Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Indukcja izoelektrycznego stanu mózgu w celu zbadania wpływu endogennej aktywności synaptycznej na pobudliwość neuronów in vivo

7.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53576

⸱

31 marca 2016

 ,  ,  ,  , 
1Inserm U1127, 2CNRS UMR 7225, 3UPMC Univ Paris 06, UMR S 1127, Sorbonne Universités, 4Institut du Cerveau et de la Moelle épinière (ICM)

W tym artykule

Podsumowanie

Ta procedura wykonuje długotrwałe wewnątrzkomórkowe zapisy in vivo z pojedynczych neuronów podczas fizjologicznie istotnych stanów mózgowych i po całkowitym zniesieniu trwających czynności elektrycznych, co skutkuje izoelektrycznym stanem mózgu. Stałe fizjologiczne zwierzęcia są dokładnie monitorowane podczas przejścia w stan sztucznej śpiączki.

Streszczenie

Sposób, w jaki neurony przetwarzają informacje, zależy zarówno od ich wewnętrznych właściwości błony, jak i od dynamiki aferentnej sieci synaptycznej. W szczególności endogennie generowana aktywność sieciowa, która silnie zmienia się w zależności od stanu czujności, znacząco moduluje obliczenia neuronalne. Aby zbadać, w jaki sposób różna spontaniczna dynamika mózgowa wpływa na właściwości integracyjne pojedynczych neuronów, opracowaliśmy nową strategię eksperymentalną na szczurach polegającą na tłumieniu in vivo całej aktywności mózgowej za pomocą ogólnoustrojowego wstrzykiwania dużej dawki pentobarbitalu sodu. Aktywność kory mózgowej, stale monitorowana za pomocą połączonego elektrokortykogramu (ECoG) i zapisów wewnątrzkomórkowych, jest stopniowo spowalniana, co prowadzi do stałego profilu izoelektrycznego. Ten ekstremalny stan mózgu, wprowadzający szczura w głęboką śpiączkę, był dokładnie monitorowany poprzez pomiar stałych fizjologicznych zwierzęcia podczas eksperymentów. Zapisy wewnątrzkomórkowe pozwoliły nam scharakteryzować i porównać właściwości integracyjne tego samego neuronu osadzonego w fizjologicznie istotnej dynamice kory mózgowej, takiej jak te spotykane w cyklu snu i czuwania oraz gdy mózg był w pełni cichy.

Wprowadzenie

W przypadku braku jakichkolwiek bodźców środowiskowych lub zadań behawioralnych, "odpoczywający" mózg generuje ciągły strumień aktywności elektrycznej, który może być rejestrowany ze skóry głowy jako fale elektroencefalograficzne (EEG). Wewnątrzkomórkowy korelat tej endogennej aktywności mózgowej charakteryzuje się fluktuacjami napięcia błony tła (znanymi również jako "szum synaptyczny"), które składają się z kombinacji pobudzających i hamujących potencjałów synaptycznych, które odzwierciedlają ciągłą aktywność sieci aferentnych 1,2. Ta spontaniczna aktywność różni się częstotliwością i amplitudą w zależności od różnych stanów czujności. Wyjaśnienie wpływu aktywności sieci na pobudliwość i responsywność pojedynczych neuronów jest jednym z głównych wyzwań neuronauk 3,4.

Wiele eksperymentalnych i obliczeniowych badań badało funkcjonalny wpływ trwającej aktywności synaptycznej na integracyjne właściwości neuronów. Jednak rola różnych parametrów neuronalnych, na które wpływa szum synaptyczny tła, pozostaje nieuchwytna. Na przykład stwierdzono, że średni poziom depolaryzacji błony wynosi dodatnio 5,6 lub ujemnie 7-9 i jest skorelowany ze zdolnością bodźców sensorycznych do wyzwalania potencjałów czynnościowych. Ponadto, podczas gdy niektóre badania sugerują, że fluktuacje potencjału błonowego, wynikające z ciągle zmieniającego się strumienia aferentnych wejść synaptycznych, silnie wpływają na responsywność pojedynczych neuronów poprzez modulowanie wzmocnienia ich relacji wejścia-wyjścia 3,10-13, inne wskazują, że zmiany w przewodnictwie wejściowym błony, w których pośredniczy hamowanie bocznikowe, są wystarczające do modulowania wzmocnienia neuronów niezależnie od wielkości fluktuacji błony 14,15. Wreszcie, ostatnie badania przeprowadzone na obudzonych zwierzętach podkreśliły, że przetwarzanie informacji sensorycznych w pojedynczym neuronie krytycznie zależy od stanu czujności i aktualnego zapotrzebowania behawioralnego 16,17.

Prostą strategią wyjaśnienia funkcjonalnej roli danego procesu w wysoce połączonym systemie jest określenie, w jaki sposób jego brak konkretnie wpływa na funkcjonowanie systemu. Metoda ta jest szeroko stosowana w badaniach neurobiologicznych, na przykład przy użyciu eksperymentalnych zmian chorobowych lub inaktywacji różnych obszarów mózgu 18-21 lub farmakologicznej blokady określonych kanałów jonowych 22,23. Warto zauważyć, że został on zastosowany in vivo, aby ujawnić, w jaki sposób łączność funkcjonalna i dynamika sieci wpływają na obliczenia pojedynczych komórek 24-27. Jednak do tej pory lokalne manipulacje mające na celu zablokowanie uruchamiania neuronów i/lub zakłócenie ich podstawowych właściwości biofizycznych mogą być częściowo skuteczne i są ograniczone do stosunkowo małych objętości mózgu.

Aby przezwyciężyć te ograniczenia, opracowaliśmy nowe eksperymentalne podejście in vivo na szczurach, aby porównać właściwości elektrofizjologiczne pojedynczych neuronów zarejestrowanych w danym stanie mózgu, tj. osadzonych w określonej dynamice sieci, z tymi, które uzyskano po całkowitym stłumieniu całej aktywności synaptycznej mózgu 29. W warunkach kontrolnych można było wygenerować dwie odrębne dynamiki kory mózgowej. Wzorce elektrokortykograficzne (ECoG) podobne do snu zostały wywołane przez wstrzyknięcie umiarkowanych dawek pentobarbitalu sodu. Alternatywnie, szybkie fale ECoG o małej amplitudzie porównywalnej z aktywnością korową leżącą u podstaw stanu czuwania (wzorzec podobny do czuwania) mogą być wytwarzane przez wstrzyknięcie fentanylu. Następnie, przy zachowaniu tego samego ECoG i zapisu wewnątrzkomórkowego, uzyskano całkowite wyciszenie endogennej aktywności elektrycznej mózgu poprzez ogólnoustrojowe wstrzyknięcie dużej dawki pentobarbitalu sodu, charakteryzującego się izoelektrycznym ECoG i aktywnością wewnątrzkomórkową. Ponieważ wywołanie tak ekstremalnej śpiączki może mieć potencjalnie śmiertelne konsekwencje dla funkcji biologicznych, niezbędne było staranne i ciągłe monitorowanie zmiennych fizjologicznych. Dlatego przez cały czas trwania eksperymentów skrupulatnie śledziliśmy częstotliwość bicia serca, stężenie CO2 (EtCO2), nasycenieO2 (SpO2) i temperaturę rdzenia szczura.

Oceniamy właściwości pojedynczych neuronów podczas tych różnych stanów za pomocą ostrych mikroelektrod, które są szczególnie odpowiednie do długich i stabilnych nagrań in vivo. Opisana tutaj procedura może być łączona z innymi podejściami elektrofizjologicznymi i obrazowymi oraz może być rozszerzona na inne modele zwierzęce.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Unii Europejskiej (dyrektywa 2010/63/UE) i zatwierdzone przez Komitet Etyczny Charlesa Darwina ds. Doświadczeń na Zwierzętach. Opisujemy tutaj procedurę, którą rutynowo stosujemy w naszym laboratorium, jednak większość kroków można dostosować do konkretnych potrzeb każdego.

1. Przygotowanie chirurgiczne

Uwaga: Wszystkie miejsca nacięcia i nacisku powinny być wielokrotnie nakłuwane miejscowo środkiem znieczulającym (lidokaina lub bupiwakaina). Obecna procedura jest ostateczna, jeśli wymagane jest przygotowanie aseptyczne, należy wprowadzić kilka modyfikacji.

  1. Znieczulić szczura pentobarbitalem sodu (40 mg/kg) i ketaminą (50 mg/kg) w dwóch miejscowo oddzielonych wstrzyknięciach dootrzewnowych (IP).
  2. Pozwól zwierzęciu przejść pod znieczulenie ogólne i wielokrotnie sprawdzaj, czy osiągnięto chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia (brak reakcji na szczypanie palca). Umieść szczura na kocu grzewczym ze sprzężeniem zwrotnym i włóż sondę doodbytniczą, aby utrzymać temperaturę rdzenia około 37 °C.
  3. Umieścić cewnik w jamie otrzewnej, aby ułatwić późniejsze wstrzyknięcie środków znieczulających i uniknąć perforacji narządów przez wielokrotne nakłucia igłą 30.
    1. Przypnij włosy na małym (~2 - 3 mm) obszarze nad obszarem znajdującym się w prawym lub lewym dolnym kwadrancie brzucha.
      Uwaga: Można również użyć kremu do depilacji.
    2. Wykonaj nacięcie na skórze o średnicy 2-3 mm ostrymi nożyczkami lub skalpelem. Za pomocą rozwarstwienia usuń warstwy tłuszczu i mięśni, aż do zaobserwowania jamy otrzewnej.
    3. Wprowadzić około 1 - 2 cm małego cewnika do jamy i zamknąć ranę klejem chirurgicznym.
      Uwaga: Średnica i całkowita długość cewnika powinny być minimalne (np. 2 francuskie - co odpowiada 0,043 mm średnicy wewnętrznej), aby zmniejszyć martwe objętości. Najbardziej odpowiednie są rurki poliuretanowe.
    4. Zrób pętlę i przyszyj cewnik do skóry, aby zabezpieczyć go na miejscu.
  4. Zainstaluj rurkę dotchawiczą, aby kontrolować wentylację podczas sztucznego oddychania.
    1. Podobnie jak w poprzednim kroku, przygotuj obszar zainteresowania (1 - 2 cm nad tchawicą tuż nad brzuchem), usuń włosy i naciąć skórę.
    2. Tępo rozetnij pierwsze warstwy tłuszczu i mięśni, a następnie odsuń gruczoł ślinowy na bok i odsłoń tchawicę, delikatnie preparując ostatnią warstwę mięśni.
    3. Ostrożnie usuń tkanki z tchawicy i wsuń nić pod nią za pomocą małych kleszczyków. Zrób węzeł chirurgiczny za pomocą nici, ale jeszcze go nie zaciskaj.
    4. Naciąć tchawicę poprzecznie między dwoma chrzęstnymi pierścieniami. Wymaz krew z tchawicy, jeśli występuje.
    5. Włóż rurkę dotchawiczą o odpowiedniej średnicy i dokręć węzeł gwintu, aby stabilnie zabezpieczyć rurkę. Aby uzyskać dodatkową stabilność, gwint można dodatkowo przymocować w wyższym punkcie rurki tchawicy.
    6. Zszyj ranę, zamknij lub użyj zszywek chirurgicznych. Unikaj kleju chirurgicznego, jeśli rurka dotchawicza ma być ponownie użyta.
  5. Zainstaluj zwierzę w ramie stereotaktycznej i uważnie monitoruj następujące zmienne fizjologiczne: ECoG, SpO2, EtCO2, tętno (za pomocą elektrokardiogramu, EKG) i temperaturę wewnętrzną. Monitoruj i dostosowuj te zmienne, aby utrzymać odpowiednią głębokość znieczulenia i stan fizjologiczny. W szczególności należy uzupełnić znieczulenie małą dawką (10 mg/kg) pentobarbitalu sodu, jeśli to konieczne.
  6. Nałóż maść na oczy na oba oczy, aby uniknąć wysuszenia. Przypnij włosy do skóry głowy, wykonaj podłużne nacięcie (~2 cm) i wytnij tkanki łączne pokrywające czaszkę za pomocą skalpela lub kirety.
  7. Wykonaj małą (~1,5 mm średnicy) kraniotomię w obszarze zainteresowania za pomocą wiertła dentystycznego.
    Uwaga: Tutaj celowane jest pole beczkowe pierwotnej kory somatosensorycznej (7 - 8 mm przed linią międzyuszną, 4,5 - 5,5 mm bocznie do linii środkowej 31). Płucz kilkakrotnie, aby rozproszyć ciepło.
  8. Użyj bardzo cienkich kleszczy, aby delikatnie zrobić mały otwór w oponie twardej. Zarezerwuj obszar ~0,5 mm w trepanacji czaszki, aby umieścić elektrodę ECoG (patrz następny krok). Stale utrzymuj wilgotną korę mózgową za pomocą 0,9% roztworu NaCl (lub sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego).
  9. Umieść srebrną elektrodę o niskiej impedancji (~60 kΩ) (elektrodę ECoG) na oponie twardej, omijając obszar korowy niepokryty oponami mózgowymi, a następnie umieść elektrodę odniesienia na mięśniu skóry głowy po drugiej stronie głowy.
  10. Na tym etapie (30 min po ostatnim wstrzyknięciu pentobarbitalu sodu) należy utrzymać znieczulenie poprzez wielokrotne wstrzyknięcia pentobarbitalu sodu (10-15 mg/kg/h) lub fentanylu (3-6 μg/kg/h) przez cewnik IP. To pierwsze spowoduje powolny, oscylacyjny, podobny do snu wzorzec ECoG, podczas gdy drugi spowoduje zdesynchronizowany, podobny do czuwania profil korowy.
  11. Dostosuj system sztucznej wentylacji tak, aby częstotliwość i objętość oddechu były podobne do spontanicznego oddychania szczura (normalny zakres 70 - 115 oddechów/min 32). Następnie należy podłączyć wentylację mechaniczną do rurki dotchawiczej i sprawdzić, czy klatka piersiowa jest prawidłowo napompowana (po obu stronach). Jeśli nie, wyreguluj położenie rurki wentylacyjnej w osi tchawicy. W razie potrzeby odessać wydzielinę znajdującą się w tchawicy za pomocą cewnika podłączonego do strzykawki lub pompy próżniowej.
  12. Jeśli wszystkie zmienne fizjologiczne 32-35 i wzorce ECoG 29,36 odzwierciedlają stabilną chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia, wykonaj domięśniowe wstrzyknięcie trietiodku galaminy w każdą nogę, aby sparaliżować szczura, 40 mg / kg w pierwszym wstrzyknięciu, a następnie 20 mg / kg, co 2 godziny 19,29,36,50.

2. Nagrania wewnątrzkomórkowe

  1. Wyciągnąć szklaną mikropipetę (ostrą mikroelektrodę) z końcówką ~0,2 μm, tak aby jej rezystancja mieściła się w zakresie od 50 do 80 MΩ po napełnieniu 2 M octanem potasu (KAc).
  2. Umieść pipetę w specjalnym uchwycie z przewodem srebrnym/chlorku srebra (Ag/AgCl), aby podłączyć roztwór pipety do wzmacniacza wewnątrzkomórkowego (za pomocą stopnia głównego). Uchwyt powinien być przymocowany do mikromanipulatora. Umieść elektrodę referencyjną Ag/AgCl na mięśniach szyi szczura.
  3. Powoli włóż pipetę do mózgu w dół do obszaru zainteresowania i sprawdź jej rezystancję, monitorując spadki napięcia w odpowiedzi na bieżące kroki. Użyj przycisku brzęczenia (lub trzasku) amplifier, aby w razie potrzeby wyczyścić pipetę.
  4. Użyj bawełnianych wacików lub syntetycznych trójkątów absorpcyjnych, aby wysuszyć kraniotomię (należy uważać, aby nie dotknąć elektrod ECoG lub wewnątrzkomórkowych) przed pokryciem go elastomerem silikonowym lub 4% agarozą, aby zmniejszyć ruchy mózgu.
  5. Zmniejszaj pipetę w krokach co 1–2 μm, aż jej opór wzrośnie podczas zbliżania się do celi. Następnie użyj funkcji brzęczenia wzmacniacza, aby przeniknąć do neuronu.

3. Indukuj stan izoelektryczny

  1. Na tym etapie należy wykonać odpowiedni protokół eksperymentalny (np. reakcje na impulsy wstrzykiwane wewnątrzkomórkowo, relacje prąd-napięcie, reakcje na bodźce sensoryczne), jednocześnie monitorując potencjał błonowy neuronu, ECoG i zmienne fizjologiczne.
  2. Upewnij się, że elektroda wewnątrzkomórkowa jest stabilna w komórce, analizując stabilność zarówno potencjału błonowego, jak i właściwości potencjału czynnościowego przez cały czas trwania sesji nagraniowej. Jeśli nie, nie przechodź do następnego kroku i poczekaj, aż nagranie ponownie się ustabilizuje lub poszukaj innego neuronu.
  3. Wstrzyknąć wysoką, ale podśmiertelną dawkę pentobarbitalu sodu (~90 mg/kg, może wynosić nawet 35 mg/kg w stanie początkowym pentobarbitalu i do 155 mg/kg w stanie początkowym fentanylu) za pośrednictwem linii IP.
    Uwaga: W ciągu 15 - 20 minut przebiegi wewnątrzkomórkowe i ECoG powinny zwolnić z przerywaną ciszą elektryczną, aby przejściowo osiągnąć tak zwany profil "tłumienia impulsów" 37,38, który stopniowo zapada się do pełnego stanu izoelektrycznego. Oczekuje się, że tętno znacznie zwolni (o ~10 - 20%), ale SpO2 i EtCO2 powinny pozostać stosunkowo stabilne.
  4. Jeśli stan izoelektryczny nie zostanie osiągnięty, wstrzyknąć niewielką ilość pentobarbitalu sodu (~10% dawki z kroku 3.1). Odczekaj 15 minut przed dodaniem większej ilości środka znieczulającego, jeśli stan izoelektryczny nadal nie został osiągnięty.
  5. Powtórz protokół eksperymentalny, aby porównać wpływ dynamiki sieci na właściwości integracyjne zarejestrowanego neuronu.
    Uwaga: Po zaprzestaniu wstrzykiwań znieczulających aktywność elektryczna mózgu powinna w pełni powrócić w ciągu 3 do 4 godzin.
  6. Pod koniec eksperymentu wstrzyknij śmiertelną dawkę pentobarbitalu sodu (200 mg/kg, IP) w celu eutanazji szczura.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Indukowanie i utrzymywanie izoelektrycznego stanu mózgu jest delikatną procedurą eksperymentalną in vivo. Udowodniono, że jest to potężne narzędzie do bezpośredniego badania wpływu aktywności sieci korowej na pobudliwość neuronalną i funkcję przejścia 29. Rysunek 1 przedstawia wieloparametrowy monitoring stanu fizjologicznego zwierzęcia, w tym ECoG i stałe życiowe, przed (Rysunek 1A) i po (Rysunek 1B) indukcji stanu iz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisujemy tutaj nową metodę tłumienia in vivo spontanicznej aktywności elektrycznej mózgu zarówno na poziomie sieciowym, jak i komórkowym. Ta procedura prowadzi do ekstremalnego stanu mózgu, znanego jako śpiączka izoelektryczna 41. Z klinicznego punktu widzenia taka bezczynność elektromózgowa jest najpoważniejszą nieprawidłowością, jaką można zaobserwować w EEG. Jest to najczęściej związane z nieodwracalną śpiączką, w której wszyscy pacjenci albo umierają, albo kontynuują trwały stan wegetatywny ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty z Fondation de France, Institut National de la Santé Et de la Recherche Médicale, Uniwersytetu Pierre & Marie Curie oraz programu 'Investissements d'avenir' ANR-10-IAIHU-06.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Pentobarbital soduCentravetPentobarbital
Ketamina 500MerialImalgè ne 500
Fentanyl Janssen-CilagFentanyl
XylocaineCentravetXylovet
Trietiodek galaminySigmaG8134
Wzmacniacz ECoGWzmacniacz AC A-M SystemsWzmacniacz AC, Model 1700
Wzmacniacz wewnątrzkomórkowyUrządzenia molekularneAxoclamp 900A
Interfejs akwizycji danychCambridge Electronic DesignCED moc 1401-3 
Oprogramowanie do analizy danychCambridge Electronic DesignSpike2 wersja 7
mikromanipulatorScientificaIVM-3000
Ściągacz kapilarnyNarishigePE-2
Kapilary ze szkła borokrzemianowegoAparatHarvarda GC150F-10
Srebrny drut 0,125 mm (zapis wewnątrzkomórkowy)WPIAGT0525
Odniesienie Ag-AgClPhymepE242
Srebrny drut 0,25 mm (zapis ECoG)WPIAGT1025
System sztucznego oddychaniaMinerveAlpha Lab
Monitorowanie parametrów fizjologicznychDigicareLifeWindow Lite
Aparat Harvard 507215
Mikroskop stereoskopowyLeicaM80
NożyczkiFST15005-08
Kleszcze Dumont #5FST11295-10
Kleszcze Dumont #5SFFST11252-00
IP Cewnik poliuretanowy - 0,43x0,69 mm   InstechBTPU-027
Elastomersilikonowy WPIKWIK-CAST
Wiertło dentystyczneNSKY1001151 i P496
Klej chirurgiczny3Mvetbond
Koc grzewczy

Bibliografia

  1. Fatt, P., Katz, B. Some observations on biological noise. Nature. 166 (4223), 597-598 (1950).
  2. Brock, L. G., Coombs, J. S., Eccles, J. C. The recording of potentials from motoneurones with an intracellular electrode. J. Physiol. 117 (4), 431-460 (1952).
  3. Destexhe, A., Rudolph, M., Fellous, J. M., Sejnowski, T. J. Fluctuating synaptic conductances recreate in vivo-like activity in neocortical neurons. Neuroscience. 107 (1), 13-24 (2001).
  4. Silver, R. A. Neuronal arithmetic. Nat. Rev. Neurosci. 11 (7), 474-489 (2010).
  5. Azouz, R., Gray, C. M. Cellular mechanisms contributing to response variability of cortical neurons in vivo. J. Neurosci. 19 (6), 2209-2223 (1999).
  6. Sanchez-Vives, M. V., Nowak, L. G., McCormick, D. A. Membrane Mechanisms Underlying Contrast Adaptation in Cat Area 17 In Vivo. J. Neurosci. 222 (11), 4267-4285 (2000).
  7. Petersen, C. C. H., Hahn, T. T. G., Mehta, M., Grinvald, A., Sakmann, B. Interaction of sensory responses with spontaneous depolarization in layer 2/3 barrel cortex. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (23), 13638-13643 (2003).
  8. Sachdev, R. N. S., Ebner, F. F., Wilson, C. J. Effect of Subthreshold Up and Down States on the Whisker-Evoked Response in Somatosensory Cortex. J. Neurophysiol. 92 (6), 3511-3521 (2004).
  9. Hasenstaub, A., Sachdev, R. N. S., McCormick, D. A. State Changes Rapidly Modulate Cortical Neuronal Responsiveness. J. Neurosci. 27 (36), 9607-9622 (2007).
  10. Chance, F. S., Abbott, L. F., Reyes, A. D. Gain modulation from background synaptic input. Neuron. 35 (4), 773-782 (2002).
  11. Shu, Y., Hasenstaub, A., Badoual, M., Bal, T., McCormick, D. A. Barrages of synaptic activity control the gain and sensitivity of cortical neurons. J. Neurosci. 23 (32), 10388-10401 (2003).
  12. Mitchell, S. J., Silver, R. A. Shunting inhibition modulates neuronal gain during synaptic excitation. Neuron. 38 (3), 433-445 (2003).
  13. Prescott, S. A., De Koninck, Y. Gain control of firing rate by shunting inhibition: roles of synaptic noise and dendritic saturation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (4), 2076-2081 (2003).
  14. Graham, L. J., Schramm, A. In Vivo Dynamic-Clamp Manipulation of Extrinsic and Intrinsic Conductances: Functional Roles of Shunting Inhibition and IBK in Rat and Cat Cortex. Dynamic-clamp: From principles to applications. , (2009).
  15. Fernandez, F. R., White, J. A. Gain control in CA1 pyramidal cells using changes in somatic conductance. J. Neurosci. 30 (1), 230-241 (2010).
  16. Polack, P. O., Friedman, J., Golshani, P. Cellular mechanisms of brain state-dependent gain modulation in visual cortex. Nat. Neurosci. 16 (9), 1331-1339 (2013).
  17. Zhou, M., Liang, F., et al. Scaling down of balanced excitation and inhibition by active behavioral states in auditory cortex. Nat. Neurosci. 17 (6), 841-850 (2014).
  18. Contreras, D., Destexhe, A., Sejnowski, T. J., Steriade, M. Spatiotemporal Patterns of Spindle Oscillations in Cortex and Thalamus. J. Neurosci. 17 (3), 1179-1196 (1997).
  19. Charpier, S., Mahon, S., Deniau, J. M. In vivo induction of striatal long-term potentiation by low-frequency stimulation of the cerebral cortex. Neuroscience. 91 (4), 1209-1222 (1999).
  20. Constantinople, C. M., Bruno, R. M. Effects and Mechanisms of Wakefulness on Local Cortical Networks. Neuron. 69 (6), 1061-1068 (2011).
  21. Poulet, J. F. A., Fernandez, L. M. J., Crochet, S., Petersen, C. C. H. Thalamic control of cortical states. Nat. Neurosci. 15 (3), 370-372 (2012).
  22. Hille, B. Ion Channels of Excitable Membranes, Third Edition. , Sinauer Associates. Sunderland, Mass. (2001).
  23. Sakmann, B., Neher, E. Single-Channel Recording. , Springer. (2009).
  24. Ferster, D., Chung, S., Wheat, H. Orientation selectivity of thalamic input to simple cells of cat visual cortex. Nature. 380 (6571), 249-252 (1996).
  25. Paré, D., Shink, E., Gaudreau, H., Destexhe, A., Lang, E. J. Impact of spontaneous synaptic activity on the resting properties of cat neocortical pyramidal neurons In vivo. J. Neurophysiol. 79 (3), 1450-1460 (1998).
  26. Destexhe, A., Paré, D. Impact of network activity on the integrative properties of neocortical pyramidal neurons in vivo. J. Neurophysiol. 81 (4), 1531-1547 (1999).
  27. Kara, P., Pezaris, J. S., Yurgenson, S., Reid, R. C. The spatial receptive field of thalamic inputs to single cortical simple cells revealed by the interaction of visual and electrical stimulation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99 (25), 16261-16266 (2002).
  28. Lomber, S. G. The advantages and limitations of permanent or reversible deactivation techniques in the assessment of neural function. J. Neurosci. Meth. 86 (2), 109-117 (1999).
  29. Altwegg-Boussac, T., Chavez, M., Mahon, S., Charpier, S. Excitability and responsiveness of rat barrel cortex neurons in the presence and absence of spontaneous synaptic activity in vivo. J. Physiol. 592 (16), 3577-3595 (2014).
  30. Miner, N. A., Koehler, J., Greenaway, L. Intraperitoneal injection of mice. Appl. Microbiol. 17 (2), 250-251 (1969).
  31. Paxinos, G., Watson, C. The rat brain in stereotaxic coordinates (2nd edn). , Academic Press. (1986).
  32. Wolfensohn, S. Handbook of Laboratory Animal Management and Welfare. , Wiley-Blackwell. (2013).
  33. Bester, H., Chapman, V., Besson, J. M., Bernard, J. F. Physiological Properties of the Lamina I Spinoparabrachial Neurons in the Rat. J. Neurophysiol. 83 (4), 2239-2259 (2000).
  34. Greene, S. A. Veterinary Anesthesia and Pain Management Secrets. , Elsevier Health Sciences. (2002).
  35. Morgan, B. J., Adrian, R., Bates, M. L., Dopp, J. M., Dempsey, J. A. Quantifying hypoxia-induced chemoreceptor sensitivity in the awake rodent. J. Appl. Physiol. 117 (7), 816-824 (2014).
  36. Mahon, S., Deniau, J. M., Charpier, S. Relationship between EEG potentials and intracellular activity of striatal and cortico-striatal neurons: an in vivo study under different anesthetics. Cereb. Cortex. 11 (4), 360-373 (2001).
  37. Ganes, T., Lundar, T. The effect of thiopentone on somatosensory evoked responses and EEGs in comatose patients. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 46 (6), 509-514 (1983).
  38. Schmid-Elsaesser, R., Schröder, M., Zausinger, S., Hungerhuber, E., Baethmann, A., Reulen, H. J. EEG burst suppression is not necessary for maximum barbiturate protection in transient focal cerebral ischemia in the rat. J. Neurol. Sci. 162 (1), 14-19 (1999).
  39. Cummins, T. R., Jiang, C., Haddad, G. G. Human neocortical excitability is decreased during anoxia via sodium channel modulation. J Clin Invest. 91 (2), 608-615 (1993).
  40. Gu, X. Q., Kanaan, A., Yao, H., Haddad, G. G. Chronic High-Inspired CO2 Decreases Excitability of Mouse Hippocampal Neurons. J. Neurophysiol. 97 (2), 1833-1838 (2007).
  41. Lehembre, R., Gosseries, O., et al. Electrophysiological investigations of brain function in coma, vegetative and minimally conscious patients. Arch Ital Biol. 150 (2/3), 122-139 (2012).
  42. Husain, A. M. Electroencephalographic assessment of coma. J Clin Neurophysiol. 23 (3), 208-220 (2006).
  43. Fink, E. L., Alexander, H., et al. An Experimental Model of Pediatric Asphyxial Cardiopulmonary Arrest in Rats. Pediatr Crit Care Med. 5 (2), 139-144 (2004).
  44. Lukatch, H. S., McIver, M. B. Synaptic mechanisms of thiopental-induced alterations insynchronized cortical activity. Anesthesiology. 84, 1425-1434 (1996).
  45. Kroeger, D., Amzica, F. Hypersensitivity of the anesthesia-induced comatose brain. J Neurosci. 27, 10597-10607 (2007).
  46. Kroeger, D., Florea, B., Amzica, F. Human brain activity patterns beyond the isoelectric line of extreme deep coma. PLoS ONE. 8 (9), e75257(2013).
  47. Margrie, T. W., Brecht, M., Sakmann, B. In vivo, low-resistance, whole-cell recordings from neurons in the anaesthetized and awake mammalian brain. Pflugers Arch. 444 (4), 491-498 (2002).
  48. DeWeese, M. Whole-Cell Recording In Vivo. Current Protocols in Neuroscience. , (2007).
  49. Schramm, A. E., Marinazzo, D., Gener, T., Graham, L. J. The Touch and Zap Method for In Vivo Whole-Cell Patch Recording of Intrinsic and Visual Responses of Cortical Neurons and Glial Cells. PLoS ONE. 9 (5), e97310(2014).
  50. Mahon, S., Charpier, S. Bidirectional Plasticity of Intrinsic Excitability Controls Sensory Inputs Efficiency in Layer 5 Barrel Cortex Neurons in Vivo. J. Neurosci. 32 (33), 11377-11389 (2012).
  51. Destexhe, A., Rudolph, M., Paré, D. The high-conductance state of neocortical neurons in vivo. Nat. Rev. Neurosci. 4 (9), 739-751 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Pentobarbital sodowyrejestracja wewn trzkom rkowaelektrokortykogramnieaktywno m zgusupresja aktywno ci synaptycznejstan pi czkipotencja b onowysupresja wy adowa
Indukcja izoelektrycznego stanu mózgu w celu zbadania wpływu endogennej aktywności synaptycznej na pobudliwość neuronów in vivo
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.