Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Stymulacja prądem stałym i wieloelektrodowa rejestracja aktywności podobnej do napadów w przygotowaniu do wycinka mózgu myszy

10.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53709

⸱

7 czerwca 2016

 ,  ,  , 
1Institute of Biomedical Sciences, Academia Sinica, 2Department of Anesthesiology, University of Alabama at Birmingham

W tym artykule

Podsumowanie

Badania wykazały, że katodowa przezczaszkowa stymulacja prądem stałym może powodować efekt tłumiący napady oporne na leki. W tym badaniu opracowano konfigurację eksperymentalną in vitro, w której oceniano stymulację prądem stałym i rejestrację wieloelektrodową aktywności podobnej do napadu w przygotowaniu wycinków mózgu myszy. Ocenie poddano parametry stymulacji prądem stałym.

Streszczenie

Katodowa przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) wywołuje działanie tłumiące napady oporne na leki. Aby wykonać skuteczne działania, parametry stymulacji (np. orientacja, natężenie pola i czas trwania stymulacji) muszą być zbadane w preparatach do wycinków mózgu myszy. Możliwe jest przetestowanie i ułożenie orientacji elektrody względem położenia wycinka mózgu myszy. Obecna metoda zachowuje szlak wzgórzowo-korzeniowy w celu oceny wpływu DCS na aktywność podobną do napadów w przedniej części kory obręczy. Wyniki nagrań z matrycy wielokanałowej wykazały, że katodowy DCS istotnie zmniejszył amplitudę reakcji wywołanych stymulacją i czas trwania aktywności podobnej do napadów 4-aminopirydyny i bicukuliny. Badanie to wykazało również, że katodowe zastosowanie DCS po 15 minutach spowodowało długotrwałą depresję w szlaku wzgórzowo-obręczowym. W niniejszym badaniu zbadano wpływ DCS na plastyczność synaptyczną talamocingulatu i ostre działania podobne do napadów. Obecna procedura może testować optymalne parametry stymulacji, w tym orientację, natężenie pola i czas trwania stymulacji w mysim modelu in vitro. Metoda może również ocenić wpływ DCS na aktywność podobną do napadów korowych zarówno na poziomie komórkowym, jak i sieciowym.

Wprowadzenie

Padaczka jest powszechnym zaburzeniem neurologicznym. Trzydzieści procent pacjentów z padaczką cierpi na napady lekooporne1. Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) zapewnia nieinwazyjne podejście do kontrolowania lub zmiany aktywności sieci w dużych obszarach mózgu, takich jak napady padaczkowe. Badania kliniczne wykazały, że tDCS skutecznie leczy trudne do opanowania napadypadaczkowe 2 i może wywierać zarówno krótko-, jak i długoterminowe działanie supresyjne na napady3-5. Jednak mechanizm terapeutyczny działania tDCS jest nadal niejasny. Przedstawiony model wycinka mózgu jest metodą in vitro mającą na celu zbadanie, w jaki sposób mechanizm terapeutyczny działania tDCS zmienia objawy aktywności mózgu podobnej do napadów. W związku z tym, aby osiągnąć optymalne efekty, określone parametry stymulacji, w tym orientacja, natężenie pola i czas trwania stymulacji, muszą zostać przetestowane w modelu eksperymentalnym. Wcześniejsze badania wykazały, że orientacja pola elektrycznego jest ważna dla uzyskania efektów terapeutycznych6. W związku z tym możliwe jest przetestowanie i ułożenie orientacji elektrod względem położenia badanego wycinka mózgu.

Padaczka czołowa i napady przedniej kory obręczy (ACC) są często lekooporne7,8. Niektóre badania donosiły o zastosowaniu tDCS w korze obręczy9-11. Wykazano, że tDCS wpływa na czujność, podejmowanie decyzji i emocje poprzez zmianę aktywności ACC i może modulować pobudliwość neuronów i aktywność napadową w tym regionie mózgu12. Dlatego supresyjne działanie tDCS na napady ACC może być pomocne w leczeniu klinicznym i ocenie alternatywnych metod leczenia.

Obecny protokół opisuje przygotowanie elektrody w komorze rejestrującej do DCS wycinka mózgu i jego wpływ na rejestrację aktywności podobnej do napadu za pomocą matrycy wieloelektrodowej (MEA).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedury, które dotyczą zwierząt, zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt, Academia Sinica, Taipei, Tajwan.

1. Przygotowanie eksperymentalnego roztworu i sprzętu do zapisu w matrycy wieloelektrodowej

  1. Przygotować sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (aCSF; 124 mM NaCl, 4,4 mM KCl, 1 mM NaH2PO3, 2 mM MgSO4, 2 mM CaCl2, 25 mM NaHCO3 i 10 mM glukozy, pęcherzykowy z 95% O2 i 5% CO2 ).
  2. Użyj dwóch typów sond MEA: 6 x 10 płaskich MEA i 8 x 8 MEA. Pierwsza sonda obejmuje obszar obejmujący korę, prążkowie i wzgórze. Ta ostatnia sonda obejmuje tylko obszar korowy.
  3. Użyj 60-kanałowego wzmacniacza z filtrem pasmowo-przepustowym ustawionym w zakresie od 0,1 Hz do 3 kHz przy 1,200 amplifikacji. Pobieraj dane z częstotliwością próbkowania 10 kHz.
  4. Umieść dwa srebrne druty pokryte AgCl w komorze MEA dla DCS. Użyj srebrnych drutów pokrytych AgCl do wytworzenia pól elektrycznych, które są generowane przez izolowany stymulator.
  5. Umieść elektrodę wolframową (średnica, 127 μm; długość, 7,62 cm; końcówka stożkowa 8° AC; rezystancja, 5 MΩ) do stymulacji wzgórza i umieść elektrodę odniesienia w komorze MEA. Dostarczaj prądy elektrody wolframowej za pomocą izolowanego stymulatora, który jest sterowany przez generator impulsów.

2. Przygotowanie plastra mózgu

  1. Użyj samców myszy C57BL/6J w wieku 4-8 tygodni. Trzymanie zwierząt w klimatyzowanym pomieszczeniu (21-23 °C; 50% wilgotności; 12 godzin/12 godzin cyklu światła/ciemności, światło włącza się o 8:00) z bezpłatnym dostępem do jedzenia i wody.
  2. Pobrać 250 ml porcji aCSF, która została przygotowana w kroku 1.1, i umieścić ją w zlewce zawierającej lód. Jednocześnie dostarczaj ciągły gaz, który składa się w 95% zO2 i 5% CO2 .
  3. chirurgia
    1. Znieczulić zwierzę 4% izofluranem w szklanym pudełku przez około 3 minuty. Gdy zwierzę osiągnie chirurgiczną głębokość znieczulenia (na co wskazuje brak reakcji na uszczypnięcie palca), umieść je na płytkiej tacy wypełnionej pokruszonym lodem i usuń głowę za pomocą nożyczek.
    2. Odsłoń czaszkę i odetnij pozostały mięsień. Następnie, za pomocą rongeurs, oderwij grzbietową powierzchnię czaszki od mózgu. Odetnij boki czaszki za pomocą rongeurs. Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne 75% roztworem etanolu.
    3. Za pomocą szpatułki przetnij opuszki węchowe i połączenia nerwowe wzdłuż brzusznej powierzchni mózgu i usuń mózg. Po dekapitacji szybko przenieś mózg do zlewki wypełnionej lodowato natlenionym aCSF.
  4. Przygotowanie wzgórza przyśrodkowego (MT)-ACC Brain Slice
    Uwaga: Przygotuj plasterki, które zawierają ścieżkę od MT do ACC13.
    1. Ręcznie wytnij blok mózgu za pomocą dwóch strzałkowych nacięć 2,0 mm bocznych do linii środkowej w każdej półkuli, aby wyświetlić anatomię podkorową. Następnie wykonaj dwa cięcia pod kątem. Wykonaj pierwsze cięcie poprzeczne równolegle do widocznego przewodu światłowodowego w prążkowiu.
    2. Wykonaj drugi przekrój poprzeczny od połączenia między móżdżkiem a korą wzrokową do punktu środkowego między spoidłem przednim a drogami wzrokowymi, które są brzuszne i równoległe do szlaku wzgórzowo-obręczowego.
    3. Przymocuj blok mózgu do kątowej płytki (~120°) za pomocą kleju cyjanoakrylowego i wykonaj nacięcie tuż nad punktem zwrotnym ścieżki. Rozłóż płytkę, spłaszcz ją i przyklej do stopnia komorowego wibratomu.
    4. Przygotować przyśrodkowe plastry mózgu wzgórza-ACC (o grubości 500 μm), a następnie zanurzyć je w lodowato natlenionym aCSF. Przenieść plastry do komory rejestracyjnej i utrzymywać w temperaturze 32 °C pod ciągłą perfuzją (12 ml/min) z natlenionym aCSF przez 1 godzinę.

3. Przygotowanie komory perfuzyjnej do zapisu w matrycy wieloelektrodowej

  1. Przygotowanie komory perfuzyjnej
    1. Umieść sondę MEA w systemie wielokanałowym i użyj dwóch oddzielnych rurek polietylenowych, aby podłączyć sondę do pompy perystaltycznej. Użyj jednej rurki do wprowadzenia aCSF do komory MEA, a drugiej rurki do wyprowadzenia aCSF z komory. Na koniec należy w sposób ciągły perfekować preparat ciepłym (29-30 °C) natlenionym aCSF (8 ml/min).
  2. Przenieś wycinek mózgu do MEA. Przytrzymaj plasterek mózgu na MEA za pomocą mokrego bawełnianego wacika. Ostrożnie przesuń wycinek mózgu, aby upewnić się, że ACC jest zorientowany nad elektrodami.
  3. Użyj zestawów kotew do krojenia i przytrzymywania plasterków, aby docisnąć plasterek mózgu. Ten krok zapewnia dobre połączenie elektryczne między plastrem a elektrodami.

4. Generowanie pól elektrycznych przez DCS

Uwaga: Definicja orientacji pola elektrycznego opierała się na kierunku osi akkodendrytycznej w ACC. Orientacje przedziałów dendrytowych i soma potwierdzono za pomocą barwienia Golgiego12.

  1. Umieść elektrodę AgCl (zdefiniowaną jako anodę) proksymalnie do ACC, a drugą elektrodę (zdefiniowaną jako katoda) umieść dystalnie do ACC. Zapisz natężenie pola, które jest generowane przez dwie orientacje pola (równoległą i prostopadłą do włókien akkodendrytycznych ACC) przez MEA i dostarczaj prądy pól elektrycznych za pomocą stymulatora.
  2. Ustal odległość elektrod AgCl (około 1,5-2 cm) i dostosuj natężenie prądu stymulatora, aby DCS wynosił od 0,5 do 2 mA.

5. Elektrycznie indukowane korowe reakcje synaptyczne

Uwaga: Wywołanie reakcji synaptycznych w ACC poprzez stymulację elektryczną w MT, w której programowalny generator bodźców elektrycznych wytwarza prostokątne dwufazowe impulsy prądu.

  1. Powtórz sekcję 3 powyżej.
  2. Umieść elektrodę wolframową w MT i dostarczaj impulsy ze stymulatora do obszaru wzgórza plastrów za pomocą bipolarnych elektrod wolframowych.
  3. Użyj różnych natężeń prądu, aby określić próg, który wywołuje odpowiedź ACC. W tym przypadku użyj intensywności ±150 μA i czasu trwania 200 μs, co wywołało 80% maksymalną odpowiedź w ACC w większości plasterków.
  4. Przesunąć elektrodę wolframową wzdłuż szlaku wzgórza (od MT do ciała modzelowatego) w warstwie MT-ACC, aby uzyskać optymalne profile odpowiedzi.
  5. Wykonaj 10-20 przeciągnięć odpowiedzi ACC i użyj oprogramowania, aby automatycznie uśrednić wszystkie ACC wywołane stymulacją MT. Wynikiem są odpowiedzi synaptyczne w ACC indukowane przez stymulację MT przez szlak MT-ACC.

6. Aktywność podobna do napadu elektrycznego

Uwaga: Aktywność podobna do napadu została wywołana przez zastosowanie 4-aminopirydyny (4-AP; 250 μM) i bicukuliny (5 μM). Poprzednie badania czasowo-kontrolne wykazały, że maksymalne i stabilne odpowiedzi pojawiały się 2-3 godziny po zastosowaniu leku14.

  1. Powtórz sekcję 5 powyżej.
  2. Dodaj leki do roztworu perfuzyjnego. Użyj 4-AP (250 μM) i bicukuliny (5 μM). Równomiernie wymieszaj leki i kontynuuj perfuzję przez 2-3 godziny.
  3. Aby ułatwić aktywność podobną do napadów padaczkowych, utrzymuj pompę perfuzyjną na stosunkowo szybkim tempie perfuzji (8 ml/min), co może również pomóc w zapobieganiu gromadzeniu się gradientu pH.
  4. Umieść elektrodę wolframową w MT i dostarcz stymulację elektryczną (150 μA, czas trwania 200 μs), aby uzyskać profile odpowiedzi ACC.
  5. Wykonaj 10-20 przeciągnięć i uśrednij odpowiedzi.
  6. Zastąp roztwór perfuzyjny świeżym płynem mózgowo-rdzeniowym, aby wypłukać leki. Powtórz krok 6.5.

7. Testowanie wpływu DCS na wywołane reakcje korowe

  1. Powtórz sekcje 3 i 4. Upewnij się, że równomierne pola elektryczne są generowane przez przepuszczanie prądów między dwoma równoległymi srebrnymi drutami pokrytymi AgCl, które są umieszczone w komorze MEA. Jeśli nie ma żadnych problemów, DCS pozostaje w zakresie od 0,5 do 2 mA.
  2. Wyłącz DCS i umieść elektrodę wolframową, aby stymulować wzgórze (±150 μA, czas trwania 200 μs). Aby uzyskać maksymalne odpowiedzi synaptyczne w ACC, wykonaj 10-20 przemiatania i uśrednij odpowiedzi.
  3. Jednocześnie włącz DCS (siła DCS 2 mV/mm) i stymulację wzgórzową (350 μA, czas trwania 200 μs). Oceń zmiany amplitudy odpowiedzi ACC wywołanej stymulacją wzgórza podczas DCS.
  4. Wyłączyć DCS i dodać 4-AP (250 μM) i bicukulinę (5 μM) do roztworu perfuzyjnego. Następnie odczekaj 2-3 godziny. Kiedy leki wpływają na wycinek mózgu, wycinek wywołuje korowe reakcje napadowe.
  5. Wykonaj 10-20 przemiatania odpowiedzi ACC, a następnie zmierz amplitudę i czas trwania elektrycznych wywołanych reakcji napadowych kory
    6. mózgowej.
  6. Po kroku 7.5 włącz jednocześnie DCS (siła DCS 2 mV/mm) i stymulację wzgórza (150 μA, czas trwania 200 μs). Oceń zmiany amplitudy i czasu trwania wywołanych reakcji napadowych kory mózgowej podczas aplikacji DCS.
  7. Zastąp roztwór perfuzyjny świeżym płynem płynu mózgowo-rdzeniowego w celu wypłukania leków i powtórz kroki 7.2 i 7.3.
  8. Zbierz wszystkie dane rejestracyjne i pogrupuj je w różne warunki eksperymentalne. Oceń amplitudę i czas trwania reakcji napadowych kory mózgowej w różnych warunkach eksperymentalnych.

8. Analiza danych

  1. Użyj oprogramowania (np. oprogramowania MC Rack), aby automatycznie uśrednić nagrane odpowiedzi i wyeksportować surowe dane do arkusza kalkulacyjnego. Przeanalizuj amplitudę i czas trwania surowych danych i wygeneruj figury kolorów.
  2. Aby wykryć drgawki oscylacyjne, należy użyć oprogramowania do pomiaru wartości podstawowej i odchyleń standardowych (SD). Ustaw 3 SD poziomu hałasu jako próg. Amplitudy szczytów podczas oscylacji, które przekraczają ten próg, są wykrywane automatycznie.
  3. Wykonaj analizę statystyczną za pomocą testu t-Studenta.
  4. Pomiary ekspresowe i jednoczynnikowa analiza wariancji (ANOVA) dają w tekście średnią ± SE, gdzie n oznacza liczbę badanych wycinków12.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przygotowanie skrawka wzgórza i kory obręczy oraz konfiguracja systemu rejestracji MEA

Przekrój MT-ACC pobrany od myszy to specjalna preparatyka skrawkowa, która umożliwia badanie właściwości elektrofizjologicznych drogi wzgórzowo- obrębowej. Rysunek 1A przedstawia sposób przygotowania przekroju MT-ACC. Mózg myszy został szybko usunięty i utrzymany w chłodnym, napowietrzonym aCSF (Rysunek 1A, a, b

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W niniejszym badaniu zbadano wpływ czasu trwania i orientacji DCS na aktywność podobną do napadu ACC. Aby uzyskać stabilne dane w wycinkach mózgu myszy, kluczowe jest zachowanie integralności szlaku MT-ACC i uniknięcie jego uszkodzenia, zwłaszcza etapy, w których wykonuje się dwa kątowe nacięcia brzuszne i grzbietowe cięcie kory. Co więcej, czas przygotowania wycinka mózgu może również wpływać na aktywność wycinka mózgu, który powinien być jak najkrótszym czasem, aby mózg był świeży i silny. Poprzednie badanie wykazało, ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają sprzecznych interesów.

Podziękowania

Jesteśmy wdzięczni za wsparcie techniczne ze strony Rdzenia Elektrofizjologii Obwodów Neuronowych w Academia Sinica. Prace te były wspierane przez Narodową Radę Nauki (102-2320-B-001-026-MY3 i 100-2311-B-001-003-MY3) oraz Program Neuroscience Academia Sinica.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
< silny> znieczulający: < / silny>
IsofluraneHalocarbon Products Corporation NDC 12164-002-254%
NazwaFirmaNumer katalogowyUwagi
aCSF (razem:1 L):
D(+)-GlukozaMERCK1.08337.100010 mM
Wodorowęglan soduMERCK1.06329.050025 mM
Chlorek soduMERCK1.06404.1000124 mM
(+)-L-askorbinian sodu, >=98%SIGMAA4034-100G0,15 g/2 c.c
Siarczan magnezu, bezwodny, ReagentPlusSIGMAM7506-500G2 mM
Chlorek wapnia dwuwodnyMERCK1.02382.10002 mM
Diwodorofosforan sodu monohydratMERCK1.06346.10001 mM
Chlorek potasuMay & Baker LTD Dagenham EnglandMS 76164,4 mM
NazwaFirmaNumer katalogowyUwagi
Drugs:
(+)-BicucullineTOCRIS01305 µ M w aCSF
4-aminopirydynaTOCRIS0940250 &mikro; M w CSF
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Brain slice Przygotowanie:
VibratomeVibratomeSeries 1000Blok krojenie na 500 i mikro; m grube plastry
Nazwa<silny>FirmaNumer katalogowyKomentarze
System MEA:
Sondy wieloelektrodowe (MEA): 6 x 10 płaskie MEAMulti Channel Systems60MEA500/30iR-Ti-pr MEAS 6x10średnica elektrody, 30 i mikro; m; rozstaw elektrod, 500 i mikro; m; impedancja, 50 kΩ przy 200 Hz
Sondy wieloelektrodowe (MEA): 8 x 8 MEA Ayanda Biosystems60MEA200/10iR-Ti-pr MEAS 8x8elektroda piramidalna; średnica, 40 &mikro; m; Wysokość końcówki, 50 i mikro; m; rozstaw elektrod, 200 i mikro; m; impedancja, 1,000 kΩ przy 200 Hz
Zastosowano 60-kanałowy wzmacniacz z filtrem pasmowo-przepustowym ustawionym w zakresie od 0,1 Hz do 3 kHz przy 1 200-krotnym wzmocnieniuSystemy wielokanałoweOprogramowanie MEA-1060-BC
MC Rack z częstotliwością próbkowania 10 KHzSystemyOprogramowanie do zbierania danych i rejestracji
sterowania generatorem impulsówSystemy wielokanałoweSTG 1002
Zestawy kotew warstwowych i dociskiWarner InstrumentsSHD-26H/10; WI64-0250
Pompa perystaltyczna-minipuls3Szybkość perfuzjiGilsomMINIPULS3
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
System stymulacji:
Izolowany stymulatorSystemy AMModel 2100intensywność ± 350 μ A , czas trwania 200 μ sec
Elektroda wolframowaAM Systems575300umieszczona we wzgórzu
wielokanałowe : 8 ml / min

Bibliografia

  1. Schiller, Y., Najjar, Y. Quantifying the response to antiepileptic drugs: effect of past treatment history. Neurology. 70 (1), 54-65 (2008).
  2. Fregni, F., et al. A controlled clinical trial of cathodal DC polarization in patients with refractory epilepsy. Epilepsia. 47 (2), 335-342 (2006).
  3. Auvichayapat, N., et al. Transcranial direct current stimulation for treatment of refractory childhood focal epilepsy. Brain Stimul. 6 (4), 696-700 (2013).
  4. Chung, M. G., Lo, W. D. Noninvasive brain stimulation: the potential for use in the rehabilitation of pediatric acquired brain injury. Arch Phys Med Rehabil. 96 (4 Suppl), S129-S137 (2015).
  5. Del Felice, A., Magalini, A., Masiero, S. Slow-oscillatory Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Memory in Temporal Lobe Epilepsy by Altering Sleep Spindle Generators: A Possible Rehabilitation Tool. Brain Stimul. 8 (3), 567-573 (2015).
  6. Garnett, E. O., Malyutina, S., Datta, A., den Ouden, D. B. On the Use of the Terms Anodal and Cathodal in High-Definition Transcranial Direct Current Stimulation: A Technical Note. Neuromodulation. , (2015).
  7. Biraben, A., et al. Fear as the main feature of epileptic seizures. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 70 (2), 186-191 (2001).
  8. Zaatreh, M. M., et al. Frontal lobe tumoral epilepsy: clinical, neurophysiologic features and predictors of surgical outcome. Epilepsia. 43 (7), 727-733 (2002).
  9. Karim, A. A., et al. The truth about lying: inhibition of the anterior prefrontal cortex improves deceptive behavior. Cereb. Cortex. 20 (1), 205-213 (2010).
  10. Keeser, D., et al. Prefrontal transcranial direct current stimulation changes connectivity of resting-state networks during fMRI. J. Neurosci. 31 (43), 15284-15293 (2011).
  11. Nelson, J. T., McKinley, R. A., Golob, E. J., Warm, J. S., Parasuraman, R. Enhancing vigilance in operators with prefrontal cortex transcranial direct current stimulation (tDCS). Neuroimage. 85 (Pt 3), 909-917 (2014).
  12. Chang, W. P., Lu, H. C., Shyu, B. C. Treatment with direct-current stimulation against cingulate seizure-like activity induced by 4-aminopyridine and bicuculline in an in vitro mouse model. Exp. Neurol. 265, 180-192 (2015).
  13. Lee, C. M., Chang, W. C., Chang, K. B., Shyu, B. C. Synaptic organization and input-specific short-term plasticity in anterior cingulate cortical neurons with intact thalamic inputs. Eur. J. Neurosci. 25 (9), 2847-2861 (2007).
  14. Chang, W. P., Shyu, B. C. Involvement of the thalamocingulate pathway in the regulation of cortical seizure activity. Recent Research Developments in Neuroscience. Pandalai, S. G. 4, Research Signpost. Kerala. 1-27 (2013).
  15. Brummer, S. B., Turner, M. J. Electrochemical considerations for safe electrical stimulation of the nervous system with platinum electrodes. IEEE Trans. Biomed. Eng. 24 (1), 59-63 (1977).
  16. Durand, D. M., Bikson, M. Suppression and control of epileptiform activity by electrical stimulation: a review. Proc. IEEE. 89 (7), 1065-1082 (2001).
  17. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Droga wzgórzowo- obrębowataprzednia kora obrębinatężenie polaczas trwania stymulacjiorientacja elektrodykatodowa stymulacja prądem stałym
Stymulacja prądem stałym i wieloelektrodowa rejestracja aktywności podobnej do napadów w przygotowaniu do wycinka mózgu myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.