Artykuł metodologiczny

Elektroaktywne nanocząstki polimerowe wykazujące właściwości fototermiczne

DOI:

10.3791/53631

⸱

8 stycznia 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Materials Science, Engineering, and Commercialization Program, Texas State University, 2Department of Chemistry and Biochemistry, Texas State University, 3Department of Biomedical Engineering, The University of Texas at Austin

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono protokół syntezy i przygotowania nanocząstek składających się z elektroaktywnych polimerów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pokazano metodę syntezy polimerów elektroaktywnych, zaczynając od syntezy monomerów przedłużonej koniugacji przy użyciu trzyetapowego procesu, który kończy się sprzężeniem Negishiego. Sprzężenie Negishi to proces sprzęgania krzyżowego, w którym najpierw litiuje się prekursor chemiczny, a następnie następuje transmetallacja za pomocą ZnCl2. Powstały w ten sposób związek cynoorganiczny można sprzęgnąć z dibromowanym prekursorem aromatycznym, aby uzyskać sprzężony monomer. Folie polimerowe można otrzymać poprzez elektropolimeryzację monomeru i scharakteryzować za pomocą cyklicznej woltamperometrii i spektroskopii ultrafioletowo-widzialnej bliskiej podczerwieni (UV-Vis-NIR). Nanocząstki (NP) są otrzymywane w procesie polimeryzacji emulsyjnej monomeru przy użyciu układu dwóch środków powierzchniowo czynnych w celu uzyskania wodnej dyspersji nanocząsteczek polimeru. Nanocząsteczki są charakteryzowane za pomocą dynamicznego rozpraszania światła, mikroskopii elektronowej i spektroskopii UV-Vis-NIR. Cytokompatybilność nanocząsteczek bada się za pomocą testu żywotności komórek. Na koniec zawiesiny NP są naświetlane laserem NIR w celu określenia ich skuteczności jako potencjalnych materiałów do terapii fototermicznej (PTT).

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Polimery elektroaktywne zmieniają swoje właściwości (kolor, przewodność, reaktywność, objętość, itp.) pod wpływem pola elektrycznego. Krótkie czasy przełączania, możliwość przestrajania, trwałość i lekkość polimerów elektroaktywnych doprowadziły do wielu proponowanych zastosowań, w tym alternatywnych źródeł energii, czujników, elektrochromu i urządzeń biomedycznych. Polimery elektroaktywne są potencjalnie przydatne jako elastyczne, lekkie elektrody akumulatorowe i kondensatorowe. 1 Zastosowania polimerów elektroaktywnych w urządzeniach elektrochromowych obejmują systemy redukcji olśnienia w budynkach i samochodach, okulary przeciwsłoneczne, okulary ochronne, optyczne urządzenia pamięci masowej i inteligentne tekstylia. 2-5 Inteligentne okna mogą zmniejszyć zapotrzebowanie na energię, blokując określone długości fal światła na żądanie i chroniąc wnętrza domów i samochodów. Inteligentne tekstylia mogą być używane w odzieży, aby pomóc w ochronie przed promieniowaniem UV. 6 Polimery elektroaktywne zaczęto również stosować w wyrobach medycznych. Wśród polimerów elektroaktywnych stosowanych w wyrobach biomedycznych do najczęstszych należą polipirol (PPy), polianilina (PANI) i poli(3,4-etylenodioksytiofen) (PEDOT). Na przykład tego typu polimery są powszechnie stosowane jako przetworniki w urządzeniach biosensorowych. 7 Obiecujące są również zastosowania w leczeniu terapeutycznym; Badania wykazały uwalnianie leków i białek terapeutycznych z urządzeń przygotowanych z polimerów elektroaktywnych. 8-12 Ostatnio polimery elektroaktywne są stosowane jako środki terapeutyczne w terapii fototermicznej. 13-15 W terapii fototermicznej środki fototermiczne muszą absorbować światło w obszarze bliskiej podczerwieni (NIR) (~ 700−900 nm), znanym również jako okno terapeutyczne, w którym światło ma maksymalną głębokość penetracji w tkance, zwykle do 1 cm.16,17 W tym zakresie chromofory biologiczne, takie jak hemoglobina, hemoglobina natleniona, lipidy i woda, mają niewielką lub żadną absorbancję, co umożliwia łatwe przenikanie światła. Kiedy czynniki fototermiczne absorbują światło w tym oknie terapeutycznym, energia fototermiczna jest przekształcana w energię fototermiczną.

Irvin i współpracownicy wcześniej informowali o alkoksylowych podstawionych monomerach benzenu bis-EDOT, które zostały zsyntetyzowane przy użyciu sprzężenia Negishi. 18 Sprzężenie Negishi jest preferowaną metodą tworzenia wiązań węgiel-węgiel. Proces ten ma wiele zalet, w tym stosowanie półproduktów cynkoorganicznych, które są mniej toksyczne i mają zwykle wyższą reaktywność niż inne stosowane związki metaloorganiczne. 19,20 Związki cynkoorganiczne są również kompatybilne z szeroką gamą grup funkcyjnych na organohalidach. 20 W reakcji sprzęgania Negishiego halogenek organiczny i metaloorganiczny są sprzęgane za pomocą katalizatora palladowego(0). 20 W przedstawionej pracy ta metoda sprzęgania krzyżowego jest wykorzystywana w syntezie monomerów 1,4-dialkoksy-2,5-bis(3,4-etylenodioksytienylo)benzenu (BEDOT-B(OR)2). Monomery te można następnie łatwo polimeryzować elektrochemicznie lub chemicznie, aby uzyskać polimery, które są obiecującymi kandydatami do zastosowania w zastosowaniach biomedycznych.

Konwencjonalne metody przygotowania koloidalnych zawiesin polimerowych w roztworach wodnych do zastosowań biomedycznych zazwyczaj polegają na rozpuszczaniu dużych ilości polimerów, a następnie technikach nanoprecypitacji lub odparowywania emulsji i rozpuszczalnika. 21,22 W celu wytworzenia nanocząsteczek poli(BEDOT-B(OR)2) zademonstrowano podejście oddolne, w którym nanocząsteczki są syntetyzowane w procesie polimeryzacji emulsyjnej in situ. Polimeryzacja emulsyjna to proces, który jest łatwo skalowalny i jest stosunkowo szybką metodą przygotowania NP. 22 Badania z zastosowaniem polimeryzacji emulsyjnej do wytwarzania nanocząsteczek innych polimerów elektroaktywnych zostały opisane dla PPy i PEDOT. Na przykład 15,23,24 PEDOT NPs przygotowano przy użyciu natryskiwanej polimeryzacji emulsyjnej. 24 Metoda ta jest trudna do odtworzenia i zazwyczaj daje większe cząstki o rozmiarach mikronów. Protokół opisany w tym artykule bada zastosowanie metody sonikacji kropelkowej do powtarzalnego przygotowania nanocząsteczek polimerowych o długości fali 100 nm.

W tym protokole, elektroaktywne polimery dostosowane do pochłaniania światła w obszarze NIR, podobnie jak wcześniej opisywane poli(BEDOT-B(OR)2) są syntetyzowane i charakteryzowane, aby wykazać ich potencjał w urządzeniach elektrochromowych i jako środki PTT. Po pierwsze, opisano protokół syntezy monomerów poprzez sprzężenie Negishi. Monomery scharakteryzowano za pomocą spektroskopii NMR i UV-Vis-NIR. Opisano również otrzymywanie zawiesin koloidowych NP poprzez oksydacyjną polimeryzację emulsyjną w środowisku wodnym. Procedura opiera się na dwuetapowym procesie polimeryzacji emulsyjnej opisanym wcześniej przez Hana i wsp. , który stosuje się do różnych monomerów. Do kontroli monodyspersyjności NP stosuje się system dwóch środków powierzchniowo czynnych. Test żywotności komórek służy do oceny cytokompatybilności nanocząsteczek. Wreszcie, potencjał tych nanocząsteczek do działania jako przetworniki PTT jest wykazywany przez napromieniowanie laserem NIR.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uwaga: Przed użyciem zapoznaj się ze wszystkimi odpowiednimi kartami charakterystyki (SDS). Kilka odczynników używanych w tych syntezach jest potencjalnie niebezpiecznych. Prosimy o stosowanie wszystkich odpowiednich praktyk bezpieczeństwa, w tym środków ochrony osobistej (okulary ochronne, rękawice, fartuch laboratoryjny, długie spodnie i buty z zakrytymi palcami) oraz wykonywanie syntez w wyciągach. Lithiacja jest szczególnie niebezpieczna i powinna być wykonywana wyłącznie przez odpowiednio przeszkolone osoby pod nadzorem.

1. Synteza monomerów

Uwaga: Rysunek 1 pokazuje chemiczną drogę do przygotowania prekursorów i monomerów, których synteza jest opisana w sekcjach 1.2 - 1.5.

  1. Materiałów
    1. Oczyść EDOT zgodnie z wcześniejszym opisem. 25
    2. Rekrystalizować nadchloran tetrabutyloamoniowy (TBAP) z octanu etylu i suszyć w próżni przez 24 godziny. Miareczkować n-butyllit (nBuLi, 2,5 M w heksanach) zgodnie z opisem Hoye i wsp. 26 w ciągu 48 godzin przed użyciem w celu określenia rzeczywistego stężenia.
    3. Suszyć siarczan magnezu i węglan potasu w temperaturze 100 °C przez 24 godziny przed użyciem. Wszystkich innych substancji chemicznych użytych w tym protokole należy używać w takiej postaci, w jakiej zostały otrzymane.
  2. Synteza 1,4-dialkoksybenzenów
    Uwaga: Rysunek 1A przedstawia przygotowanie 1,4-diheksylokoksybenzenu przy użyciu 1-bromoheksanu.
    1. Wyposażyć suszoną w piekarniku kolbę z okrągłym dnem z trzema szyjkami w przegrodę, adapter wlotowy argonu i skraplacz wyposażony w adapter wylotu gazu podłączony do bełkotki. Dodaj mieszadło do kolby przed uszczelnieniem.
    2. Podłącz adapter wlotowy do linii Schlenk za pomocą rurki z poli(chlorku winylu) (PVC) i przepłucz kolbę okrągłodenną argonem.
    3. Dodać 12,5 g (113,5 mmol) hydrochinonu do kolby okrągłodennej i rozpuścić ją w 20 ml bezwodnego tetrahydrofuranu (THF), mieszając.
    4. Oddzielnie rozpuścić 14 g (250 mmol) KOH w 30 ml etanolu w kolbie okrągłodennej z pojedynczą szyjką i mieszać aż do rozpuszczenia.
    5. Po rozpuszczeniu powoli dodawać roztwór KOH do kolby okrągłodennej z trzema szyjkami za pomocą strzykawki. Pozostaw mieszaninę do mieszania przez 1 godzinę.
    6. Po 1 godzinie dodać 250 mmol 1-bromoalkanu do mieszaniny reakcyjnej.
    7. Podgrzewać mieszaninę reakcyjną pod chłodnicą zwrotną przez 24 godziny, mieszając pod argonem.
    8. Po 24 godzinach pozostawić mieszaninę reakcyjną do ostygnięcia do temperatury pokojowej i dodać 15 ml wody demineralizowanej i 10 ml dichlorometanu.
    9. Przenieść mieszaninę do rozdzielacza. Odizoluj warstwę organiczną i umyj ją trzykrotnie 10 ml wody DI.
    10. Suszyć warstwę organiczną na 15 gMgSO4 przez 15 min.
    11. Usunąć MgSO4 poprzez filtrację próżniową przez bibułę filtracyjną.
    12. Usunąć rozpuszczalnik z przefiltrowanego roztworu za pomocą wyparki obrotowej w temperaturze 50 °C i 21 kPa, aby otrzymać 1,4-dialkoksybenzen w postaci surowego białego ciała stałego.
    13. Rekrystalizuj surowy produkt, dodając tylko tyle gorącego etanolu, aby rozpuścić produkt. Po rozpuszczeniu umieścić w łaźni lodowej w celu wywołania krystalizacji.
    14. Zebrać kryształy poprzez filtrację próżniową przez bibułę filtracyjną i przemyć zimnym etanolem.
    15. Suszyć kryształy w próżni przez 24 godziny w temperaturze pokojowej i przechowywać je pod argonem do dalszego użycia. W wyniku tej procedury powstaje 1,4-diheksyloksybenzen.
    16. Scharakteryzować produkt za pomocą spektroskopii temperatury topnienia oraz 1 H i 13C NMR. 27 Rozdział 27
  3. Synteza 1,4-dialkoksybenzenów zawierających grupy estrowe
    Uwaga: Rysunek 1B przedstawia drogę chemiczną otrzymywania 1,4-dialkoksybenzenu przy użyciu 4-bromobutanianu etylu.
    1. Wyposażyć suszoną w piecu kolbę okrągłodenną z trzema szyjkami w przegrodę, adapter wlotowy argonu i skraplacz wyposażony w szklany adapter wylotowy podłączony do bełkotki. Dodaj mieszadło do kolby przed uszczelnieniem.
    2. Podłącz adapter dopływowy do linii Schlenk za pomocą rurki PVC i przedmuchnij argonem.
    3. Odważyć 1,88 g (93,5 mmol) KI i 15,69 g (93,3 mmol)K2CO3 i dodać do kolby okrągłodennej.
    4. Dodać 25 ml bezwodnego N,N-dimetyloformamidu (DMF) i mieszać, aż sole się rozpuszczą.
    5. Po rozpuszczeniu dodać 2,5 g (18,7 mmol) hydrochinonu do mieszaniny reakcyjnej i pozostawić reakcję do mieszania aż do rozpuszczenia.
    6. Gdy wszystkie ciała stałe zostaną rozpuszczone, dodać 46,8 mmol bromoalkanianu alkilu; podgrzewać mieszaninę reakcyjną pod chłodnicą zwrotną przez 24 godziny pod argonem, ciągle mieszając.
    7. Zdjąć mieszaninę reakcyjną z ognia i pozostawić do ostygnięcia do temperatury pokojowej.
    8. Przenieść mieszaninę reakcyjną do rozdzielacza i dodać wodę (20 ml) i octan etylu (20 ml) w celu ekstrakcji warstwy organicznej. Odizoluj warstwę organiczną i umyj ją trzykrotnie wodą (porcje 20 ml).
    9. Suszyć warstwę organiczną na 15 gMgSO4 przez 15 min. Po wysuszeniu usunąćMgSO4 z mieszaniny poprzez filtrację próżniową przez bibułę filtracyjną.
    10. Usunąć rozpuszczalnik za pomocą wyparki obrotowej w temperaturze 100 °C i ciśnieniu 21 kPa. Suszyć surowy produkt w próżni w temperaturze RT O/N.
    11. Rekrystalizuj produkt, dodając tylko tyle gorącego etanolu, aby rozpuścić całe ciało stałe. Po rozpuszczeniu kolbę schłodzić w lodzie i pozostawić do powstania kryształów. Zebrać produkt przez filtrację próżniową i przemyć zimnym etanolem.
    12. Suszyć kryształy w próżni w temperaturze pokojowej przez 24 godziny i przechowywać pod argonem do czasu dalszego użycia. W wyniku tej procedury powstaje 1,4-bis(etylobutanoyloksy)benzen.
    13. Scharakteryzować produkt za pomocą spektroskopii temperatury topnienia oraz 1 H i 13C NMR. 28
  4. Synteza 1,4-dialkoksy-2,5-dibromobenzenów
    Uwaga: Szlak chemiczny otrzymywania 1,4-dialkoksy-2,5-dibromobenzenów przedstawiono na rysunkach 1A i 1B.
    1. Założyć suchą kolbę okrągłodenną z trzema szyjkami z wlotem argonu, lejkiem do dodawania o stałym ciśnieniu zakrytym szklanym korkiem lub przegrodą oraz wylotem podłączonym do plastikowej rurki wyposażonej w odwrócony szklany lejek zawieszony nad 1 M roztworem NaOH.
    2. W tej kolbie okrągłodennej rozpuścić 218 mmol 1,4-dialkoksybenzenu w dichlorometanie (15 ml).
    3. Oddzielnie dodać 12 ml (598 mmol) Br2 do kolby o pojemności 250 ml i rozcieńczyć dichlorometanem (12 ml).
    4. Przenieść roztwór Br2/dichlorometanu do lejka do dodawania o stałym ciśnieniu. Dodawać roztwór Br2 kroplami do kolby okrągłodennej z trzema szyjkami, mieszając pod argonem przez 2 godziny.
    5. Po całkowitym dodaniu pozwól, aby reakcja wymieszała O/N pod ciągłym przepływem argonu.
    6. Ugasić reakcję, dodając wodę DI (20 ml) i wlać mieszaninę do rozdzielacza
      7. rozdzielającego.
    7. Odizoluj warstwę organiczną i przemyj trzykrotnie wodą DI (porcje 20 ml). Suszyć warstwę organiczną na 15 gMgSO4 przez 15 min.
    8. UsunąćMgSO4 przez filtrację próżniową przez bibułę filtracyjną i usunąć rozpuszczalnik za pomocą wyparki obrotowej w temperaturze 75 °C i 21 kPa.
    9. Oczyść surowy 1,4-dialkoksy-2,5-dibromobenzen, dodając tylko tyle gorącego etanolu, aby rozpuścić całe ciało stałe. Po rozpuszczeniu kolbę schłodzić w lodzie i pozostawić do powstania kryształów. Zebrać produkt przez filtrację próżniową i przemyć zimnym etanolem.
    10. Oczyszczony produkt wysuszyć w próżni w temperaturze RT O/N; przechowywać w atmosferze argonu.
    11. Scharakteryzować produkt za pomocą spektroskopii temperatury topnienia oraz 1 H i 13C NMR. Pytania z dnia 27,28
      12. na drugi guzik
  5. Sprzężenie Negishi 1,4-dialkoksy-2,5-dibromobenzenów z 3,4-etylenodioksytiofenem (EDOT)
    Uwaga: Rysunek 1C przedstawia sprzężenie Negishi 1,4-dialkoksy-2,5-dibromobenzenów z EDOT w celu utworzenia monomerów M1 i M2.
    1. Zamontuj czystą kolbę okrągłodenną z trzema szyjkami z przegrodą, skraplacz wyposażony w adapter sterowania przepływem wlotowym podłączony do argonu oraz adapter sterowania przepływem wylotowym gazu podłączony do bełkotki.
    2. Podłącz adapter dopływowy do linii Schlenk za pomocą grubościennej rurki PVC. Rozpocząć wlewanie argonu do kolby reakcyjnej przez kilka minut.
    3. Za pomocą palnika Bunsena wysusz urządzenie na płomieniu w próżni i trzykrotnie przedmuchnij argonem, aby zapewnić środowisko pozbawione powietrza.
    4. Odważyć 1,07 g (10 mmol) oczyszczonego EDOT i dodać do kolby reakcyjnej za pomocą strzykawki wprowadzonej przez przegrodę. Rozcieńczyć EDOT bezwodnym THF (20 ml) i wymieszać pod argonem.
    5. Schłodzić kolbę zawierającą roztwór EDOT w kąpieli suchego lodu i acetonu przez 15 minut w temperaturze -78 °C.
    6. Po 15 minutach powoli dodawać kroplami 11 mmol nBuLi do roztworu heksanów, utrzymując temperaturę -78 °C. Mieszać reakcję w temperaturze -78 °C przez 1 godz.
      Uwaga: Dokładne stężenie nBuLi należy określić przez miareczkowanie przed użyciem, zgodnie z sekcją 1.1.
    7. Po 1 godzinie mieszania usuń kąpiel suchego lodu i acetonu.
    8. Natychmiast po wyjęciu z kąpieli dodać kroplami 14,13 ml 1,0 M roztworu ZnCl2 . Pozwól reakcji postępować przez 1 godzinę, mieszając w temperaturze pokojowej.
    9. Po 1 godzinie mieszania dodać 4 mmol 1,4-dialkoksy-2,5-dibromobenzenu i 0,08 mmol tetrakis(trifenylofosfiny)palladu(0) do mieszaniny reakcyjnej.
    10. Podgrzać mieszaninę reakcyjną pod chłodnicą zwrotną (70 °C) w kąpieli olejowej.
    11. Śledzić postęp reakcji za pomocą chromatografii cienkowarstwowej (TLC): Pobierać małe (0,2 ml) porcje mieszaniny reakcyjnej dziennie za pomocą strzykawki i wytrącać w 2 ml 1 M HCl. Ekstrahować za pomocą 2 ml CHCl3 i nakrawać ekstrakt na płytce krzemionkowej TLC obok plamek roztworów EDOT i odpowiedniego 1,4-dialkoksy-2,5-dibromobenzenu. Elute octanem etylu w stosunku 60:40:heksan.
    12. Po zakończeniu reakcji pozostawić mieszaninę reakcyjną do ostygnięcia do temperatury pokojowej. Ugasić reakcję, dodając 10 ml 1 M HCl, a następnie dodając dichlorometan (20 ml).
    13. Przenieść do rozdzielacza i wyizolować warstwę organiczną.
    14. Umyj warstwę organiczną wodą DI, aż woda do mycia przestanie być kwaśna. Przetestuj kwasowość wody do mycia za pomocą bibuły pH.
    15. Wysuszyć warstwę organiczną na 15 gMgSO4, przefiltrować i usunąć rozpuszczalnik za pomocą wyparki obrotowej w temperaturze 50 °C i 21 kPa, aby otrzymać surowy monomer przedłużonej koniugacji (M1 lub M2) w postaci żółto-pomarańczowego ciała stałego.
    16. Rekrystalizować surowy produkt przy użyciu gorącego roztworu 3:1 etanol:benzen dla M1 lub 7:2 heksanu:benzenu dla M2. Dodaj tylko tyle gorącej mieszaniny rozpuszczalnika, aby rozpuścić ciało stałe. Po rozpuszczeniu kolbę schłodzić w lodzie i pozostawić do powstania kryształów. Zebrać produkt przez filtrację próżniową i przemyć zimnym etanolem.
    17. Suszyć produkt w próżni przez 24 godziny w temperaturze pokojowej. Przechowywać w ciemności pod argonem.
    18. Scharakteryzować produkt za pomocą spektroskopii temperatury topnienia oraz 1 H i 13C NMR. Rozdział 18

2. Elektrochemia

  1. Elektropolimeryzacja
    1. W kolbie miarowej o pojemności 50 ml przygotować 100 mM roztwór elektrolitu nadchloranu tetrabutyloamonu (TBAP) w bezwodnym acetonitrylu (CH3CN).
    2. W kolbie miarowej o pojemności 10 ml przygotować roztwór monomeru (M1 lub M2) o stężeniu 10 mM, używając 100 mM roztworu CN 100 mM TBAP/CH 3CN jako rozcieńczalnika.
    3. Dodaj srebrny drut (elektroda pseudoreferencyjna) i platynową flagę (przeciwelektroda) do wysuszonego w piecu ogniwa elektrochemicznego.
    4. Włóż świeżo wypolerowany platynowy guzik (średnica 2mm2) do użycia jako elektroda robocza. Upewnij się, że spód platynowej elektrody guzikowej nie dotyka dolnej części ogniwa elektrochemicznego.
    5. Napełnij ogniwo elektrochemiczne wystarczającą ilością roztworu elektrolitu monomeru, aby upewnić się, że końcówki wszystkich trzech elektrod są zanurzone w roztworze.
    6. Odpowietrzaj roztwór przez 5 minut, delikatnie bulgocząc argon przez igłę zanurzoną w roztworze.
    7. Podnieś igłę 2 mm nad roztwór i kontynuuj przepływ argonu przez cały czas trwania eksperymentu, aby utrzymać powłokę argonową nad roztworem.
    8. Podłącz elektrody do potencjostatu i rozpocznij polimeryzację, pięciokrotnie zmieniając przyłożony potencjał z szybkością przemiatania 100 mV/s i w zakresie potencjału od -1,5 V do +1,0 V.
    9. Rejestruj prąd wyjściowy podczas tego procesu, aby wygenerować cykliczne woltammogramy .
  2. Elektrochemia polimerów
    1. Po osadzeniu folii polimerowej na platynowej elektrodzie roboczej guzika, wyjmij wszystkie elektrody z roztworu elektrolitu monomeru i delikatnie spłucz roztworem elektrolitu bez monomeru (3 ml).
    2. Dodaj elektrody do czystego ogniwa elektrochemicznego i dodaj tyle roztworu elektrolitu bez monomerów, aby upewnić się, że końcówki wszystkich trzech elektrod są zanurzone w roztworze.
    3. Podłącz elektrody do potencjostatu. Dwukrotnie należy cyklicznie włączyć potencjał z szybkością przemiatania 50 mV/s i w zakresie potencjału od -1,5 V do +1,0 V.
    4. Powtórz eksperyment przy 100, 200, 300 i 400 mV/s. Rejestruj prąd wyjściowy podczas każdego eksperymentu, aby wygenerować cykliczne woltammogramy.
  3. Przygotowanie folii elektropolimeryzowanych do spektroskopii UV-vis-NIR i badań fototermicznych
    1. Przygotować folie polimerowe zgodnie z opisem w sekcji 2.1 powyżej, tym razem używając szkiełka stałego pokrytego tlenkiem indu cyny (ITO) jako elektrody roboczej. Hoduj folie polimerowe w ciągu 5 cykli z szybkością skanowania 100 mV/s.
    2. Po osadzeniu polimeru wyjąć elektrody z roztworu monomeru i spłukać acetonitrylem (5 ml).
    3. Przechowywać film polimerowy w acetonitrylu przed badaniami spektroskopowymi.

3. Przygotowanie NP

Rysunek 2 pokazuje schemat procesu używanego do przygotowania NP poprzez polimeryzację emulsyjną.

  1. Przygotować 1 ml roztworu 2% (m/v) kwasu poli(4-styrenosulfonowego-kwasu ko-maleinowego) (PSS-co-MA) w wodzie w szklanej fiolce. Dodaj małe mieszadło magnetyczne do fiolki. To jest faza wodna.
  2. Przygotować 100 μl 16 mg/ml roztworu monomeru w chloroformie w probówce do mikrowirówki.
  3. Przygotować roztwór organiczny, rozpuszczając 0,03 g kwasu dodecylobenzenosulfonowego (DBSA) w 100 μl roztworu monomeru. Roztwór organiczny należy mieszać za pomocą automatycznego mieszalnika wirowego przez 30-60 minut, aby zapewnić jednorodność roztworu.
  4. Dodawać fazę organiczną do fazy wodnej kroplami w porcjach po 10 μl, mieszając mieszadłem magnetycznym, aż do wykorzystania pełnej objętości roztworu organicznego. Pozostaw na 60 sekund mieszania między dodaniami.
  5. Dodać 2 ml wody, aby rozcieńczyć mieszaninę. Wyjąć mieszadło z fiolki.
  6. Sonikować emulsję za pomocą sonografu sondowego przez łącznie 20 sekund w odstępach 10-sekundowych przy amplitudzie 30%, zanurzając fiolkę w łaźni lodowej.
  7. Wyjąć fiolkę z próbką z łaźni lodowej, wymienić mieszadło i kontynuować mieszanie emulsji.
  8. Dodać 3,8 μl 100 mg/ml roztworu FeCl3 w wodzie do emulsji monomeru. Pozwól polimeryzacji zachodzić przez 1 godzinę, ciągle mieszając. W tym protokole uzyskuje się NP polimeru stabilizowanego PSS-co-MA.
  9. Usunąć zawiesinę NP z płytki mieszającej i przenieść do probówek wirówkowych o pojemności 7 ml. Odwirować zawiesinę o stężeniu 75 600 x g przez 3 minuty; Odzyskać supernatant i odrzucić osad.
  10. Sterylizuj supernatant przez 24 godziny za pomocą rurki dializacyjnej o masie cząsteczkowej 100 kDa (MWCO).

4. Folie polimerowe i charakterystyka NP

Uwaga: Scharakteryzuj folie polimerowe i NP za pomocą spektroskopii UV-Vis-NIR, a NP-NP za pomocą dynamicznego rozpraszania światła, analizy potencjału zeta i mikroskopii elektronowej.

  1. Oznaczanie absorpcji polimerów w widmie UV-Vis-NIR29
    1. Zawiesiny NP: Przenieś zawiesinę do kuwety kwarcowej i uzyskaj widmo od 300 do 1,000 nm w odstępie między skanami 5 nm.
    2. Utlenione folie polimerowe: Przenieś szkiełko szklane ITO pokryte polimerem do kuwety kwarcowej i napełnij kuwetę bezwodnym acetonitrylem. Dodać 2 krople 100 mg/ml roztworu FeCl3 w CHCl3 do acetonitrylu i wymieszać, aby upewnić się, że film polimerowy jest całkowicie utleniony. Uzyskaj widmo od 300 do 1 000 nm przy interwale skanowania 5 nm.
    3. Zredukowane folie polimerowe: Przenieś szkiełko szklane ITO pokryte polimerem do kuwety i napełnij kuwetę bezwodnym acetonitrylem. Dodaj jedną kroplę hydrazyny do płynu i wymieszaj, aby upewnić się, że film polimerowy jest całkowicie zredukowany. Uzyskaj widmo od 300 do 1 000 nm przy interwale skanowania 5 nm.
  2. Oznaczanie wielkości NP za pomocą dynamicznego rozpraszania światła (DLS)30
    1. Włącz instrument DLS i pozwól mu się rozgrzać przez 15 minut.
    2. Rozcieńczyć zawiesinę NP w wodzie do stężenia 0,01 mg/ml i umieścić w jednorazowej kuwecie polistyrenowej.
    3. Umieść kuwetę w czytniku i rozpocznij pomiar.
  3. Oznaczanie potencjału NP Zeta31
    1. Włącz instrument potencjału zeta i pozwól mu się rozgrzać przez 30 minut.
    2. Przygotować próbkę, rozcieńczając 200 μl zawiesiny NP w 800 μl 10 mM roztworu KCl.
    3. Napełnij jednorazową kuwetę polistyrenową 700 μl próbki.
    4. Włóż ogniwo elektrody potencjału zeta do próbki, upewniając się, że żadne pęcherzyki nie są uwięzione między elektrodami lub na ścieżce światła laserowego.
    5. Włóż kuwetę do przyrządu i postępuj zgodnie z instrukcjami oprogramowania, aby uruchomić pomiar.
  4. Oznaczanie wielkości NP za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM)32
    1. Odlać 10 μl zawiesiny NP na płytki krzemowe i pozostawić do wyschnięcia.
    2. Napyl wysuszone NP 2 nm irydu.
    3. Obrazować próbki w odległości roboczej 5 mm i przy napięciu 5 kV.

5. Zbadaj cytokompatybilność NPs

Uwaga: Wszystkie manipulacje komórkami powinny być przeprowadzane w komorze bezpieczeństwa biologicznego (kaptur z przepływem laminarnym), aby zapobiec skażeniu komórek bakteriami, drożdżami lub grzybami z otoczenia i chronić użytkownika przed potencjalnie zakaźnymi chorobami. Wszystkie roztwory i materiały używane z komórkami powinny być sterylne. Stosuj odpowiednie techniki aseptycznych hodowli komórkowych.

  1. Hodowla komórek raka jajnika SKOV-3 w kolbach T75 w temperaturze 37 °C w inkubatorze CO2 (5% CO2 ) przy użyciu zmodyfikowanego podłoża Eagle (DMEM) firmy Dulbecco uzupełnionego 10% płodową surowicą bydlęcą jako pożywką wzrostową.
  2. Komórki nasienne o gęstości komórek 5 000 komórek/basenik umieścić na 96-dołkowej płytce i inkubować przez 24 godziny w temperaturze 37 °C w inkubatorze CO2 .
  3. Bezpośrednio przed użyciem zawiesinę NP należy rozcieńczyć w pełnej pożywce o stężeniu 1 mg/ml.
  4. Przefiltrować zawiesiny NP, przechodząc przez sterylny filtr 0,2 μm i rozcieńczyć do pożądanych stężeń ekspozycyjnych (2–500 μg/ml) pełną pożywką wzrostową uzupełnioną 1% penicyliną/streptomycyną.
  5. Usunąć pożywkę z każdej z pożywek na płytce 96-dołkowej przez delikatne pipetowanie i zastąpić 100 μl zawiesin NP o różnych stężeniach ekspozycji lub 100 μl pożywki wolnej od NP dla kontroli cytokompatybilności zarówno dodatniej, jak i ujemnej. Wykorzystaj 6 duplikatów studni na warunek.
  6. Bezpośrednio przed kolejnym krokiem należy przygotować 0,5 mg/ml roztwór bromku 3-(4,5-dimetylotiazol-2-ylo)-2,5-difenylotetrazolu (MTT) w DMEM wolnym od czerwieni fenolowej. Sterylny roztwór MTT przefiltrować przez sterylny filtr 0,2 μm.
  7. Po pozostawieniu nanocząsteczek do inkubacji z komórkami przez żądany okres czasu (zwykle 24 lub 48 godzin), należy usunąć zawiesiny NP, ostrożnie odpipetowując.
  8. W zależności od stanu należy natychmiast wymienić nośnik na następujące:
    1. W celu kontroli ujemnej cytozgodności dodać 100 μl metanolu do każdego z 6 dołków i pozostawić na co najmniej 5 minut. Po poddaniu działaniu metanolu należy zastąpić metanol 100 μl sterylnie przefiltrowanego roztworu MTT o stężeniu 0,5 mg/ml w DMEM wolnym od czerwieni fenolowej.
    2. W przypadku próbek poddanych kontroli dodatniej i NP należy zastąpić pożywkę 100 μl sterylnie przefiltrowanego roztworu MTT o stężeniu 0,5 mg/ml w DMEM wolnym od czerwieni fenolowej.
  9. Inkubować komórki przez 2 do 4 godzin w inkubatorze. Po inkubacji zbadaj komórki pod mikroskopem, aby sprawdzić, czy nie tworzą się kryształy formazanu.
  10. Ostrożnie usunąć roztwór MTT przez pipetowanie i zastąpić go 100 μl dimetylosulfotlenku (DMSO).
  11. Umieść 96-dołkową płytkę na shakerze i mieszaj przez kilka minut, aby zachęcić do rozpuszczenia kryształów formazanu.
  12. Zmierzyć absorbancję każdego dołka przy 590 nm (szczytowa absorbancja produktu formazanu) i 700 nm (linia podstawowa).
  13. Odjąć absorbancję próbki przy długości fali 700 nm (linia podstawowa) od absorbancji przy długości fali 590 nm dla każdej studzienki.
  14. Znormalizować skorygowaną absorbancję, dzieląc ją przez średnią z kontroli dodatniej i przeliczyć na wartość procentową, mnożąc przez 100.
  15. Określ średni procent żywotności i odchylenie standardowe dla każdego warunku.

6. Badania transdukcji fototermicznej

Uwaga: W tej pracy wykorzystano system laserowy opisany wcześniej przez Pattaniego i Tunell'a. 33 Rozdział 33

  1. Transdukcja fototermiczna zawiesin NP
    1. Rozcieńczyć NP w wodzie DI do interesującego stężenia.
    2. Dodać 100 μl zawiesiny NP do dołka z 96-dołkową płytką. Umieścić płytkę studzienkową na płycie grzejnej utrzymywanej w temperaturze 25 °C.
    3. Włącz zasilanie lasera i pozwól mu się rozgrzać przez kilka minut. W tym badaniu zastosowano sprzężoną światłowodem diodę laserową 808 nm o mocy do 1 W.
    4. Skieruj wiązkę laserową w kierunku stolika na próbkę za pomocą światłowodu. Użyj wypukłej soczewki, aby skierować wiązkę lasera do żądanego rozmiaru plamki.
    5. Zmierz moc wyjściową za pomocą standardowego miernika mocy i ustaw na moc 1 W/cm2.
    6. Włącz kamerę na podczerwień (kamera termowizyjna InSb (FLIR Systems SC4000)) i ustaw punkt zainteresowania (ROI), aby odczytać temperaturę punktu 6 mm, w którym skupia się laser.
    7. Umieść interesującą Cię studnię w ognisku wiązki laserowej. Zanotować temperaturę podstawową próbki. Włącz laser i naświetlaj studnię w sposób ciągły przez 5 minut, jednocześnie rejestrując temperaturę.
    8. Po 5 minutach wyłącz laser i kontynuuj rejestrowanie temperatury studni, aż ostygnie z powrotem do początkowej temperatury bazowej.
      Uwaga: Podgrzej i schłodzić każde zawieszenie trzy razy i oblicz średnią zmianę temperatury w czasie. Stosować wodę demineralizowaną o temperaturze 25 °C zamiast zawiesiny NP jako kontrolę ujemną dla konwersji fototermicznej.
  2. Transdukcja fototermiczna folii polimerowych
    1. Przenieść szkiełko szkiełkowe ITO pokryte polimerem na płytę grzejną utrzymywaną w temperaturze 25 °C.
    2. Włącz zasilanie lasera i pozwól mu się rozgrzać przez kilka minut. W tym badaniu zastosowano sprzężoną światłowodem diodę laserową 808 nm o mocy do 1 W.
    3. Skieruj wiązkę laserową w kierunku stolika na próbkę za pomocą światłowodu. Użyj wypukłej soczewki, aby skierować wiązkę lasera do żądanego rozmiaru plamki.
    4. Zmierz moc wyjściową za pomocą standardowego miernika mocy i ustaw na moc 1 W/cm2.
    5. Włącz kamerę na podczerwień (kamera termowizyjna InSb (FLIR Systems SC4000)) i ustaw punkt zainteresowania (ROI), aby odczytać temperaturę punktu 6 mm, w którym skupia się laser.
    6. Umieść film w ognisku wiązki laserowej. Zanotować temperaturę podstawową próbki. Włącz laser i naświetlaj próbkę w sposób ciągły przez 5 minut, rejestrując temperaturę.
    7. Po 5 minutach wyłącz laser i kontynuuj rejestrowanie temperatury próbki, aż ostygnie z powrotem do początkowej temperatury bazowej.
      Uwaga: Podgrzej i schłodzić każdą folię trzy razy i oblicz średnią zmianę temperatury w czasie. Użyć nieosłoniętego szkiełka ITO w temperaturze 25 °C jako kontroli ujemnej do konwersji fototermicznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół reakcji, w wyniku którego powstają M1 i M2, pokazano na rysunku 1. Monomery można scharakteryzować za pomocą spektroskopii 1H i 13C NMR, temperatury topnienia i analizy pierwiastkowej. Widmo 1H NMR dostarcza informacji dotyczących łączności atomów i ich środowisk elektronicznych; W związku z tym jest rutynowo używany do sprawdzania, czy reakcje zostały zakończone pomyślnie. Reakcje sprzęgania Negishiego polegają na sprzęgnięciu pi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ramach tej pracy zsyntetyzowano elektroaktywne polimerowe NP-y jako potencjalne środki PTT w leczeniu raka. Opisano otrzymywanie nanocząsteczek, rozpoczynając od syntezy monomerów, po której następuje polimeryzacja emulsyjna. Podczas gdy otrzymywanie nanocząsteczek przy użyciu polimerów elektroaktywnych, takich jak EDOT i pirol, zostało opisane wcześniej, w niniejszym artykule opisano otrzymywanie polimerowych nanocząsteczek rozpoczynając od unikalnych monomerów o przedłużonej koniugacji, wykazując, że proces ten można...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została częściowo sfinansowana przez Texas Emerging Technology Fund (Startup to TB), Texas State University Research Enhancement Program, Texas State University Doctoral Research Fellowship (do TC), NSF Partnership for Research and Education in Materials (PREM, DMR-1205670), The Welch Foundation (AI-0045) oraz National Institutes of Health (R01CA032132).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Platynowa elektroda robocza o średnicy 2 mmCH InstrumentyCH102Wypolerowane bardzo drobnym papierem ściernym
3,4-etylenodioksytiofenSigma-Aldrich483028Oczyszczone przez destylację próżniową
Bromek 3-(4,5-dimetylotiazol-2-ylo)-2,5-difenylotetrazolu (MTT) 98%Alfa AesarL11939
505 Dysmembrator sonicznyFisher Nauka i handel;  FB505110końcówka 1/8" i o wartości 500  waty
808 nmdioda laserowa ThorLabsL808P1WJZnamionowa 1 W
Acetonitryl bezwodny 99%Acros61022-0010
Avanti J-26 XPIBeckman Coulter393127
Bromoheksan, 98%MP Biomedycyna202323
Dializa (100 000)MWCO SpectrumLabsG235071
Dimetylosulfotlenek 99% (DMSO)BDHBDH1115
Dimetyloformamid bezwodny (DMF) 99%Acros326870010
Dodecyl benzenosulfonian (DBSA) TCID0989
Dulbecco" s zmodyfikowany nośnik orła (DMEM) Corning10-013 CV
EMS 150 TES Powlekarka do napylaniaMikroskopia elektronowa Nauki
Etanol (EtOH) 100%BDHBDH1156
4-bromomaślan etylu (98%)Acros173551000
Octan etylu 99%FisherUN1173
Płodowa surowica bydlęca (FBS)Corning35-010-CV
Helios NanoLab 400FEI
HeksanFisherH306-4
Kwas solny (HCl)FisherA142-212
Hydrochinon 99,5%Acros120915000
Hydrozine bezwodny 98%Sigma-Aldrich215155
Tlenek indu i cyny (ITO) powlekany galssDelta TechnologiesCG-41IN-CUV4-8 Ω/sq
Chlorek żelaza 97% FeCl3Sigma-Aldrich157740
Siarczan magnezu (MgSO4)Fisher593295suszony w 100 ° C
SKOV-3ATCCHTB-26
MetanolBDHBHD1135
n-butlit (2,5 M) Sigma-Aldrich230707Piroforyczny
poli(kwas styrenosulfoniano-ko-jabłkowy) (PSS-co-MA) 20 000 MWSigma-Aldrich434566
Węglan potasuSigma-Aldrich209619suszony w temperaturze 100 ° C
Wodorotlenek potasuAlfa AesarA18854
Jodek potasuFisherP410-100
RO-5 mieszadłoIKA-Werke
SC4000 Kamera na podczerwieńFLIR
Synergy H4 Czytnik hybrydowyBiotek
Nadchloran tetrabutyloamonu (TBAP) 99%Sigma-Aldrich3579274Oczyszczony przez rekrystalizację w octanie etylu
Tetrahydrofuran bezwodny (THF) 99%Sigma-Aldrich401757
tetrakis(trifenylofosfina) pallad(0)Sigma-Aldrich216666Termomikser wrażliwy na wilgoć
Eppendorf
USB potencjostat/galwanostatWaveNowAFTP1
Zetasizer Nano ZsMalvern175°
Chlorek (1 M) ZnCl2Acros370057000
Układ optyczny

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Irvin, J., Irvin, D., Stenger-Smith, J. Electrically active polymers for use in batteries and supercapacitors. Handbook of Conducting Polymers. , (2007).
  2. Amb, C. M., Dyer, A. L., Reynolds, J. R. Navigating the color palette of solution-processable electrochromic polymers. Chemistry of Materials. 23 (3), 397-415 (2011).
  3. Beaujuge, P. M., Reynolds, J. R. Color control in pi-conjugated organic polymers for use in electrochromic devices. Chemical Reviews. 110 (1), 268-320 (2010).
  4. Ananthakrishnan, N., Padmanaban, G., Ramakrishnan, S., Reynolds, J. R. Tuning polymer light-emitting device emission colors in ternary blends composed of conjugated and nonconjugated polymers. Macromolecules. 38 (18), 7660-7669 (2005).
  5. Zhu, Y., Otley, M. T., et al. Neutral color tuning of polymer electrochromic devices using an organic dye. Chemical Communications, Cambridge, England. 50 (60), 8167-8170 (2014).
  6. Kline, W. M., Lorenzini, R. G., Sotzing, G. A. A review of organic electrochromic fabric devices. Coloration Technology. 130 (2), 73-80 (2014).
  7. Gerard, M., Chaubey, A., Malhotra, B. D. Application of conducting polymer to biosensors. Biosensors & Bioeletronics. 17, 345-359 (2002).
  8. Abidian, M. R., Kim, D. -H., Martin, D. C. Conducting-polymer nanotubes for controlled drug release. Advanced materials. 18 (4), 405-409 (2006).
  9. Ge, D., Qi, R., et al. A self-powered and thermally-responsive drug delivery system based on conducting polymers. Electrochemistry Communications. 12 (8), 1087-1090 (2010).
  10. George, P. M., LaVan, D. A., Burdick, J. A., Chen, C. -Y., Liang, E., Langer, R. Electrically controlled drug delivery from biotin-doped conductive polypyrrole. Advanced Materials. 18 (5), 577-581 (2006).
  11. Li, Y., Neoh, K. G., Kang, E. T. Controlled release of heparin from polypyrrole-poly(vinyl alcohol) assembly by electrical stimulation. Journal of biomedical materials research. Part A. 73 (2), 171-181 (2005).
  12. Svirskis, D., Travas-Sejdic, J., Rodgers, A., Garg, S. Electrochemically controlled drug delivery based on intrinsically conducting polymers. Journal of controlled release: official journal of the Controlled Release Society. 146 (1), 6-15 (2010).
  13. Cheng, L., Yang, K., Chen, Q., Liu, Z. Organic stealth nanoparticles for highly effective in vivo near-infrared photothermal therapy of cancer. ACS Nano. 6 (6), 5605-5613 (2012).
  14. Chougule, M. A. Synthesis and characterization of polypyrrole (PPy) thin films. Soft Nanoscience Letters. 01 (01), 6-10 (2011).
  15. Yang, K., Xu, H., Cheng, L., Sun, C., Wang, J., Liu, Z. In vitro and in vivo near-infrared photothermal therapy of cancer using polypyrrole organic nanoparticles. Advanced materials. 24 (41), 5586-5592 (2012).
  16. Diniz, S. N., Sosnik, A., Mu, H., Valduga, C. J. Nanobiotechnology. BioMed research international. 2013, (2013).
  17. Weissleder, R. A Clearer Vision for in vivo Imaging. Nature Biotechnology. , (2001).
  18. Irvin, J., Reynolds, J. Low-oxidation-potential conducting polymer: alternating substituted para-phenylene and 3,4-ethylenedioxythiophene repeat units. Polymer. 39 (11), 2339-2347 (1998).
  19. Yang, Y., Oldenhius, N., Buchwald, S. Mild and general condition for Negishi cross-coupling enabled by the use of palladacycle percatalysts. Angew Chem. 29 (6), 997-1003 (2012).
  20. Negishi, E., Hu, Q., Huang, Z., Qian, M., Wang, G. The Negishi Coupling: an update: Enantiopure sulfoxides and sulfinamides. New products from Aldrich R & D. Aldrichchimica Acta. 38 (3), (2005).
  21. Bilati, U., Allémann, E., Doelker, E. Development of a nanoprecipitation method intended for the entrapment of hydrophilic drugs into nanoparticles. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 24 (1), 67-75 (2005).
  22. Nagavarma, B. V. N., Yadav, H. K. S., Ayaz, A., Vasudha, L. S., Shivakumar, H. G. Different techniques for preparation of polymeric nanopaticles-A review. Asian Journal of Pharaceutical and Clinical Research. 5 (3), 16-23 (2012).
  23. Vaitkuviene, A., Kaseta, V., et al. Evaluation of cytotoxicity of polypyrrole nanoparticles synthesized by oxidative polymerization. Journal of Hazardous Materials. 250-251, 167-174 (2013).
  24. Han, Y. K., Yih, J. N., et al. Facile synthesis of aqueous-dispersible nano-PEDOT:PSS-co-MA core/shell colloids through spray emulsion polymerization. Macromolecular Chemistry and Physics. 212 (4), 361-366 (2011).
  25. Winkel, K. L., Carberry, J. R., Irvin, J. A. Synthesis and electropolymerization of 3,5-bis-(3,4-ethylenedioxythien-2-yl)-4,4-dimethyl isopyrazole: A donor-acceptor-donor monomer. Journal of the Electrochemical Society. 160 (8), G111-G116 (2013).
  26. Hoye, T., Eklov, B., Voloshin, M. No-D NMR spectroscopy as a convenient method for titering. Organic Letters. 6 (15), 2567-2570 (2004).
  27. Umezawa, K., Oshima, T., Yoshizawa-Fujita, M., Takeoka, Y., Rikukawa, M. Synthesis of hydrophilic-hydrophobic block copolymer ionomers based on polyphenylenes. ACS Macro Letters. 1 (8), 969-972 (2012).
  28. Tao, Z., Fan, H., Zhou, J., Jin, Q. Conjugated polyelectrolyte with pendant caboxylate groups: synthesis, photophysics, and pH responses in the presence of surfactants. Journal of Polymer Science Part A-Polymer Chemistry. 46 (3), 830-843 (2008).
  29. Winkel, K. L., Carberry, J. R., et al. Donor-acceptor-donor polymers utilizing pyrimidine-based acceptors. Reactive & Functional Polymers. 83, 113-122 (2014).
  30. Kròl, E., Scheffers, D. -J. FtsZ polymerization assays: simple protocols and considerations. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (81), e50844(2013).
  31. Zolnik, B., Potter, T. M., Stern, S. T. Zeta potential measurement. Methods in Molecular Biology. 697, 173-179 (2011).
  32. Nogi, K., Naito, M., Yokoyama, T. Nanoparticle technology handbook. , Elsevier. (2012).
  33. Pattani, V. P., Tunnell, J. W. Nanoparticle-mediated photothermal therapy: A comparative study of heating for different particle types. Lasers in Surgery and Medicine. 44 (8), 675-684 (2012).
  34. Subianto, S., Will, G. D., Kokot, S. Templated electropolymerization of pyrrole in a capillary. Journal of Polymer Science, Part A: Polymer Chemistry. 41 (12), 1867-1869 (2003).
  35. Sgouras, D., Duncan, R. Methods for the evaluation of biocompatibility of soluble synthetic polymers which have potential for biomedical use: use of the tetrazolium-based colorimetric assay (MTT) as a preliminary screen for evaluation of in vitro cytotoxicity. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 1 (2), 61-68 (1990).
  36. Ahmadian, S., Barar, J., Saei, A. A., Fakhree, M. A. A., Omidi, Y. Cellular toxicity of nanogenomedicine in MCF-7 cell line: MTT assay. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (26), (2009).
  37. Huang, X., Kang, B., et al. Comparative study of photothermolysis of cancer cells with nuclear-targeted or cytoplasm-targeted gold nanospheres: continuous wave or pulsed lasers. Journal of Biomedical Optics. 15 (5), 058002(2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Sprz ganie Negishiegopolimeryzacja emulsyjnadynamiczne rozpraszanie wiat aspektroskopia UV Vis NIRtest cytotoksyczno citerapia bliskiej podczerwienitest ywotno ci kom reksynteza nanocz stek

Powiązane artykuły