Przezskórna ocena czynności nerek u świadomych gryzoni

Podsumowanie

Określenie współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) jest złotym standardem do oceny ogólnej funkcji nerek. Jednak tradycyjne procedury pomiaru tego parametru są kłopotliwe i wymagają dużej inwestycji czasu. W tym miejscu opisujemy szybszą i minimalnie inwazyjną metodę przezskórnego oznaczania GFR.

Streszczenie

Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) jest złotym standardem oceny ogólnej funkcji nerek. Jednak tradycyjne metody oceny GFR są kłopotliwe i czasochłonne. Ponadto wymagane są seryjne próbki krwi lub moczu, co wiąże się ze stresem dla zwierząt doświadczalnych. Najnowsza technika znacznie zmniejsza inwestycję w czas i zasoby, minimalizując inwazyjność i stres zwierząt, ale jest równie ważna jak tradycyjne podejścia. Metoda mierzy przezskórnie czynność nerek. Wykorzystując urządzenie optyczne i egzogenny marker nerkowy izotiocyjanian fluoresceiny (FITC)-sinistrynę, technika ta jest w stanie zmierzyć kinetykę eliminacji markera przez skórę. Ponieważ nie są potrzebne próbki krwi ani moczu ani związane z nimi testy laboratoryjne, wyniki pomiaru przezskórnego są dostępne niemal natychmiast. Metoda została już zwalidowana u różnych gatunków i z powodzeniem zastosowana w kilku modelach patologii nerek. Ponadto, ze względu na swoje minimalnie inwazyjne cechy, nadaje się do pomiarów sekwencyjnych na tym samym zwierzęciu. Tutaj znajduje się szczegółowy protokół do przeprowadzenia przezskórnej oceny czynności nerek u gryzoni.

Wprowadzenie

Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) jest najlepszym parametrem do oceny ogólnej funkcji nerek. Złoty standard do oznaczania GFR opiera się na klirensie egzogennych markerów nerkowych z moczem lub osoczem, takich jak inulina¹. Procedury te są jednak czasochłonne i skomplikowane, wymagają seryjnego pobierania próbek krwi i/lub moczu oraz późniejszych testów laboratoryjnych w celu ich analizy. Ponadto metody te są inwazyjne i stresujące dla zwierząt, ograniczając liczbę i częstotliwość, z jaką pomiary mogą być powtarzane. Opracowano szereg alternatywnych podejść w celu uproszczenia klasycznych procedur określania GFR, ale nadal opierają się one na pobieraniu próbek moczu i osocza^2-4 i/lub wymagają głębokiego znieczulenia^5,6, o którym wiadomo, że wpływa na hemodynamikę i funkcję nerek^7,8. Produkty końcowe metabolizmu, takie jak kreatynina, są również szeroko stosowane do oceny czynności nerek. Wiadomo jednak, że dokładność tych endogennych markerów nie jest optymalna, a ponadto do ich analizy niezbędne jest również pobieranie próbek moczu lub krwi.

Tutaj opisujemy przezskórną metodologię oceny funkcji nerek u przytomnych zwierząt. Ta metoda jest prostsza i szybsza niż tradycyjne metody, a także tylko minimalnie inwazyjna. Dzięki tej technice, przy użyciu zminiaturyzowanego urządzenia optycznego i egzogennego markera nerkowego izotiocyjanianu fluoresceiny (FITC)-sinistryny, możliwe jest określenie czynności nerek niemal w czasie rzeczywistym bez konieczności pobierania próbek osocza lub moczu oraz bez chirurgicznego cewnikowania w celu podania substancji. Ze względu na te cechy metoda nadaje się do wykonywania pomiarów sekwencyjnych u tego samego zwierzęcia.

FITC-sinistrin jest markerem nerkowym swobodnie filtrowanym przez kłębuszki nerkowy, bez reabsorpcji i wydzielania kanalikowego. Część optyczna zminiaturyzowanego urządzenia składa się z dwóch diod elektroluminescencyjnych (LED), które wzbudzają podawany marker oraz fotodiody wykrywającej fluorescencję emitowaną przez skórę. Zarejestrowane dane są przechowywane w pamięci wewnętrznej zintegrowanej z urządzeniem i mogą być wykorzystane do wygenerowania krzywej kinetyki eliminacji FITC-sinistrin. Zasilanie zapewnia mały akumulator litowy. Bardziej szczegółowe informacje na temat urządzenia i jego poszczególnych elementów można znaleźć w Schreiber i wsp. ⁹. Urządzenie można łatwo zamontować na ciele zwierzęcia za pomocą dwustronnej łatki samoprzylepnej z przezroczystym okienkiem dla elementów optycznych. Wyniki są łatwo dostępne po zakończeniu okresu nagrywania.

Dzięki przedstawionej tutaj metodzie i protokołowi, wprowadzamy obiecującą technologię, która mogłaby zastąpić obecny złoty standard do określania GFR, nie tylko w badaniach, ale także w dziedzinie klinicznej.

Protokół

Niezbędne eksperymenty do opracowania protokołu zostały przeprowadzone zgodnie z krajowymi przepisami i zostały zatwierdzone przez lokalny komitet nauk etycznych (Regierungspräsidium Karlsruhe).

1. Przygotowanie roztworu do wstrzykiwań FITC-sinistrin

1. Rozpuścić FITC-sinistrynę w soli fizjologicznej, aby przygotować roztwór podstawowy. Zalecana dawka u myszy wynosi 7,5 mg/100 g masy ciała (m.c.), natomiast u szczurów preferowana jest 5 mg/100 g m.c. FITC-sinistrin. W przypadku myszy należy przygotować roztwór podstawowy FITC-sinistrin o stężeniu 15 mg/ml, natomiast w przypadku szczurów przygotować roztwór o stężeniu 40 mg/ml.
   nuta: Roztwór podstawowy FITC-sinistrin można przygotować z wyprzedzeniem i przechowywać w temperaturze -20 °C, chroniąc przed światłem.

2. Przygotowanie zwierząt

1. Aklimatyzować zwierzęta przez co najmniej tydzień przed ich wprowadzeniem do jakiegokolwiek eksperymentu.
2. Znieczulać zwierzę za pomocą 5% izofluranu przy przepływie 5 l/min_O2 przez 2 min.
3. Upewnij się, że zwierzę jest odpowiednio znieczulone, obserwując jego oddech, który staje się wolniejszy i głębszy, i zweryfikuj brak reakcji z brakiem reakcji palca.
4. Gdy zwierzę zaśnie, zmniejsz znieczulenie do 2,5% izofluranu przy szybkości podawania 2 l/min O₂ i weź BW.
5. Usuń sierść z boku grzbietu zwierzęcia za pomocą golarki elektrycznej. Ogol obszar nieco większy niż obszar, który będzie zajmowany przez dwustronny plaster samoprzylepny o wymiarach 3 cm x 6 cm.
6. Następnie nałóż krem do depilacji na krótki czas (2-3 min), aby usunąć pozostałą sierść.
7. Dokładnie umyj obszar, aż krem zostanie całkowicie usunięty, ponieważ sam krem może być fluorescencyjny.
   nuta: Unikaj drapania skóry zwierzęcia, ponieważ może to spowodować podrażnienie/obrzęk. Jeśli depilowany obszar wykazuje pigmentację na skórze, ogol większy obszar, aż zostanie znalezione niepigmentowane miejsce na część optyczną urządzenia. Zaleca się golenie z 24-godzinnym wyprzedzeniem, aby zminimalizować ekspozycję na znieczulenie.

3. Przygotowanie urządzenia

1. Umieść przyrząd optyczny do pomiaru czynności nerek po jednej stronie dwustronnego plastra samoprzylepnego, umieszczając część optyczną nad przezroczystym okienkiem (ryc. 1), pozostawiając przeciwną część z folią ochronną.
   nuta: Podczas pracy z małymi gryzoniami zmniejsz rozmiar łaty, jak pokazano na rysunku 2.
2. Przymocuj do baterii kawałek dwustronnej łatki samoprzylepnej o odpowiednim rozmiarze, jak pokazano na rysunku 3.

4. Utrwalenie urządzenia na zwierzęciu

1. Należy obliczyć odpowiednią objętość wstrzyknięcia w zależności od masy ciała zwierzęcia.
2. Znieczulić zwierzę izofluranem, jak wskazano wcześniej w punktach 2.1-2.3.
3. Wytnij kawałek rurkowego elastycznego bandaża z gazy o długości około 1 cm dłuższej niż szerokość dwustronnego plastra samoprzylepnego, który ma być użyty.
4. Naciągnij bandaż z elastycznej gazy na głowę zwierzęcia i umieść go na grzbiecie, pozostawiając ogolony obszar odkryty.
   nuta: Alternatywnie przymocuj urządzenie za pomocą samej taśmy samoprzylepnej, ale należy pamiętać o nadmiernym nacisku na urządzenie.
5. Podłącz baterię do urządzenia, podłączając złącze baterii do odpowiedniego portu w urządzeniu. Następnie usuń folię ochronną z kawałka plastra i zamontuj baterię na górnej powierzchni urządzenia (Rysunek 4A). Upewnij się, że bateria jest prawidłowo podłączona, sprawdzając, czy urządzenie zaczyna migać.
   nuta: U szczurów baterię można również przymocować bezpośrednio na plastrze samoprzylepnym, obok urządzenia (Rysunek 4B).
6. Zdejmij osłonę ochronną z plastra z urządzeniem operacyjnym i umieść ją na ogolonym obszarze na grzbiecie zwierzęcia, trzymając jego krawędzie, aż zostanie prawidłowo zamocowana.
7. Przykryj urządzenie rurkowym bandażem z elastycznej gazy, przyklejając go do klejącej powierzchni plastra (Rysunek 5).
8. Prawidłowo rozciągnij bandaż rurkowy na brzuchu zwierzęcia, upewniając się, że kończyny mogą się swobodnie poruszać.
9. Aby uzyskać lepsze mocowanie i ochronę urządzenia, nałóż pasek taśmy klejącej zgodnie z kształtem urządzenia i zakrywający przewody akumulatora.
10. Mierz tło przez 1 do 3 minut, bez wywierania nacisku na urządzenie

5. Procedura podawania i pomiaru FITC-sinistrin

1. Jeśli to konieczne, przed wstrzyknięciem należy rozgrzać ogon zwierzęcia ciepłą wodą lub płytą grzewczą o kontrolowanej temperaturze.
2. Wstrzyknąć przez żyłę ogonową odpowiednią objętość roztworu podstawowego FITC-sinistrin. Objętość wstrzyknięcia zależy od masy ciała zwierzęcia i dlatego musi być obliczona dla każdej osoby, biorąc pod uwagę pożądaną dawkę i stężenie roztworu podstawowego, o których mowa w punkcie 1.1.
3. Upewnij się, że cały roztwór FITC-sinistrin jest podawany dożylnie, a nie podskórnie.
   nuta: Alternatywnie, FITC-sinistrin może być podawany za pomocą wstępnie wszczepionego cewnika dożylnego wyprowadzanego na kark u gryzoni lub przez wstrzyknięcie wstecz oczodołowe u myszy
.
4. Ostrożnie umieść zwierzę z powrotem w klatce domowej, unikając silnych ruchów i jakiegokolwiek nacisku na urządzenie, ponieważ wprowadziłoby to artefakty ruchowe.
5. Umieść klatkę domową w spokojnym miejscu, aby uniknąć przeszkadzania zwierzęciu.
6. Wykonuj pomiar przez co najmniej 1 godzinę w przypadku pracy z myszami i 2 godziny w przypadku korzystania ze szczurów. W tym czasie urządzenie optyczne będzie mierzyć przez skórę fluorescencję emitowaną przez FITC-sinistrin.
   nuta: W okresie rejestracji zwierzę musi być trzymane samotnie. Ponadto należy usunąć dopływ wody, a także wystające konstrukcje, takie jak druciane pokrywy, aby uniknąć uszkodzenia urządzenia elektronicznego i artefaktów ruchu w wyniku uderzeń o przedmioty.

6. Usuwanie urządzenia

1. Po upływie okresu rejestracji należy wyjąć urządzenie bez znieczulenia, jednak w razie potrzeby znieczulić zwierzę krótko pod 5% izofluranem przy szybkości podawania 5 l/min_O2 w ciągu 2 minut.
2. Ostrożnie najpierw zdejmij taśmę klejącą, a następnie bandaż rurkowy.
3. Delikatnie odczep dwustronny plaster samoprzylepny od skóry i umieść zwierzę z powrotem w normalnej klatce domowej.

7. Odczyt danych

1. Odłącz akumulator od urządzenia i usuń łatkę samoprzylepną.
   nuta: Dane są przechowywane w urządzeniu do momentu rozpoczęcia nowego pomiaru. Po podłączeniu baterii zapisane dane są nadpisywane nowymi nagraniami. Dlatego nie podłączaj ponownie baterii przed pobraniem danych z urządzenia. Istnieje 10-sekundowy okres karencji przeznaczony na przypadkowe ponowne włączenie baterii.
2. Podłącz urządzenie do komputera za pomocą micro USB i pobierz dane za pomocą dostarczonego oprogramowania. Plik wyjściowy to plik .csv, który można otwierać i modyfikować za pomocą programu do obsługi arkuszy kalkulacyjnych.
3. Otwórz plik danych z odpowiednim oprogramowaniem dla urządzenia optycznego i wygeneruj krzywą kinetyki eliminacji za pomocą protokołów oprogramowania.
4. Przeanalizuj krzywą, postępując zgodnie z instrukcjami dostarczonymi z urządzeniem optycznym. Krótko, w celu oceny danych, należy ustawić sygnał tła zmierzony przed podaniem FITC-sinistrin i zaznaczyć początek fazy wykładniczego wydalania markera, która zwykle występuje 15 minut i 45 minut po wstrzyknięciu bolusa, odpowiednio u myszy i szczurów.
   nuta: Oprogramowanie automatycznie wyświetli okres półtrwania FITC-sinistryny (t_1/2) wraz z wartością R², określoną przez model 1-komorowy. t_1/2 można wykorzystać do obliczenia GFR przy użyciu współczynnika konwersji^9,10.

Wyniki

Konfiguracja pomiaru przezskórnego jest bardzo prosta i szybka: urządzenie umieszcza się na dwustronnym plastrze przylepnym (Rycina 1) i w razie potrzeby dopasowuje jego rozmiar (Rycina 2), a następnie przygotowuje baterię (Rycina 3) i podłącza ją do urządzenia (Rycina 4).

Ta metoda oceny funkcji nerek została już zwalidowana u różnych gatunków poprzez porównanie z tradycyjnym podejściem opartym na klirensie osocza^9,11,12. Postępując zgodnie z przedstawionym tutaj protokołem, Schreiber et al. wykazali poprawność tej techniki w różnych modelach mysich, wykazując bardzo zbliżone wyniki pomiędzy pomiarem przezskórnym a klirensem osocza dla wszystkich badanych grup (Tabela 1)⁹. W tej pracy otrzymane t_1/2 przeliczono na GFR przy użyciu specyficznego dla myszy półempirycznego współczynnika konwersji.

Spójność przezskórnej oceny funkcji nerek została potwierdzona również z wykorzystaniem różnych szczepów myszy. Pomiary sekwencyjne przeprowadzone w ciągu 3 dni u tego samego zwierzęcia wykazały współczynnik wariancji na poziomie 3,0-6,2%¹³. W niniejszym badaniu nie dokonano konwersji na GFR, lecz wyniki wyrażono i zinterpretowano bezpośrednio w odniesieniu do t_1/2.

Możliwość uzyskania wyników niemal w czasie rzeczywistym jest jedną z głównych zalet tej metody. Po okresie rejestracji wyniki są natychmiast dostępne do analizy, a dostarczone oprogramowanie błyskawicznie wyświetla krzywą wydalania FITC-sinistriny (Rysunek 6). W tym samym oprogramowaniu można wyznaczyć t_1/2 FITC-sinistryny, który może być bezpośrednio wykorzystany jako parametr oceny funkcji nerek przeliczony na GFR. Rysunek 7 przedstawia przebieg krzywej wydalania FITC-sinistryny mierzonej przezskórnie u zwierzęcia z zaburzeniami czynności nerek. Gdy funkcja nerek jest upośledzona, t_1/2 FITC-sinistryny wzrasta ze względu na zmniejszone wydalanie substancji, co zmienia kształt krzywej. Typowo zmierzona krzywa nie powraca do poziomu tła i wykazuje zwiększoną powierzchnię pod krzywą. U tego samego zwierzęcia pomiary od etapu przed urazem do etapu po urazie mogą wykazać wzrost maksymalnej intensywności fluorescencji z powodu akumulacji markera spowodowanej jego ograniczonym wydalaniem. W przypadku niewydolności nerek, krzywa FITC-sinistryny mierzona przezskórnie może wykazywać stan stacjonarny ze względu na znaczne upośledzenie funkcji (Rysunek 7B).

Zastosowanie zminiaturyzowanego urządzenia u kilku szczepów gryzoni o różnym stanie zdrowia wykazało, że technika ta jest odpowiednia i wystarczająco czuła, aby wykryć zmiany wynikające z chorób nerek oraz starzenia się. Tabela 2 przedstawia podsumowanie modeli mysich zbadanych do tej pory za pomocą tej metody.

Rycina 1. Umieszczenie urządzenia na dwustronnym patchu klejącym. Urządzenie jest montowane na patchu klejącym w taki sposób, aby jego część optyczna znajdowała się w przezroczystym okienku.

Rysunek 2. Dostosowanie plastra przylepnego dla gryzoni małych rozmiarów. Do stosowania u małych zwierząt zaleca się zmniejszenie rozmiaru plastra. A: Należy wykorzystać urządzenie jako szablon do prawidłowego wycięcia plastra. B: Po uzyskaniu pożądanego rozmiaru urządzenie można umieścić na lepkiej powierzchni plastra. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Rycina 3. Przygotowanie baterii. Aby przymocować baterię do urządzenia, należy wyciąć mały fragment dwustronnej taśmy klejącej (A i B) i umieścić go na powierzchni baterii (C). Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Rycina 4. Podłączenie i rozmieszczenie baterii podczas pomiaru. (A) U małych gryzoni, takich jak myszy, ze względu na ograniczoną przestrzeń baterię należy umieścić na górze urządzenia. (B) U większych zwierząt baterię można umieścić obok urządzenia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Rycina 5. Umieszczenie rurkowego elastycznego bandaża z gazy u szczura. Bandaż rurkowy powinien zakrywać dwustronny plaster samoprzylepny, nie ograniczając swobodnego ruchu kończyn, aby zapewnić komfort zwierzęciu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Rysunek 6. Reprezentatywny obraz krzywej eliminacji FITC-sinistryny. Sygnał generowany przez FITC-sinistrynę jest wykrywany przezskórnie i zapisywany w pamięci wewnętrznej urządzenia. Po pobraniu zarejestrowanych danych na komputer PC, oprogramowanie generuje krzywą porównywalną z tą przedstawioną na obrazie. Oś Y przedstawia zarejestrowaną intensywność fluorescencji [AU], emitowaną przez wstrzyknięty marker FITC-sinistryny, natomiast oś X reprezentuje czas trwania pomiaru [min]. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Rycina 7. Reprezentatywny obraz krzywej eliminacji FITC-sinistryny u zwierząt z upośledzoną funkcją nerek. (A) Krzywa eliminacji FITC-sinistryny u zwierząt z obniżoną funkcją nerek zazwyczaj wykazuje zwiększoną powierzchnię pod krzywą oraz brak możliwości powrotu do poziomu bazowego w normalnym czasie pomiaru. (B) U zwierząt z ciężkim upośledzeniem funkcji nerek krzywa mierzona przezskórnie może wykazywać stan stacjonarny, co wskazuje na niewydolność nerek. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Tabela 1. Walidacja pomiaru przezskórnego poprzez porównanie z tradycyjnym klirensem plazmatycznym. Pomiar funkcji nerek metodą przezskórną został zwalidowany w różnych modelach mysich (zdrowe i jednostronnie nefrektomizowane (UNX) myszy C57BL/6-129 SV oraz model mysi nefronoptyzy (pcy)) poprzez porównanie z klirensem plazmatycznym. Wartości przedstawiono jako średnie ± SD. GFR, wskaźnik filtracji kłębuszkowej⁹.

Tabela 2. Modele mysie badane przy użyciu pomiaru przezskórnego. UNX, jednostronna nefrektomia; ACE, konwertaza angiotensyny; T^gumodwt/wt, transgeniczny knockout uromoduliny, SD, szczur Sprague Dawley; PKD, wielotorbielowatość nerek.

Dyskusja

W niniejszej pracy opisano procedurę określania funkcji nerek u przytomnych gryzoni przy użyciu zminiaturyzowanego urządzenia i egzogennego markera nerkowego FITC-sinistrin. Jak wspomniano wcześniej, metoda ta ma kilka zalet w porównaniu z tradycyjnymi procedurami usuwania moczu i osocza. Jednym z nich jest niezależność od pobierania próbek krwi i moczu, co prowadzi do dużych oszczędności w zakresie materiałów eksploatacyjnych, czasu i oczywiście stresu zwierząt.

Jak pokazano w Tabeli 2, egzogenny marker nerkowy FITC-sinistrin i pomiar kinetyki jej eliminacji przez skórę pozwalają na zbadanie wpływu patologii nerek na czynność nerek ^9,10,14-18. Seryjne pobieranie próbek krwi niezbędnych do oceny klirensu osocza lub biomarkerów choroby nerek jest stresujące dla zwierzęcia, uciążliwe i czasochłonne dla badaczy. W związku z tym sekwencyjne pomiary w obrębie tego samego zwierzęcia były ograniczone ze względu na dobrostan zwierząt i względy metodologiczne. Udowodniona odtwarzalność pomiaru przezskórnego^{u zwierząt 13} sprawia, że jest to idealna metoda wykrywania zmian w funkcji nerek spowodowanych postępem choroby lub starzeniem się. Z tego samego powodu niezwykle przydatne może być również badanie skuteczności podejść terapeutycznych.

Dwa kluczowe kroki dla pomyślnego zastosowania tej technologii to zamocowanie urządzenia optycznego na zwierzęciu i prawidłowe podanie markera. Urządzenie musi być odpowiednio zamocowane, aby uniknąć artefaktów ruchu. W tym celu kluczowe znaczenie ma zapobieganie przyczepianiu i odklejaniu się dwustronnego plastra samoprzylepnego, ponieważ może to prowadzić do utraty jego właściwości adhezyjnych i ostatecznie do niewłaściwego mocowania na zwierzęciu. Jak wspomniano w protokole, unieruchomienie i ochrona urządzenia optycznego poprzez zakrycie go taśmą klejącą jest skutecznym podejściem zapewniającym odpowiednie mocowanie. Podczas wykonywania wstrzyknięcia bolusa FITC-sinistrin bardzo ważne jest, aby podać całą substancję dożylnie, a nie podskórnie. Uwolnienie markera w tkance podskórnej można łatwo zidentyfikować za pomocą żółtego pierścienia otaczającego ogon zwierzęcia, wytwarzanego przez własny kolor FITC-sinistrin. Wstrzyknięcie podskórne zwykle objawia się bardziej płaską krzywą i wydłużonym czasem wydalania markera. Ewentualne ograniczenie tej metody jest bardziej związane z zastosowanym markerem niż z technologią jako taką. W przypadku wystąpienia obrzęku skóry zwierzęcia nie zaleca się przezskórnej oceny czynności nerek, ponieważ istnieje dodatkowy przedział, który może zmienić dynamikę wydalania FITC-sinistrin. Podobnie, pigmentowana skóra może ograniczać stosowanie tej techniki ze względu na nakładające się widma wzbudzenia i emisji FITC-sinistryny i melaniny. Jednak u zwierząt z pigmentacją skóry w postaci plam problem rozwiązuje się, umieszczając część optyczną urządzenia w niepigmentowanym obszarze.

Możliwe jest modyfikowanie różnych aspektów przezskórnej oceny czynności nerek w celu dostosowania procedury do różnych gatunków zwierząt i/lub podejść. Na przykład, zalecana dawka FITC-sinistrin lub długość pomiaru mogą być dostosowane w zależności od celu eksperymentu, a także dla różnych gatunków lub modeli zwierzęcych. Ta zdolność adaptacyjna metody została już potwierdzona przez jej udane zastosowanie u różnych gatunków gryzoni i kilku rodzajów szczepów o różnym stanie zdrowotnym. Ponadto przezskórna ocena czynności nerek została niedawno zwalidowana u psów i kotów¹² z doskonałymi wynikami. Ze względu na niewątpliwe różnice między tymi zwierzętami a gryzoniami, w badaniu tym określono odpowiednią dawkę FITC-sinistrin zarówno dla psów, jak i kotów, a także przeprowadzono znacznie dłuższy czas pomiaru, 4 godziny zamiast 1 lub 2 godzin stosowanych u gryzoni.

Podsumowując, zastosowanie tej techniki może pomóc nam uzyskać dokładniejszy wgląd w nefrologię, w tym lepiej zrozumieć postęp choroby nerek i efekty terapii. Charakterystyka przezskórnej oceny czynności nerek sprawia, że jest to odpowiednia technika do zastosowania w przyszłych dziedzinach klinicznych stosowanych u ludzi i zwierząt, i powinna być uważana za obiecującą technologię, która zastąpi tradycyjne podejścia.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Urządzenie NIC-Kidney	Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH		Oprogramowanie, akumulatory i ładowarki są dostarczane wraz z urządzeniem/urządzeniami. Zamówienia należy składać za pośrednictwem info@mapdiagnostics.com
FITC-sinistrin	Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH		Zamówienia należy składać za pośrednictwem info@mapdiagnostics.com
Dwustronna łatka samoprzylepna	Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH		Zamówienia należy składać za pomocą
golarki elektrycznej info@mapdiagnostics.com Isis Rodent	Braun Aesculap	GT420
Isoflurane	Abbott GmbH
Taśma klejąca Leukosilk	BSN medical	102200
Rurkowy bandaż z elastycznej gazy	MaiMed Medical GmbH	73012	Dostępne są różne rozmiary. Rozmiar 1 jest zalecany dla myszy.
Krem do depilacji Veet	Reckitt Benckiser	PZN7768307	Preparat do skóry wrażliwej jest zalecany, ponieważ jest bardziej delikatny dla skóry zwierząt
Micro USB	Samsung	APCBU10BBE
Deltajonin Rozwiązanie fizjologiczne	AlleMan Pharma GmbH	3366954	Alternatywnie można go użyć soli fizjologicznej lub PBS

PZN4831850