Ten manuskrypt opisuje metody związane z tworzeniem i naprawą wady brzusznej ściany brzucha (przepukliny). Model ten można wykorzystać do badania strategii naprawczych, takich jak te, które wykorzystują wszczepione materiały. W niniejszym manuskrypcie jako przykład przedstawiono naprawę eksperymentalnej przepukliny z błoną podśluzówkową jelita cienkiego świni.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wykorzystanie modelu szczurzego do badania naprawy brzusznej przepukliny brzusznej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Przepuklina brzuszna brzuszna jest stosunkowo częstym stanem klinicznym, który czasami wymaga leczenia przepukliny (chirurgicznej naprawy). Naprawa brzusznej przepukliny brzusznej brzusznej zazwyczaj wymaga wszczepienia materiału, który będzie służył jako mechaniczny most w poprzek ubytku w ścianie brzucha. Biomateriały, takie jak błona podśluzowa jelita cienkiego świni (SIS), służą również jako siatka do wzrostu komórek w implantach i mogą naturalnie wbudowywać się w tkankę gospodarza. Opracowanie takich materiałów naprawczych jest korzystne dzięki wykorzystaniu modeli zwierzęcych, w których łatwo powstają eksperymentalne ubytki ściany brzucha i można je naprawić w powtarzalny sposób. Oferowana tutaj metoda opisuje chirurgiczne tworzenie i naprawę brzusznej przepukliny brzusznej brzusznej na modelu szczurzym. Gdy SIS jest używany do naprawy eksperymentalnej brzusznej przepukliny brzusznej brzusznej w tym modelu, jest on szybko wprowadzany do tkanki gospodarza w ciągu 28 dni od implantacji. Histologicznie włączenie wszczepionego materiału do tkanki gospodarza charakteryzuje się silną odpowiedzią włóknisto-naczyniową. Przyszłe udoskonalenia i zastosowania modelu przepukliny brzusznej szczura mogą prawdopodobnie obejmować zwierzęta z cukrzycą i/lub otyłością jako sposób na ściślejsze naśladowanie powszechnych chorób współistniejących u ludzi.
Wprowadzenie
Przepuklina ściany brzucha jest często spotykanym problemem klinicznym, który może wystąpić w wyniku wady wrodzonej, urazu lub nieudanego zamknięcia ran chirurgicznych obejmujących ścianę brzucha. Naprawa zwykle polega na użyciu implantu w celu wzmocnienia ściany jamy brzusznej, przy czym u pacjentów leczonych implantem obserwuje się zmniejszoną częstość nawrotów w porównaniu z tymi, u których ściana brzucha jest po prostu zamknięta szwem. 1
Chirurgiczne leczenie przepukliny często wymaga mechanicznego zniwelowania wady za pomocą wszczepionego materiału. W związku z tym do naprawy przepuklin użyto zarówno materiałów syntetycznych, jak i naturalnych. Wiele materiałów syntetycznych jest zazwyczaj niewchłanialnych i obejmuje polipropylen, politereftalan etylenu poliester i spieniony politetrafluoroetylen, podczas gdy inne implanty syntetyczne łączą jeden z materiałów niewchłanialnych z wchłanialnym polimerem, takim jak poligalaktyna. 1 W przeciwieństwie do tego, implanty z naturalnego materiału zazwyczaj pochodzą ze zwierzęcych lub ludzkich źródeł zwłok. Naturalne materiały używane do naprawy przepuklin są zazwyczaj bogate w kolagen i działają jak rusztowanie dla wrastania i integracji tkanki gospodarza.
Chęć opracowania i optymalizacji nowych materiałów do naprawy przepuklin brzusznych wymaga odpowiedniego modelu zwierzęcego do oceny materiałów kandydujących. Badania przeprowadzono na różnych gatunkach, w tym owcach, 2 świniach, 3 królikach, 4 szczurach, 5,6,7,8 i psy. 9 Zaletą korzystania z szczurów do takich badań jest to, że oferują one łatwy w obsłudze model dostępny w różnych odmianach wsobnych, co pozwala na kontrolę zmienności genetycznej. Ponadto, mniejsza całkowita powierzchnia ciała szczura w porównaniu z innymi gatunkami wymienionymi powyżej pozwala na ocenę materiałów, które mogą mieć charakter doświadczalny, a zatem nie występują w dużych ilościach. Co więcej, zmniejszone koszty związane ze szczurami w porównaniu z innymi gatunkami pozwalają na stosunkowo zwiększoną zdolność do badania materiałów kandydujących do zastosowania w naprawie brzusznej przepukliny brzusznej. Rozważania dotyczące materiałów zazwyczaj obejmują łatwość obsługi przez chirurga, siła, zdolność do wbudowywania się w tkankę gospodarza, biokompatybilność i odporność na infekcje.
Na przykład, podśluzówka jelita cienkiego świni (SIS) jest naturalnym biomateriałem, który był używany do wielu różnych wskazań do naprawy tkanek, w tym do naprawy brzusznych przepuklin brzusznych, pachwinowych i przeponowych. 10,11,12 SIS jest szybko integrowany z tkanką gospodarza i stwierdzono, że jest ogólnie odporny na infekcje, dlatego materiał ten ma szczególne zastosowanie w skażonych obszarach. 13,14 W modelu szczurzym SIS wykazał się łatwością obsługi, dobrą wytrzymałością na rozciąganie, określoną przez jednoosiowy test wytrzymałości na rozciąganie, oraz promowaniem wrastania tkanek w zakresie odkładania kolagenu i neowaskularyzacji. 6,7
Dokładne chirurgiczne mostkowanie wady jest istotną cechą produktywnego modelowania podczas oceny potencjalnych materiałów naprawczych. Zwierzę musi być odpowiednio znieczulone i ściśle przestrzegać techniki aseptycznej. Ponadto ubytek ściany jamy brzusznej o standardowych rozmiarach musi być starannie utworzony, a następnie zmostkowany w sposób, który wystarczająco zabezpieczy materiał do brzegów wady. 8 Ten protokół dostarcza standardowej metody do chirurgicznego tworzenia i naprawy brzusznej przepukliny brzusznej brzusznej, używając SIS jako przykładowego materiału pomostowego u szczura.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wykorzystanie zwierząt w tym protokole zostało zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Notre Dame, spełniało wszystkie wymagania regulacyjne i wytyczne, i zostało przeprowadzone w obiekcie, który jest akredytowany przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC), International.
1. Wybór zwierząt
- Kupuj wolne od patogenów szczury Sprague Dawley od renomowanego dostawcy lub kolonii hodowlanej.
Uwaga: Często weterynarz lub kierownik placówki może skierować badacza do odpowiednich źródeł. Do tej procedury nadają się szczury o masie ciała około 250 g. - Na dzień przed zabiegiem należy zbadać zwierzęta, które mają być wykorzystane, aby upewnić się, że są klinicznie zdrowe. W związku z tym zważyć zwierzę i ocenić stan ciała; Zwróć uwagę na wszelkie nieprawidłowości w oddychaniu, obecność otwartych ran lub guzów oraz ogólny poziom aktywności zwierzęcia. Zwróć uwagę na wszelkie nieprawidłowości w dokumentacji chirurgicznej i rozważ takie obserwacje jako potencjalne kryteria wykluczenia.
2. Znieczulenie i przygotowanie zwierzęcia do operacji aseptycznej
- W przypadku analgezji należy podać szczurowi 1,1 - 1,2 mg/kg buprenorfiny o przedłużonym uwalnianiu, podskórnie na 2 godziny przed zabiegiem. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy i podaj podskórnie 2 ml podgrzanej sterylnej soli fizjologicznej.
- Znieczulić szczura dootrzewnową dawką chlorowodorku ketaminy (90 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg). Nałóż niewielką ilość lubrykantu do oczu na każde oko, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. Gdy oddech zwierzęcia jest stabilny i nie ma już żadnej reakcji na mocne uszczypnięcie palca, szczur osiągnął poziom znieczulenia wystarczający do operacji. Akceptowalny poziom znieczulenia może być dodatkowo potwierdzony przez obecność głębokiego, regularnego oddychania i normalnego koloru oka (w przeciwieństwie do bladości, co może sugerować niewystarczającą perfuzję sercowo-naczyniową).
- Ogol brzuszną część brzucha za pomocą dostępnego w handlu maszynki do strzyżenia od łona do mostka i od bocznych brzegów brzuszka. Usuń obcięte włosy, nakładając wilgotny ręcznik papierowy na ten obszar.
- Wyszoruj ogolony obszar środkiem antyseptycznym jodoforowym, a następnie przetrzyj 70% etanolem. Zastosuj obłożenia chirurgiczne, aby można było odizolować okienko do nacięcia od potencjalnego zanieczyszczenia.
- Załóż sterylny fartuch chirurgiczny, maskę na twarz i czepek do włosów. Dokładnie umyj i wyszoruj ręce mydłem i załóż sterylne rękawiczki chirurgiczne.
3. Tworzenie i naprawa brzusznej przepukliny brzusznej
- Przed zabiegiem wysterylizuj narzędzia chirurgiczne w autoklawie.
- Za pomocą skalpela wykonaj pionowe nacięcie o długości około 3 - 4 cm wzdłuż brzusznej linii środkowej do poziomu mięśni brzucha. Delikatnie unieś ścianę brzucha za pomocą kleszczy i utwórz mały otwór przez kreskę białką. Aby chronić leżące pod spodem wnętrzności, włóż kleszcze przez otwór i do jamy brzusznej, aby służyły jako przewodnik ochronny, gdy ściana mięśniowa jest nacinana, aby utworzyć defekt o pełnej grubości około 2 cm x 2 cm, przecinając około 1 cm bocznie z każdej strony linii środkowej na obu końcach nacięcia linea alba.
- Na defekt ułożyć wstępnie przycięty odcinek mechanicznego materiału mostkowego o wymiarach 2 cm x 2 cm, w tym przypadku 4-warstwowego SIS (rysunek 1).
Uwaga: Alternatywnie można zastosować podejście podkładowe, w którym przekrój materiału jest umieszczany w jamie brzusznej, aby zakryć ubytek od strony wewnętrznej. - Zszyj cztery rogi materiału mostkującego z mięśniem ściany brzucha za pomocą jedwabiu 4-0 lub nylonu w prostym przerywanym wzorze szwów.
Uwaga: Zastosowanie szwów niewchłanialnych umożliwia łatwą identyfikację wszczepionego materiału po pobraniu w porównaniu z wchłanialnym materiałem do szycia. - Zabezpiecz każdą krawędź materiału trzema dodatkowymi szwami rozmieszczonymi w równych odstępach. Zbadać całą krawędź obwodową, aby upewnić się, że nie ma znacznych szczelin, które mogłyby umożliwić przejście wnętrzności przez ścianę brzucha; A jeśli takie luki istnieją, umieść dodatkowe szwy, aby dodatkowo zabezpieczyć margines.
- Zamknij tkankę podskórną wchłanialnym szwem 4-0 w prostym, przerywanym wzorze. Zamknij skórę zszywkami chirurgicznymi, choć można również zastosować szew nałożony w prosty, przerywany wzór.
- Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby odzyskać pozycję leżącą na mostku; i nie zwracaj zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje ze znieczulenia. W tym czasie trzymaj zwierzę w ciepłym miejscu, aby zapobiec hipotermii.
- Codziennie badaj zwierzęta, które przeszły tę procedurę, aby zapewnić pełne wyzdrowienie i normalne gojenie. Usuń zszywki skórne za pomocą zmywacza do zszywek 7 - 10 dni po zabiegu.
4. Zbiór wszczepionego materiału
- Zgodnie z potrzebami badania, eutanazja zwierząt z przedawkowaniem dwutlenku węgla podawana w tempie wypełnienia komory od 10 do 30% w określonym czasie, często 21 - 28 dni po operacji.
- Za pomocą standardowych narzędzi do sekcji zwłok otwórz skórę i ścianę brzucha oraz odsłonij obszar implantu.
Uwaga: Jeśli do zabezpieczenia implantu użyto szwów niewchłanialnych, materiał można zidentyfikować na podstawie oryginalnych szwów (ryc. 2). - Przestrzegać wszelkich poważnych obserwacji patologicznych, w tym wszelkich działań niepożądanych (np. rozejścia się rany, ropniaka, surowicy, krwiaka) oraz zakresu i wytrzymałości przylegania do leżących poniżej wnętrzności.
- Usuń miejsce implantu, przecinając szeroki odcinek tkanki, w skład której wchodzi implant. Umieścić próbkę w utrwalaczu, takim jak 10% neutralna buforowana formalina, w celu przygotowania do przetworzenia do badania histologicznego i charakterystyki.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Do 28. dnia po implantacji SIS zazwyczaj wykazuje dobrą inkorporację w tkankę gospodarza (Rycina 2). W większości przypadków widoczny jest resztkowy SIS, choć często konieczna jest eksploracja tkanki w celu zidentyfikowania wszczepionego materiału. Analizy histologiczne potwierdziły obserwacje makroskopowe, ilustrując dobrą inkorporację tkankową, w której dominowała tkanka włóknisto-naczyniowa, przy jednoczesnym odnotowaniu niewielkiej ilości resztkowego SIS (Ryci...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Dużym zainteresowaniem cieszą się materiały do naprawy brzusznej przepukliny brzusznej, szczególnie te, które stanowią początkowy most mechaniczny, a następnie są w stanie wbudować się w tkankę gospodarza. W związku z tym zbadano różne materiały, w tym SIS, bezkomórkową macierz skórną świń i osierdzie świni. 6,7 Materiały te reprezentują zewnątrzkomórkowe matryce tych tkanek i działają jak rusztowania, do których komórki mogą migrować i namnażać się, ułatwiając w...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Jeden z autorów (CJ) jest zatrudniony przez Cook Biotech, Inc., producenta SIS klasy medycznej.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować Valerie Schroeder za pomoc w technicznych aspektach tej pracy. Prace związane z opracowaniem tego modelu były wspierane przez firmę Cook Biotech, Inc. (West Lafayette, IN, USA).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Izofluran (Isoflo) | Henry Schine Animal Health | 17579 | znieczulenie gazowe |
| Optixcare Smar do oczu | Henry Schine Animal Health | OPX4240 | Smar do oczu |
| Maszynki do strzyżenia oster Maszynki do strzyżenia włosów | Henry Schine Animal Health | 6092 | |
| Peeling chirurgiczny Betadine | Henry Schine Animal Health | 1618 | antyseptyczny jodofor |
| Sterylny skalpel | Henry Schine Animal Health | 329 | #10 skalpel |
| 9" x 12" jednorazowa serweta chirurgiczna | Braintree Scientific, Inc. | SP-RPS | Serweta chirurgiczna |
| 4-0 nylonowy szew | Braintree Scientific, Inc. | SUT 812 | Materiał do szycia |
| 4-0 Szew wchłanialny | Henry Schine Animal Health | 29242 | Syntetyczny szew wchłanialny |
| 9 mm Autoklipsy i aplikator | Braintree Scientific, Inc. | ACS KIT | Zszywki chirurgiczne do zamykania nacięć skóry |
| Torbugesic/przeciwbólowe | Henry Schein Animal Health | 12084 | Wintaran butorfanolu do znieczulenia pooperacyjnego |
| Podśluzówka jelita cienkiego (SIS) | Cook Biotech, Inc. | Materiał implantu do mostkowania eksperymentalnej wady ściany brzucha | |
| Rats | Harlan, Inc. | Sprague Dawley | Zwierzę do modelowania przepuklin |
Bibliografia
- Poussier, M., et al. A review of available prosthetic material for abdominal wall repair. J. Visc. Surg. 150 (1), 52-59 (2013).
- Hjort, H., Mathisen, T., Alves, A., Clermont, G., Boutrand, J. P. Three-year results from a preclinical implantation study of a long-term resorbable surgical mesh with time-dependent mechanical characteristics. Hernia. 16 (2), 191-197 (2012).
- Ko, R., Kazacos, E. A., Snyder, S., Ernst, D. M. J., Lantz, G. C. Tensile strength comparison of small intestinal submucosa body wall repair. J. Surg. Res. 135 (1), 9-17 (2006).
- Garcia-Moreno, F., et al. Comparing the host tissue response and peritoneal behavior of composite meshes used for ventral hernia repair. J. Surg. Res. 193 (1), 470-482 (2015).
- Soiderer, E. E., Lantz, G. C., Kazacos, E. A., Hodde, J. P., Wiegand, R. E. Morphologic study of three collagen materials for body wall repair. J. Surg. Res. 118 (2), 161-175 (2004).
- Liu, Z., Tang, R., Zhou, Z., Song, Z., Wang, H., Gu, Y. Comparison of two porcine-derived materials for repairing abdominal wall defect in rats. PLOS One. 6 (5), e20520(2011).
- Zhang, J., Wang, G. Y., Xiao, Y. P., Fan, L. Y., Wang, Q. The biomechanical behavior and host response to porcine-derived small intestine submucosa, pericardium and dermal matrix acellular grafts in a rat abdominal defect model. Biomaterials. 32 (29), 7086-7095 (2011).
- Ma, J., Sahoo, S., Baker, A. R., Derwin, K. A. Investigating muscle regeneration with a dermis/small intestinal submucosa scaffold in a rat full-thickness abdominal wall defect model. J.Biomed.Mater.Res.Part B. 103 (2), 355-364 (2015).
- Greca, F. H., Souza-Filho, Z. A., Giovanni, A., Rubin, M. R., Kuenzer, R. F., Reese, F. B., Araujo, L. M. The influence of porosity on the integration histology of two polypropylene meshes for the treatment of abdominal wall defects in dogs. Hernia. 12 (1), 45-49 (2008).
- Hiles, M., Record-Ritchie, R. D., Altizer, A. M. Are biologic grafts effective for hernia repair? A systematic review of the literature. Surg. Innov. 16 (1), 26-37 (2009).
- Helton, W. S., Fisichella, P. M., Berger, R., Horgan, S., Espat, N. J., Abcarian, H. Short-term outcomes with small intestinal submucosa for ventral abdominal hernia. Arch. Surg. 140 (6), 560-562 (2005).
- Franklin, M. E., Trevino, J. M., Portillo, G., Vela, I., Glass, J. L., Gonzalez, J. J. The use of porcine small intestinal submucosa as a prosthetic material for laparascopic hernia repair in infected and potentially contaminated fields: long-term follow-up. Surg. Endosc. 22 (9), 1941-1946 (2008).
- Clarke, K. M., Lantz, G. C., Salisbury, S. K., Badylak, S. F., Hiles, M. C., Voytik, S. L. Intestine submucosa and polypropylene mesh for abdominal wall repair in dogs. J. Surg. Res. 60 (1), 107-114 (1996).
- Sarikava, A., Record, R., Wu, C. C., Tullius, B., Badylak, S. F., Ladisch, M. Antimicrobial activity associated with extracellular matrices. Tissue Eng. 8 (1), 63-71 (2002).
- Serra, R., Grande, R., Butrico, L., Rossi, A., Settimio, U. F., Caroleo, B., Amato, B., Gallelli, L., de Franciscis, S. Chronic wound infections: the role of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus. Expert Rev. Anti. Infect. Ther. 13 (5), 605-613 (2015).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
