy może mieć istotny wpływ na przebieg rozwoju CNV. Najczęściej stosowanym genotypem jest mysz C57BL/6. Dostawca, od...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować Jonathanowi Chou, MD za pomoc w przygotowaniu i edycji końcowego manuskryptu oraz Wenzhong Liu za dane OCT. Chcielibyśmy również podziękować za wsparcie ze strony Macula Society Research Grant (AAF), wsparcie z nieograniczonego grantu dla Northwestern University od Research to Prevent Blindness, Inc., Nowy Jork, NY, USA oraz wsparcie od NIH-EY019951.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
532 nm (zielony) argonowy laser okulistycznyIRIDEXGLxdowolny oftalmiczny 532 nm (zielony) laser argonowy może być używany
szczelinowaCarl Zeiss30SL-Mdowolna lampa szczelinowa może być używana, o ile jest kompatybilna z laserowym
tribromoetanolemSigmaT48402-25Gsłuży do produkcji znieczulającego
alkoholu tert-amylowegoSigma152463-1Lsłuży do znieczulania
fiolki ze szkła bursztynowego + septaWheatonWH-223696do przechowywania tribromoetanolu
VWR82003-820różne 
1% TropicamideFalcon PharmaceuticalsRXD2974251rozszerzenie źrenic
0,5% Chlorowodorek tetrakainyAlcon  0065-0741-12znieczulenie miejscowe sztuczne
łzyAlcon  58768-788-25pompa
do terapii cieplnej (do ogrzewania zwierząt)Kent ScientificHTP-1500służy do utrzymywania temperatury ciała zwierząt
podkładka rozgrzewającaKent ScientificTPZ-0510EAutrzymuje temperaturę ciała zwierzęcia
Igły insulinowe 30 GWagado wstrzykiwań anestezjologicznych328418
Amerykańska waga ważącamysz AWS-1KG-BLK
szkiełko nakrywkowe (25 mm x 25 mm)VWR48366089spłaszczenie rogówki w celu uwidocznienia siatkówki myszy
ksylazynauzyskana zplacówki uzyskana zplacówki anestezjologicznej
ketaminauzyskana z placówkiuzyskana zeznieczulenia
MocPerkinElmerstosowany do rekonstrukcji wolumetrycznej
ImageJNational Institutes of Healthużywane do analizy obrazu
lampa chusteczki BD IPplacówka

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bressler, N. M., Bressler, S. B., Fine, S. L. Age related macular degeneration. Surv Ophthalmol. 32, 375-413 (1988).
  2. Congdon, N., et al. Causes and Prevalence of Visual Impairment Among Adults in the United States. Arch Ophthalmol. 122, 477-485 (2004).
  3. Jager, R. D., Mieler, W. F., Miller, J. W. Age-Related Macular Degeneration. NEJM. 358, 2606-2617 (2008).
  4. Poor, S. H., et al. Reliability of the Mouse Model of Choroidal Neovascularization Induced by Laser Photocoagulation. IOVS. 55, 6525-6534 (2014).
  5. Ryan, S. J. The development of an experimental model of subretinal neovascularization in disciform macular degeneration. Trans Am Ophthalmol Soc. 77, 707-745 (1979).
  6. Miller, H., Miller, B., Ishibashi, T., Ryan, S. J. Pathogenesis of laser induced choroidal subretinal neovascularization. IOVS. 31, 899-908 (1990).
  7. Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. Animal models of age related macular degeneration. Molr Aspects Mede. 33, 487-509 (2012).
  8. Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. Animal Models of Choroidal and Retinal Neovascularization. Prog Retin Eye Res. 29, 500-519 (2010).
  9. Zeiss, C. J. REVIEW PAPER: Animals as Models of Age Related Macular Degeneration An Imperfect Measure of the Truth. Vet Pathol Online. 47, 396-413 (2010).
  10. Tobe, T., et al. Targeted Disruption of the FGF2 Gene Does Not Prevent Choroidal Neovascularization in a Murine Model. Am J Pathol. 153, 1641-1646 (1998).
  11. He, L., Marneros, A. G. Macrophages Are Essential for the Early Wound Healing Response and the Formation of a Fibrovascular Scar. Am J Pathol. 182, 2407-2417 (2013).
  12. Hoerster, R., et al. In vivo and ex vivo characterization of laser induced choroidal neovascularization variability in mice. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).
  13. Jawad, S., et al. The Role of Macrophage Class A Scavenger Receptors in a Laser Induced Murine Choroidal Neovascularization Model. IOVS. 54, 5959-5970 (2013).
  14. Lambert, V., et al. Laser induced choroidal neovascularization model to study age related macular degeneration in mice. Nat Protocols. 8, 2197-2211 (2013).
  15. Sakurai, E., Anand, A., Ambati, B. K., van Rooijen, N., Ambati, J. Macrophage Depletion Inhibits Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3578-3585 (2003).
  16. Espinosa Heidmann, D. G., et al. Macrophage Depletion Diminishes Lesion Size and Severity in Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3586-3592 (2003).
  17. Giani, A., et al. In Vivo Evaluation of Laser Induced Choroidal Neovascularization Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography. IOVS. 52, 3880-3887 (2011).
  18. Kwak, N., Okamoto, N., Wood, J. M., Campochiaro, P. A. VEGF Is Major Stimulator in Model of Choroidal Neovascularization. IOVS. 41, 3158-3164 (2000).
  19. Reich, S. J., et al. Small interfering RNA (siRNA) targeting VEGF effectively inhibits ocular neovascularization in a mouse model. Molr Vis. 9, 210-216 (2003).
  20. Baffi, J., Byrnes, G., Chan, C. C., Csaky, K. G. Choroidal Neovascularization in the Rat Induced by Adenovirus Mediated Expression of Vascular Endothelial Growth Factor. IOVS. 41, 3582-3589 (2000).
  21. Claybon, A., Bishop, A. J. R. Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium. JoVE. , 2563(2011).
  22. Espinosa-Heidmann, D. G., et al. Age as an Independent Risk Factor for Severity of Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 43, 1567-1573 (2002).
  23. Zhu, Y., et al. Improvement and Optimization of Standards for a Preclinical Animal Test Model of Laser Induced Choroidal Neovascularization. PLoS ONE. 9, e94743(2014).
  24. Weinstock, M., Stewart, H. C. Occurrence in rodents of reversible drug induced opacities of the lens. British J Ophthalmol. 45, 408-414 (1961).
  25. Ridder III, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of Cataract Development in Anesthetized Mice. Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Mysi model AMDnab onek barwnikowy siatk wkiuszkodzenie b ony Bruchaanaliza za pomoc mikroskopii konfokalnejoptyczna koherentna tomografiaznakowanie fluorescencyjnym dekstranembarwienie markerem kom rek r db onkakwantyfikacja naczyni wki w preparacie typu flat mountprocedura laserowa z lamp szczelinow

Powiązane artykuły