Artykuł metodologiczny

Procedura rejestracji poligraficznej do pomiaru snu u myszy

24.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53678

⸱

25 stycznia 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1International Institute for Integrative Sleep Medicine (WPI-IIIS), University of Tsukuba, 2Public Sector/Medical Solutions, Kissei Comtech Co., Ltd

W tym artykule

Podsumowanie

Zapis elektroencefalogramu (EEG) i elektromiogramu (EMG) u swobodnie zachowujących się myszy jest kluczowym krokiem do skorelowania zachowania i fizjologii ze snem i czuwaniem. Opisany w niniejszym dokumencie protokół eksperymentalny zapewnia przewodowy system do pozyskiwania zapisów EEG i EMG u myszy.

Streszczenie

Zapis elektroencefalogramu zewnątrzoponowego (EEG) i elektromiogramu (EMG) u małych zwierząt, takich jak myszy i szczury, był kluczowy dla badania homeodynamiki i obwodów regulacji snu i czuwania. W wielu laboratoriach do monitorowania EEG i EMG u swobodnie zachowujących się myszy stosuje się przewodowy system rejestracji snu w połączeniu z oprogramowaniem komputerowym do automatycznej oceny stanów czujności na podstawie analizy widma mocy danych EEG. Opis tego systemu jest szczegółowo opisany w niniejszym dokumencie. Stalowe są wszczepiane w obszar kory czołowej i obszar ciemieniowy 1 półkuli w celu monitorowania sygnałów EEG. Ponadto aktywność EMG jest monitorowana poprzez obustronne ułożenie drutów w obu mięśniach szyi. Nieszybkie ruchy gałek ocznych (Non-REM; NREM) sen charakteryzuje się dużymi, powolnymi falami mózgowymi o aktywności delta poniżej 4 Hz w EEG, podczas gdy przejście od aktywności delta o niskiej częstotliwości do szybkiego EEG o niskim napięciu w zakresie theta od 6 do 10 Hz można zaobserwować przy przejściu ze snu NREM do REM. Natomiast czuwanie jest identyfikowane przez fale mózgowe o niskim lub średnim napięciu w zapisie EEG i znaczną aktywność EMG.

Wprowadzenie

Postęp techniczny często przyspieszał skoki kwantowe w zrozumieniu procesów neurobiologicznych. Na przykład odkrycie Hansa Bergera w 1929 roku, że potencjały elektryczne rejestrowane przez ludzką skórę głowy przybierają postać fal sinusoidalnych, których częstotliwość jest bezpośrednio związana z poziomem czuwania badanego, doprowadziło do szybkiego postępu w zrozumieniu regulacji snu i czuwania, zarówno u zwierząt, jak i ludzi. 1 Do dnia dzisiejszego elektroenceflogram (EEG), w połączeniu z elektromiogramem (EMG), tj. aktywnością elektryczną wytwarzaną przez mięśnie szkieletowe, stanowi "szkielet" danych prawie każdej oceny eksperymentalnej i klinicznej, która ma na celu skorelowanie zachowania i fizjologii z aktywnością neuronów korowych u zachowujących się zwierząt, w tym ludzi. W większości podstawowych laboratoriów badań snu te zapisy EEG są wykonywane przy użyciu systemu opartego na (ryc. 1), w którym uzyskane dane są poddawane off-line analizie wzorców i widma [np. przy zastosowaniu algorytmu szybkiej transformaty Fouriera (FFT)] w celu określenia stanu czujności nagrywanego pacjenta. 2, 3 Sen składa się ze snu z szybkimi ruchami gałek ocznych (REM) i snu bez fazy REM (NREM). Sen REM charakteryzuje się szybkim EEG o niskim napięciu, przypadkowymi ruchami gałek ocznych i atonią mięśniową, stanem, w którym mięśnie są skutecznie sparaliżowane. Sen REM jest również znany jako sen paradoksalny, ponieważ aktywność mózgu przypomina stan czuwania, podczas gdy ciało jest w dużej mierze odłączone od mózgu i wydaje się być w głębokim śnie. Natomiast neurony ruchowe są stymulowane podczas snu NREM, ale nie ma ruchu gałek ocznych. Sen człowieka NREM można podzielić na 4 etapy, przy czym etap 4 nazywany jest snem głębokim lub snem wolnofalowym i jest identyfikowany przez duże, wolne fale mózgowe o aktywności delta między 0,5 a 4 Hz w EEG. Z drugiej strony, podział między fazami snu NREM u mniejszych zwierząt, takich jak szczury i myszy, nie został ustalony, głównie dlatego, że nie mają one długich, skonsolidowanych okresów snu, jak to obserwuje się u ludzi.

Na przestrzeni lat, na podstawie interpretacji EEG, zaproponowano kilka modeli regulacji snu i czuwania, zarówno opartych na obwodzie, jak i humoralnym. Neuronalne i komórkowe podstawy potrzeby snu lub, alternatywnie, "popędu snu", pozostają nierozwiązane, ale zostały skonceptualizowane jako ciśnienie homeostatyczne, które narasta w okresie czuwania i jest rozpraszane przez sen. Jedna z teorii głosi, że endogenne czynniki somnogenne gromadzą się podczas czuwania i że ich stopniowa akumulacja jest podstawą ciśnienia homeostatycznego snu. Podczas gdy pierwsza formalna hipoteza, że sen jest regulowany przez czynniki humoralne, została przypisana pracy Rosenbauma opublikowanej w 1892roku4, to Ishimori5, 6 i Pieron7 niezależnie i ponad 100 lat temu wykazali istnienie substancji chemicznych wspomagających sen. Obaj naukowcy zasugerowali, a nawet udowodnili, że substancje hipnogenne lub "hipnotoksyny" są obecne w płynie mózgowo-rdzeniowym (CSF) psów pozbawionych snu. 8 W ciągu ostatniego stulecia zidentyfikowano kilka dodatkowych przypuszczalnych substancji hipnogennych zaangażowanych w proces homeostazy snu (przegląd, patrz odnośnik 9), w tym cytokiny prostaglandyny (PG) D2,10, adenozynę12, anandamid13 i peptyd urotensyny II. 14

Eksperymentalne prace Economo15, 16, Moruzzi i Magoun17 oraz innych na początku i w połowieXX wieku przyniosły odkrycia, które zainspirowały oparte na obwodach teorie snu i czuwania i, do pewnego stopnia, przyćmiły dominującą wówczas humoralną teorię snu. Do tej pory zaproponowano kilka "modeli obwodów", z których każdy opierał się na danych o różnej jakości i ilości (do wglądu, patrz odnośnik 18). Jeden z modeli, na przykład, sugeruje, że sen wolnofalowy jest generowany przez adenozynę hamowanie uwalniania acetylocholiny z neuronów cholinergicznych w podstawnej przodomózgowiu, obszarze składającym się głównie z jądra kończyny poziomej pasma ukośnego Broki i istoty inominata. 19 Inny popularny model regulacji snu i czuwania opisuje mechanizm przełącznika typu flip-flop na podstawie wzajemnie hamujących interakcji między neuronami wywołującymi sen w brzuszno-bocznym obszarze przedwzrokowym a neuronami wywołującymi czuwanie w podwzgórzu i pniu mózgu. 18, 20, 21 Co więcej, w przypadku przełączania się w i wyłączanie snu REM, zaproponowano podobną wzajemnie hamującą interakcję dla obszarów w pniu mózgu, tj. brzusznej szarości okołowodociągowej, bocznej nakrywki mostu i jądra podbocznego. 22 Łącznie modele te okazały się cennymi heurystykami i dostarczyły ważnych ram interpretacyjnych dla badań nad snem; Jednak jeszcze pełniejsze zrozumienie mechanizmów molekularnych i obwodów regulujących cykl snu i czuwania będzie wymagało pełniejszej wiedzy na temat jego składników. Opisany poniżej system rejestracji poligraficznej powinien pomóc w osiągnięciu tego celu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Oświadczenie etyczne: Procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet Eksperymentów na Zwierzętach na Uniwersytecie w Tsukuba.

1. Przygotowanie elektrod i do zapisów EEG/EMG

  1. Przygotować elektrodę rejestrującą EEG/EMG zgodnie z następującą procedurą.
    Uwaga: Elektroda jest jednorazowa i może być używana tylko dla 1 zwierzęcia. Dokładnie zaplanuj konfigurację okablowania dla wszystkich złączy. Umieść znaczniki na złączach, aby uzyskać prawidłową orientację.
    1. każdy pin 4-pinowego złącza header do 2-centymetrowego drutu ze stali nierdzewnej. Krótko mówiąc, przytrzymaj jeden koniec drutu do kołka, umieść gorącą lutownicę na złączu drut-kołek i stopij trochę lutu, aby upewnić się, że wystarczająca ilość lutu płynnie wpada do złącza. Uważaj, aby nie przyłożyć zbyt dużo ciepła do szpilki; W przeciwnym razie plastik wokół kołków stopi się.
    2. wolny koniec każdego z 2 przewodów przymocowanych do listwy kołkowej do łba ze stali nierdzewnej o średnicy 1.0 mm. Krótko mówiąc, przytrzymaj wolny koniec drutu do gwintu poniżej łba, umieść gorącą lutownicę na złączu drut-śruba i stopij trochę lutu, aby upewnić się, że wystarczająca ilość lutu płynnie spływa do złącza. 2 przewody ze służą jako elektrody rejestrujące EEG, podczas gdy 2 przewody bez służą jako elektrody rejestrujące EMG.
    3. Użyj nożyczek, aby zdjąć 1 mm izolacji na końcu elektrod EMG, aby zwiększyć jakość sygnału EMG.
    4. Całkowicie pokryj wszystkie przylutowane piny klejem epoksydowym za pomocą cienkiego drewnianego patyczka lub wykałaczki, aby zredukować szum elektryczny podczas zapisów EEG/EMG.
  2. Przygotuj do połączenia elektrody z pierścieniem ślizgowym, jak opisano poniżej. Ten może być ponownie użyty.
    1. każdy pin 4-pinowego złącza FFC/FPC za pomocą przewodu płaskiego o długości 30 cm. Krótko mówiąc, przytrzymaj odizolowany koniec drutu do kołka, umieść gorącą lutownicę na złączu drut-kołek i stopij trochę lutu, aby upewnić się, że wystarczająca ilość lutu płynnie spływa do złącza.
      Uwaga: Wybierz długość płaskiego, która jest odpowiednia do wysokości klatki dla zwierząt doświadczalnych używanej do zapisów EEG/EMG.
    2. gniazda zaciskane do końcówki przewodów na drugim końcu płaskiego. Krótko mówiąc, przyłóż gniazdo zaciskane do odizolowanego, wolnego końca drutu, umieść gorącą lutownicę na złączu drut-gniazdo i stopij trochę lutu, aby upewnić się, że wystarczająca ilość lutu płynnie wpada do złącza.
    3. Włóż każde gniazdo zaciskane do 4-pozycyjnej obudowy zaciskanej.
    4. Całkowicie przykryj gniazda zaciskane klejem epoksydowym za pomocą cienkiego drewnianego patyczka lub wykałaczki.

2. Implantacja elektrod w głowie myszy (czas trwania: ok. 20 min)

  1. Przed zabiegiem wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne w gorącym sterylizatorze kulkowym. Znieczulić samca myszy (10-20 tygodni, 20-30 g) wstrzyknięciem dootrzewnowym pentobarbitalu (50 mg/kg). Po sprawdzeniu, czy mysz jest głęboko znieczulona przez uszczypnięcie palca u nogi, ogol włosy na głowie i szyi maszynką do strzyżenia.
  2. Przesuń mysz do ramki stereotaktycznej i zamocuj głowę między 2 nausznikami. Nałóż wazelinę na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Oczyść ogoloną skórę alkoholem i przetnij ją wzdłuż linii środkowej skalpelem, aby odsłonić czaszkę. Przytnij skórę, aby pole operacyjne było otwarte.
  3. Za pomocą frezu z węglików spiekanych (rozmiar wiertła: średnica 0,8 mm) wywierć 2 otwory w czaszce, jeden nad czołowym obszarem kory mózgowej (1 mm przed bregmą, 1,5 mm bocznie do linii środkowej), a drugi nad obszarem ciemieniowym (1 mm przed lambdą, 1,5 mm od linii bocznej do środkowej) prawej półkuli, zgodnie ze współrzędnymi stereotaksycznymi Paxinosa i Franklina. 23
  4. Za pomocą śrubokręta jubilerskiego umieść rejestrujące EEG ze stali nierdzewnej w otworach i wykonaj 2 - 2,5 obrotu dla każdej, aby ustawić znieczulenie zewnątrzoponowe nad korą.
    Uwaga: Nie wkładaj zbyt głęboko, aby zapobiec uszkodzeniu tkanki mózgowej. Sprawdź, czy są mocno dokręcone do czaszki. Jest to ważne, aby mieć stabilny sygnał EEG przez długi okres wielu zapisów (zwykle ponad 1 miesiąc). Wiggly wytwarzają artefakty EEG i mogą odpaść przed końcem harmonogramu eksperymentu.
  5. Przymocuj zespół elektrod (patrz rozdział 1.1, kołki skierowane do góry) za pomocą natychmiastowego kleju do czaszki i przykryj cementem dentystycznym. Wykonaj obustronnie małe otwory kleszczami w mięśniach czworobocznych (szyi) i włóż do otworów druty ze stali nierdzewnej, które służą jako elektrody EMG. Zszyj skórę jedwabną nicią (o średnicy 0,1 mm), aby uniknąć odsłonięcia mięśnia.
  6. Wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej. Ampicylinę (100 mg/kg) i meloksykam (1 mg/kg) należy podawać dootrzewnowo myszy, aby uniknąć zakażenia bakteryjnego i zmniejszyć ból pooperacyjny. Trzymaj mysz na poduszce grzewczej i monitoruj ją, aż odzyska wystarczającą świadomość, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Podczas rekonwalescencji należy trzymać mysz indywidualnie, aby uniknąć usunięcia elektrod przez inne zwierzęta, a meloksykam (1 mg/kg) należy podawać dootrzewnowo w pierwszym dniu po zabiegu.

3. Rejestrowanie i pozyskiwanie danych EEG/EMG

  1. Po 1-tygodniowym okresie rekonwalescencji umieść każdą mysz indywidualnie w eksperymentalnej klatce umieszczonej w dźwiękoszczelnej komorze nagraniowej. Utrzymuj temperaturę otoczenia 23 ± 1 °C i automatycznie kontroluj cykle 12-godzinnego światła/12-godzinnej ciemności (światło włączone o godzinie 08:00, intensywność oświetlenia ~ 100 luksów).
  2. Podłącz zespół elektrod EEG/EMG na głowie myszy do nagrywającego. Upewnij się, że nagrywający jest podłączony do pierścienia ślizgowego (który jest zaprojektowany tak, aby ruchy myszy nie były ograniczane przez skręcanie) i wzmacniacza sygnału EEG/EMG. Filtr sygnałów EEG/EMG (EEG, 0,5-64 Hz; EMG, 16-64 Hz), digitalizować z częstotliwością próbkowania 128 Hz za pomocą przetwornika analogowo-cyfrowego (A/D) i na koniec nagrywać na komputerze z uruchomionym oprogramowaniem do rejestracji EEG/EMG (Tabela "Materiały", 4. wpis od dołu).
  3. Przyzwyczaj mysz do 2-3 dni w komorze nagrywającej. Jeśli zapis EEG/EMG obejmuje dootrzewnowe podawanie leków, należy delikatnie obchodzić się z myszą w każdym dniu habituacji w momencie podawania leku.
  4. Następnie uruchom oprogramowanie do rejestracji EEG/EMG (Tabela "Materiały", 4 wpis od dołu).
    1. Wybierz zakładkę "Informacje o pliku danych" i kliknij pole obok nazwy pliku. Wprowadź nazwę pliku i kliknij "Zapisz".
    2. Wybierz zakładkę "Warunek zapisu" i wybierz wszystkie kanały EEG/EMG, które będą rejestrowane.
    3. Wybierz częstotliwość próbkowania (128 Hz) w zakładce "Warunek nagrywania".
    4. Sprawdź, czy wybrane kanały są poprawnie wyświetlane w zakładce "Informacje o kanale".
    5. Wybierz zakładkę "Ustawienia timera" i kliknij "Monitor", aby wyświetlić EEG i EMG.
    6. Sprawdź, czy sygnały EEG/EMG są wyświetlane prawidłowo.
    7. Wybierz zakładkę "Ustawienia timera" i ustaw czas rozpoczęcia i zakończenia nagrania w obszarze "Główny timer".
    8. Kliknij "Monitor" w zakładce "Ustawienia timera", aby rozpocząć nagrywanie.
  5. Rejestruj sygnały EEG/EMG poniżej wartości wyjściowej (tj. zachowania podczas snu/czuwania swobodnie zachowującej się myszy) i różnych warunków leczenia (np. podawania kofeiny lub leczenia pozorowanego) przez kilka dni. Poddać mysz eutanazji za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia pentobarbitalu (200 mg/kg) po ostatnim dniu eksperymentalnym.

4. Ocena stanu zachowania na podstawie danych EEG/EMG

  1. Uruchom oprogramowanie do analizy EEG/EMG (Tabela "Materiały", 4 wpis od dołu). Otwórz surowe dane EEG/EMG (plik .kcd) utworzone w kroku 3. Kliknij zakładkę "Uśpienie" i wybierz Czas epoki. Wybierz 10 sek.
  2. Kliknij zakładkę "Sen" i wybierz "Multi-screening", aby automatycznie ocenić wszystkie 10-sekundowe epoki w 3 etapach (tj. sen NREM i REM oraz czuwanie) na podstawie amplitud EEG i EMG oraz analizy spektralnej mocy EEG. 3
  3. Kliknij "Warunek FFT dla EEG".
  4. Ustaw parametry spektralnej analizy mocy [256 punktów odniesienia (odpowiadających 2 sekundom EEG), funkcja okna Hanninga i średnia 5 widm na epokę]. 3 Kliknij "OK".
  5. Kliknij "Rozpocznij sprawdzanie", aby rozpocząć automatyczne sprawdzanie. Otwórz ocenione dane (plik .raf).
  6. Należy sprawdzić wyniki automatycznej kontroli przesiewowej i, w razie potrzeby, skorygować je ręcznie w oparciu o standardowe kryteria (zob. reprezentatywne wyniki, rysunek 1B i tabela 1). 2, 3 Krótko kliknij, przytrzymaj lewy przycisk myszy na nieprawidłowo ocenionej epoce i przeciągnij kursor po ciągu nieprawidłowo ocenionych epok. Zwolnij lewy przycisk myszy i wybierz prawidłowy stan zachowania w wyskakującym okienku.
    Uwaga: Zdarza się, że epoki na przemianie między dwoma czujnymi państwami są trudne do jednoznacznego przyporządkowania do jednego stanu. W takich przypadkach epoka powinna być oceniana do stanu pozornego i te same kryteria powinny być stosowane do podobnych epok w całym eksperymencie, aby zapewnić odtwarzalność danych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rycina 1B przedstawia przykłady zapisu EEG myszy w różnych stanach czuwania. Jak pokazano w Tabeli 1, epoki są klasyfikowane jako sen NREM, jeśli EEG wykazuje duże, wolne fale mózgowe z rytmem delta poniżej 4 Hz, a EMG wykazuje sygnał słaby lub jego brak. Epoki są klasyfikowane jako sen REM, jeśli EEG wykazuje szybkie fale mózgowe o niskim napięciu w zakresie theta między 6 a 10 Hz, a EMG wykazuje niską amplitudę. Pozostałe epoki należy zaklasyfikować jak...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten opisuje konfigurację do zapisów EEG/EMG, która umożliwia ocenę snu i czuwania w warunkach niskiego poziomu hałasu, opłacalnych i wysokoprzepustowych. Ze względu na niewielkie rozmiary głowicy elektrody EEG/EMG, system ten może być łączony z innymi implantami do eksperymentów wewnątrzmózgowych, w tym optogenetyki (implantacja światłowodów) lub, w połączeniu z jednoczesną implantacją kaniuli, mikroinfuzji leków do mózgu myszy. 31 Ponadto konstrukcja zespołu głowicy elektrody w odniesieniu do wielopi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy, Yujiro Tauguchi i Sayaka Kohtoh, są pracownikami firmy Kissei Comtech Co., Ltd, która opracowuje oprogramowanie SleepSign do pozyskiwania i automatycznego oceniania danych EEG/EMG wykorzystywanych w tym artykule.

Podziękowania

Dziękujemy Dr. Larry'emu D. Frye'owi za pomoc redakcyjną przy tym manuskrypcie. Praca ta była wspierana przez Japońskie Towarzystwo Promocji Nauki Granty na Rzecz Badań Naukowych 24300129 (do M.L.), 25890005 (do Y.O.) i 26640025 (do Y.T.), National Agriculture and Food Research Organization (do Y.U.), World Premier International Research Center Initiative (WPI) z Ministerstwa Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii (do Y.O., Y.T., Y.U. i M.L.) oraz Rada ds. Żywienia Nestlé, Japonia (do M.L.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4-pinowe złączeHiroseA3B-4PA-2DSA(71)
AmpicillinMeiji Seika
Przetwornik analogowo-cyfrowyContecAD16-16U(PCIEV)
KofeinaSigmaC0750
Frez z węglika spiekanegoMinitorB1055
Obudowa zaciskanaHiroseDF11-4DS-2C
Gniazdo zaciskaneHiroseDF11-30SC
Cement dentystyczny (Toughron Rebase)Miki Produkt
Klej epoksydowyKonishi#16351
Złącze FFC/FPCHonda Tsushin KogyoFFC-10BMEP1(B)
płaskiHitachi Cable20528-ST LF
Klej błyskawiczny (Aron Alpha A)ToagoseiN/A
MeloxicamBoehringer IngelheimN/A
PentobarbitalKyoritsu SeiyakuN/A
Wzmacniacz sygnałuBiotexN/A
Komora do rejestracji snuAPLN/A
Oprogramowanie SleepSignKissei ComtecN/Ado zapisu/analizy
EEG/EMGPierścień ślizgowyBiotexN/A
Śruba ze stali nierdzewnejYamazakiN/Aφ 1.0 i razy; 2.0
Drut ze stali nierdzewnejDrut CoonerAS633
chemiczny

Bibliografia

  1. Berger, H. Über das Elektrenkephalogramm des Menschen. Arch. Psych. 87 (1), 527-570 (1929).
  2. Tobler, I., Deboer, T., Fischer, M. Sleep and sleep regulation in normal and prion protein-deficient mice. J. Neurosci. 17 (5), 1869-1879 (1997).
  3. Kohtoh, S., et al. Algorithm for sleep scoring in experimental animals based on fast Fourier transform power spectrum analysis of the electroencephalogram. Sleep Biol. Rhythm. 6 (3), 163-171 (2008).
  4. Rosenbaum, E. Warum müssen wir schlafen? : eine neue Theorie des Schlafes. , August Hirschwald. (1892).
  5. Kubota, K. Kuniomi Ishimori and the first discovery of sleep-inducing substances in the brain. Neurosci. Res. 6 (6), 497-518 (1989).
  6. Ishimori, K. True cause of sleep: a hypnogenic substance as evidenced in the brain of sleep-deprived animals. Tokyo Igakkai Zasshi. 23, 429-457 (1909).
  7. Legendre, R., Pieron, H. Recherches sur le besoin de sommeil consécutif à une veille prolongée. Z. Allegem. Physiol. 14, 235-262 (1913).
  8. Inoué, S., Honda, K., Komoda, Y. Sleep as neuronal detoxification and restitution. Behav. Brain. Res. 69 (1-2), 91-96 (1995).
  9. Urade, Y., Hayaishi, O. Prostaglandin D2 and sleep/wake regulation. Sleep Med. Rev. 15 (6), 411-418 (2011).
  10. Ueno, R., Ishikawa, Y., Nakayama, T., Hayaishi, O. Prostaglandin D2 induces sleep when microinjected into the preoptic area of conscious rats. Biochem. Biophys. Res. Commun. 109 (2), 576-582 (1982).
  11. Krueger, J. M., Walter, J., Dinarello, C. A., Wolff, S. M., Chedid, L. Sleep-promoting effects of endogenous pyrogen (interleukin-1). Am. J. Physiol. 246 (6 Pt 2), R994-R999 (1984).
  12. Porkka-Heiskanen, T., et al. Adenosine: a mediator of the sleep-inducing effects of prolonged wakefulness. Science. 276 (5316), 1265-1268 (1997).
  13. Garcia-Garcia, F., Acosta-Pena, E., Venebra-Munoz, A., Murillo-Rodriguez, E. Sleep-inducing factors. CNS Neurol. Disord. Drug. Targets. 8 (4), 235-244 (2009).
  14. Huitron-Resendiz, S., et al. Urotensin II modulates rapid eye movement sleep through activation of brainstem cholinergic neurons. J. Neurosci. 25 (23), 5465-5474 (2005).
  15. Wilkins, R. H., Brody, I. A. Encephalitis lethargica. Arch. Neurol. 18 (3), 324-328 (1968).
  16. von Economo, C. Die encephalitis lethargica. Wien. Klin. Wochenschr. 30, 581-585 (1917).
  17. Moruzzi, G., Magoun, H. W. Brain stem reticular formation and activation of the EEG. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 1 (4), 455-473 (1949).
  18. Saper, C. B., Fuller, P. M., Pedersen, N. P., Lu, J., Scammell, T. E. Sleep state switching. Neuron. 68 (6), 1023-1042 (2010).
  19. Jones, B. E. Progress in Brain Research. Krnjevic , K., L, D. escarries, S, M. ircea 145, Elsevier. 157-169 (2004).
  20. Saper, C. B., Scammell, T. E., Lu, J. Hypothalamic regulation of sleep and circadian rhythms. Nature. 437 (7063), 1257-1263 (2005).
  21. Fort, P., Bassetti, C. L., Luppi, P. H. Alternating vigilance states: new insights regarding neuronal networks and mechanisms. Eur. J. Neurosci. 29 (9), 1741-1753 (2009).
  22. Lu, J., Sherman, D., Devor, M., Saper, C. B. A putative flip-flop switch for control of REM sleep. Nature. 441 (7093), 589-594 (2006).
  23. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Academic. (2001).
  24. Lazarus, M., et al. Arousal effect of caffeine depends on adenosine A2A receptors in the shell of the nucleus accumbens. J. Neurosci. 31 (27), 10067-10075 (2011).
  25. Huang, Z. L., et al. Adenosine A2A, but not A1, receptors mediate the arousal effect of caffeine. Nat. Neurosci. 8 (7), 858-859 (2005).
  26. Qu, W. M., Huang, Z. L., Xu, X. H., Matsumoto, N., Urade, Y. Dopaminergic D1 and D2 receptors are essential for the arousal effect of modafinil. J. Neurosci. 28 (34), 8462-8469 (2008).
  27. Huang, Z. L., et al. Arousal effect of orexin A depends on activation of the histaminergic system. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98 (17), 9965-9970 (2001).
  28. Xu, Q., et al. A mouse model mimicking human first night effect for the evaluation of hypnotics. Pharmacol. Biochem. Behav. 116, 129-136 (2014).
  29. Cho, S., et al. Marine polyphenol phlorotannins promote non-rapid eye movement sleep in mice via the benzodiazepine site of the GABAA receptor. Psychopharmacol. 231 (14), 2825-2837 (2014).
  30. Liu, Y. Y., et al. Piromelatine exerts antinociceptive effect via melatonin, opioid, and 5HT1A receptors and hypnotic effect via melatonin receptors in a mouse model of neuropathic pain. Psychopharmacol. 231 (20), 3973-3985 (2014).
  31. Qu, W. M., et al. Lipocalin-type prostaglandin D synthase produces prostaglandin D2 involved in regulation of physiological sleep. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103 (47), 17949-17954 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Monitorowanie EEG i EMGanaliza snu i czuwaniaimplantacja stereotaksycznaumieszczanie elektrod nadtward wkowychanaliza widma mocyautomatyczne ocenianie czujno ciwp yw kofeiny na senrejestracja snu myszyprzetwarzanie sygna w EEG

Powiązane artykuły