Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit

20K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53881

⸱

11 maja 2016

 ,  ,  ,  , 
1Trudeau Institute, 2Engelhardt Institute of Molecular Biology, 3Departments of Medicine and Infectious Diseases and Pathology, University of Florida

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy szczegółową procedurę niedokrwienia jelit u myszy, która prowadzi do powtarzalnego uszkodzenia bez śmiertelności, aby zachęcić do standaryzacji tej techniki w całej dziedzinie. Ten model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit może być wykorzystany do badania komórkowych i molekularnych mechanizmów uszkodzenia i regeneracji.

Streszczenie

Niedokrwienie jelit to stan zagrażający życiu, związany z szerokim zakresem stanów klinicznych, w tym miażdżycą, zakrzepicą, niedociśnieniem, martwiczym zapaleniem jelit, przeszczepem jelit, urazami i przewlekłymi stanami zapalnymi. Uszkodzenie jelit spowodowane niedokrwieniem i reperfuzją (IR) jest konsekwencją ostrego niedokrwienia krezki, spowodowanego niewystarczającym przepływem krwi przez naczynia krezkowe, co prowadzi do uszkodzenia jelit. Reperfuzja po niedokrwieniu może jeszcze bardziej nasilić uszkodzenie jelita. Mechanizmy powstawania uszkodzeń spowodowanych podczerwienią są złożone i słabo poznane. W związku z tym eksperymentalne modele małych zwierząt mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia patofizjologii uszkodzeń spowodowanych podczerwienią i opracowania nowych terapii.

Tutaj opisujemy mysi model ostrego uszkodzenia jelit IR, który zapewnia powtarzalne uszkodzenie jelita cienkiego bez śmiertelności. Osiąga się to poprzez wywołanie niedokrwienia w okolicy dystalnego odcinka jelita krętego poprzez czasowe zamknięcie obwodowych i końcowych gałęzi pobocznych tętnicy krezkowej górnej przez 60 minut za pomocą klipsów mikronaczyniowych. Reperfuzja przez 1 godzinę lub 2 godziny po urazie powoduje powtarzalne uszkodzenie jelita badane za pomocą analizy histologicznej. Prawidłowe ułożenie klipsów mikronaczyniowych ma kluczowe znaczenie dla zabiegu. Dlatego klip wideo zawiera szczegółowy wizualny opis tej techniki krok po kroku. Ten model uszkodzenia jelit w podczerwieni może być wykorzystany do badania komórkowych i molekularnych mechanizmów urazu i regeneracji.

Wprowadzenie

Jelito jest bardzo wrażliwe na zakłócenia przepływu krwi, co powoduje niedokrwienie i uszkodzenie nabłonka. Reperfuzja po niedokrwieniu zapewnia ponowne dotlenienie tkanki i może dodatkowo sprzyjać patologii. Dlatego niedokrwienie jelit i uszkodzenie reperfuzyjne wiąże się z szerokim zakresem patologii, w tym martwiczym zapaleniem jelit, odrzuceniem przeszczepu allogenicznego po przeszczepie jelita cienkiego, powikłaniami operacji tętniaka aorty brzusznej, pomostowaniem krążeniowo-oddechowym i nieswoistymi zapaleniami jelit 1,2. Uszkodzenie jelit w podczerwieni, zwłaszcza ostre niedokrwienie krezki, jest stanem zagrażającym życiu, powodującym zachorowalność i śmiertelność 3.

Chociaż słabo zrozumiane, uważa się, że uszkodzenie niedokrwienia i reperfuzji jelit (IR) jest związane ze zmianami w mikrobiocie jelitowej, jak również z produkcją reaktywnych form tlenu oraz cytokin i chemokin zapalnych 1,4-6. Prowadzi to do aktywacji zarówno wrodzonych, jak i adaptacyjnych mechanizmów immunologicznych, które sprzyjają stanowi zapalnemu i uszkodzeniu tkanek 1,7,8.

Modele zwierzęce są kluczowe dla zrozumienia mechanizmów uszkodzeń spowodowanych przez IR, ponieważ pozwalają na łatwe eksperymenty genetyczne dotyczące zysków i strat funkcji. Opracowano kilka zwierzęcych modeli IR, które obejmują całkowitą okluzję naczyń krwionośnych, niedokrwienie o niskim przepływie i segmentową okluzję naczyń (podsumowane w niedawnym kompleksowym przeglądzie 9). Niedokrwienie jelit spowodowane całkowitym zamknięciem naczyń tętnicy krezkowej górnej (SMA) jest łatwym i powszechnie stosowanym modelem IR u dużych zwierząt i gryzoni 9-11. Jednak różne obszary jelita mają różną podatność na urazy. Ponadto różnorodna gama środków znieczulających, przeciwbólowych, technik zamykania tętnic, a także niespójność w czasie trwania urazu niedokrwiennego i rekonwalescencji skutkują różnym stopniem urazu zakłócającym nasze rozumienie biologii IR w wielu badaniach. Tabela 1 pokazuje te niespójności w badaniach IR u myszy. Największą wadą stosowania krótszych czasów niedokrwiennych (30-45 min) jest ukierunkowanie na okno powrotu do zdrowia, w którym można zaobserwować dostrzegalne różnice między przypadkami i kontrolami. Łagodne uszkodzenie nabłonka może ustąpić w godzinę po reperfuzji, dlatego mogą być wymagane specjalistyczne wskaźniki patologiczne w celu znalezienia różnic w restytucji nabłonka. Natomiast nadmierne uszkodzenie, widoczne po 100 minutach urazu niedokrwiennego, może skutkować całkowitym ogołoceniem nabłonka, w którym restytucja nie jest już możliwa, zwiększając śmiertelność i czas rekonwalescencji. Dlatego tutaj opisujemy szczegółową procedurę jelitowego IR u myszy, która skutkuje powtarzalnym urazem bez śmiertelności, aby zachęcić do standaryzacji tej techniki w naszej dziedzinie. Ten model uszkodzenia jelit w podczerwieni może być wykorzystany do badania komórkowych i molekularnych mechanizmów urazu i regeneracji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badania na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Narodowego Instytutu Zdrowia i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Instytutu Trudeau. Do badania użyto 8-12 tygodniowych myszy C57BL/6.

1. Przygotowanie do operacji

  1. Przygotuj i wysterylizuj narzędzia chirurgiczne.
  2. Przygotuj system znieczulenia na bazie izofluranu ze stożkiem na nos i podgrzewaną podkładką. Upewnij się, że podgrzewana podkładka nie jest przegrzana (<39 ºC).
  3. Upewnij się, że kanister z izofluranem jest prawidłowo ustawiony, aby otwory wylotowe na dnie kanistra nie były w żaden sposób zablokowane ani zasłonięte. Przed zabiegiem zważ kanister z gazem i udokumentuj wagę na kanistrze. Wyrzuć kanister, gdy waga kanistra przekracza 50 g skumulowanej wagi (~12 godzin).

2. Znieczulenie

  1. Znieczulić mysz 3% izofluranem w komorze indukcyjnej (1 l/minO2).
    1. Oceń głębokość znieczulenia na podstawie niemożności utrzymania pozycji pionowej, utraty celowych dobrowolnych ruchów, utraty odruchu mrugania, rozluźnienia mięśni i utraty odpowiedzi na stymulację odruchową (szczypanie palca u nogi lub ogona przy silnym nacisku).
    2. Oceń częstość i wzorzec oddychania, obserwując ruchy ściany klatki piersiowej i brzucha. W optymalnym znieczuleniu częstość oddechów powinna wynosić ~ 55-65 oddechów na minutę.
    3. Wyjmij mysz z komory indukcyjnej i szybko ogol obszar brzucha myszy.
  2. Aby zapobiec wysuszeniu rogówki, umieść w oczach mdłą maść okulistyczną.
  3. Umieść mysz na podgrzewanej podkładce i podłącz ją za pomocą stożka nosowego do systemu znieczulającego. Upewnij się, że lateksowa membrana stożka nosa dobrze przylega do głowy myszy i nie ma wycieku izofluranu.
  4. Należy zmniejszyć dawkę izofluranu do 1,5% i wstrzyknąć podskórnie buprenorfinę (0,1 mg/kg) i ketaminę (10 mg/kg), aby zapobiec narastaniu kaskady bólu.
  5. Przetrzyj skórę miejsca operacji sterylnym wacikiem nasączonym roztworem chirurgicznym Betadine, a następnie 70% etanolem.

3. Chirurgia

  1. Wykonaj laparotomię 3-5 cm w linii środkowej za pomocą nożyczek operacyjnych. Przykryj obszar operacyjny sterylną, nieprzywierającą podkładką zwilżoną solą fizjologiczną. Odizoluj jelito ślepe i jelito kręte i odsłoń tętnicę krezkową górną za pomocą wacików zwilżonych solą fizjologiczną.
  2. Aby ułatwić zakładanie klipsów, wykonaj małe nacięcia w krezce otaczającej tętnicę krezkową górną za pomocą cienkich nożyczek do tęczówki. Aby to zrobić, delikatnie podnieś jelito za pomocą kleszczy opatrunkowych i przetnij krezkę po obu stronach tętnicy krezkowej górnej w żądanej pozycji klipsa (ryc. 1A). Następnie dodaj kilka kropli sterylnej soli fizjologicznej w obszar żądanej pozycji klipsa przed nałożeniem clips.
    Uwaga: Aby wykonać operację pozorowaną, postępuj zgodnie z procedurą chirurgiczną do kroku 3.2. Nie stosuj klisów. Zamiast tego utrzymuj tkankę wilgotną przez dodanie ciepłej soli fizjologicznej, jak opisano w ppkt 3.6 przez 1 godzinę. Następnie przejdź do kroku 4.1,
  3. Zatkaj gałęzie pierwszego rzędu tętnicy krezkowej górnej za pomocą klipsów mikronaczyniowych (siła 70 g) za pomocą aplikatora klipsowego, aby utworzyć 5-7 cm obszar niedokrwiennego jelita krętego przylegający do jelita ślepego (ryc. 1B). Chociaż położenie naczyń jest konserwatywne, mogą występować niewielkie różnice między myszami (patrz przykłady na rycinie 1). Dlatego zwykle wymagane są 2 lub 3 klipsy (patrz lokalizacja zacisków na rysunku 1A, D, E, czarne strzałki).
    Uwaga: Używaj wysokiej jakości klipsów do naczyń. Klipsy wysokociśnieniowe mogą uszkodzić naczynia krwionośne i uniemożliwić regenerację, podczas gdy klipsy niskociśnieniowe (<30 g) mogą nie zablokować całkowicie przepływu krwi.
  4. Zablokuj przepływ krwi obocznej przez jelito za pomocą dwóch klipsów mikronaczyniowych w poprzek naczyń (siła 40 g), wyznaczając obszar niedokrwionego jelita (ryc. 1). Niedrożność naczyń pobocznych jest wymagana, aby zapobiec dopływowi krwi z sąsiednich naczyń krwionośnych (patrz lokalizacja klipsów na rysunku 1A, D, E, zielone strzałki).
  5. Opcjonalnie: Dodaj roztwór heparyny (6 jednostek USP/ml), aby zapobiec krzepnięciu krwi. Kroplami dodawać 0,5 ml roztworu heparyny do izolowanego jelita.
  6. Zwilż sterylną, nieprzywierającą podkładkę, delikatne chusteczki z solą fizjologiczną podgrzaną do temperatury 37 °C i nałóż na obszar operacyjny. Upewnij się, że chusteczki pozostają mokre podczas całej procedury.
  7. Utrzymuj niedokrwienie przez 60 minut, stosując 1-1,5% znieczulenia izofluranem przez cały czas. Jeśli zabieg niedokrwienia zostanie wykonany prawidłowo, obszar niedokrwienny zmieni kolor na winnoczerwony w ciągu około 30 minut. Należy pamiętać, że naczynia krwionośne dystalnie do pozycji zacisku są powiększone podczas niedokrwienia (ryc. 1, prawe panele), co wskazuje na udaną okluzję.
  8. Uważnie monitoruj mysz w fazie niedokrwienia. Kontynuuj nakładanie roztworu soli fizjologicznej na nieprzylegającą podkładkę pokrywającą miejsce operacji.
  9. Zaznacz krawędzie obszaru niedokrwiennego, pipetując 20 μl hematoksyliny 3 Gilla na tkankę, aby ułatwić pobranie niedokrwionej tkanki i sąsiedniej zdrowej tkanki od tej samej myszy w celu porównania (ryc. 1E, prawy panel).

4. Etap reperfuzji

  1. Pod koniec niedokrwienia dodaj kilka kropel soli fizjologicznej na obszar klipsa i delikatnie usuń klipsy mikronaczyniowe za pomocą aplikatora do klipsów. Następnie delikatnie wepchnij jelito z powrotem do jamy brzusznej za pomocą zwilżonych solą fizjologiczną bawełnianych końcówek. Usuń nieprzylegającą podkładkę i zamknij ścianę brzucha i skórę za pomocą klipsów ze stali nierdzewnej o średnicy 9 mm. Jeśli reperfuzja jest wykonywana dłużej niż 3 godziny, użyj wchłanialnego szwu vicryl, aby zamknąć ścianę brzucha przed założeniem klipsów na ranę na skórze.
  2. Trzymaj myszy w ogrzewanej, czystej klatce przez żądany czas (30 min, 60 min, 120 min lub 180 min) dla fazy reperfuzji.
  3. Sprawdzaj zwierzęta co najmniej co 30 minut, aby upewnić się, że są stabilne.

5. Sekcja zwłok i pobieranie jelita cienkiego

  1. Poddaj myszy eutanazji przez przedawkowanie CO2, a następnie zwichnięcie szyjki macicy w pożądanym czasie po reperfuzji.
  2. Otwórz jamę brzuszną i zbierz niedokrwioną tkankę jelitową do dalszej analizy. Zbierz zdrową, normalną tkankę przylegającą do uszkodzonej tkanki jako kontrolę wewnętrzną, aby uwzględnić wszelkie ogólnoustrojowe reakcje na uraz.
    Uwaga: Ta kontrola jest bardziej odpowiednia niż myszy kontrolne operowane pozorowane, ponieważ myszy pozorowane nie przechodzą reakcji ogólnoustrojowej na uraz wywołany podczerwienią.
  3. Treść jelitową wypłukać za pomocą strzykawki o pojemności 30 ml z dołączoną igłębnikiem wypełnioną solą fizjologiczną, a następnie przeciąć jelito wzdłużnie. Jeśli do analizy ekspresji genów potrzebna jest próbka jelita, należy wyciąć fragment o średnicy 1,5 mm wzdłużnie, a pozostały fragment wykorzystać do analizy histologicznej.
  4. Do analizy histologicznej przygotuj szwajcarską bułkę za pomocą kleszczy, aby zwinąć jelito.
  5. Aby utrzymać zwiniętą formę, umieść kawałki jelita między podkładkami piankowymi do biopsji w kasetach na tkanki (ryc. 2). Umieść kasety w 10% buforowanej formalinie.
  6. Utrwal tkankę w formalinie na co najmniej 24 godziny. Zastąp formalinę 70% etanolem na dodatkowe 24 godziny. Przechowuj tkankę w 70% etanolu na czas nieokreślony w temperaturze pokojowej.
  7. Zanurz w parafinie, wytnij skrawki 5 μm i zabarwij hematoksyliną i eozyną przy użyciu standardowego protokołu (ryc. 3).

6. Punktacja

  1. Oceń mysie uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne, jak podsumowano w tabeli 2. Wybierz odpowiednią metodę punktacji.
  2. Opcjonalnie: Podziel pole widzenia na cztery sekcje, ponieważ stopień urazu jest różny w całym przekroju.
  3. Oblicz średnią ocenę z każdej sekcji na podstawie wyników uzyskanych w ciemno.
  4. Porównaj stopień uszkodzonej tkanki między przypadkami i kontrolą, a także z nieuszkodzoną tkanką za pomocą testu Kruskala-Wallisa, a następnie testu wielokrotnych porównań Dunna.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zoptymalizowaliśmy protokół eksperymentalny operacji IR, aby uzyskać powtarzalne uszkodzenia jelita krętego indukowane niedokrwieniem i reperfuzją u myszy. Reprezentatywne wyniki przedstawiono w tej sekcji.

Rycina 1 przedstawia przykłady rozmieszczenia klipsów naczyniowych w celu wywołania niedokrwienia jelita cienkiego. Czarne strzałki wskazują położenie głównych klipsów zamykających gałęzie pierwszego rzędu tę...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opracowanie mysich modeli uszkodzenia jelit w podczerwieni znacznie poprawiło zrozumienie mechanizmów uszkodzenia tkanek i pomogło w opracowaniu potencjalnych strategii terapeutycznych w celu zminimalizowania uszkodzeń tkanek 7,9,11,34. Krytycznymi etapami tego protokołu są prawidłowe ustawienie klipsów mikronaczyniowych, prawidłowy czas niedokrwienia i właściwa ocena histologiczna uszkodzenia IR.

Czas trwania niedokrwienia ma kluczowe znaczenie dla późniejszego uszkodzenia nabłonka...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Rosyjską Fundację Naukową, grant nr 14-50-00060 i LLC RUSCHEMBIO. Praca ta była również wspierana przez grant 294083 Fundacji Leśniowskiego-Crohna i Zapalenia Jelita Grubego w Ameryce (dla AVT) oraz przez grant NIH RO1 DK47700 (dla C.J.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Podgrzewana podkładkaSunbeamE12107-819Alternatywa: Podgrzewana podkładka Braintree Scientific
Stołowa maszyna do znieczulenia badawczegoVascoUCAP 0001-0000171Alternatywa: Parkland Scientific,
stożek V3000PS nosaParkland ScientificARES500
Kanister i wymienny wkładParkland Scientific80000, 80120
Komora indukcyjnaSurgivetV711802
IsofluranePiramal HealthcareNDC 66794-013-10Substancja kontrolowana, skontaktuj się z IACUC
Maszynka do strzyżenia zwierząt Oster Oster Golden A5 078005-050-003
Maść oftalmicznaWebster8804604
BuprenorphineMcKesson562766Substancja kontrolowana, skontaktuj się z IACUC
Ketaset (Ketamina HCl)PfizerNADA 45-290Substancja kontrolowana, skontaktuj się z IACUC
Bawełniane końcówkiPuritan produkty medyczne806-WCAutoklaw przed użyciem
BetadinePurdue Products67618-150-1710% Powidon-Jod
Sterylny roztwór soliAspen46066-807-60Przed użyciem dostosuj temperaturę pokojową
Termometr na podczerwień dla gryzoniBIOSEBBIO-IRB153
Klipsy mikronaczyniowe, 70 gRoboz Surgical RS5424, RS5435Alternatywa: WPI 14121, do okluzji SMA
Klipsy mikronaczyniowe, 40 gRoboz Surgical RS6472Alternatywa:WPI 14120, do okluzji naczyń bocznych
Klips do nakładania kleszczykówWorld Precision Instruments14189Alternatywa: Roboz #RS-5410 lub  #RS-5440
Gill's 3 hematoksylinaThermo Scientific14-390-17
Zszywki chirurgiczne, Reflex 9 mmCell Point Scientific201-1000
Aplikator AutoclipBeckton Dickinson427630
Podkładka piankowa ByopsySimportM476-1
Kaseta na chusteczkiFisher Healthcare15182701AHistosette II kombinowana pokrywka i podstawa
10% buforowana formalinaFisher Scientific245-684
Chirurgiczne nożyczki do tęczówkiWorld Precision Instruments501263-G SCAlternatywa: Roboz RS6816
Nożyczki operacyjneWorld Precision Instruments501219-GAlternatywa: Roboz RS6814
Kleszcze opatrunkoweRoboz Surgical RS-5228, RS-8122Alternatywa: World Precision Instruments 1519-G
Heparyna, bez endotoksyn, 300 jednostek USP/fiolkę, 50 mgSigma2106
Odruchowe szczypce do usuwania ranRoboz Surgical RS-9263Alternatywa: World Precision Instruments:
500347 Myszy C57BL/6J Jackson LaboratoryNr magazynowy 0664
Nieprzylegające opatrunki Telfa, 3 x 4, sterylnePipety transferowe Coviden1050
FisherbrandFischer Scientific13-711-5AMUżyj pipet, aby kroplami dodać sól fizjologiczną

Bibliografia

  1. Eltzschig, H. K., Eckle, T. Ischemia and reperfusion--from mechanism to translation. Nat Med. 17, 1391-1401 (2011).
  2. Lenaerts, K., et al. New insights in intestinal ischemia-reperfusion injury: implications for intestinal transplantation. Curr Opin Organ Transplant. 18, 298-303 (2013).
  3. Yasuhara, H. Acute mesenteric ischemia: the challenge of gastroenterology. Surg Today. 35, 185-195 (2005).
  4. Perez-Chanona, E., Muhlbauer, M., Jobin, C. The microbiota protects against ischemia/reperfusion-induced intestinal injury through nucleotide-binding oligomerization domain-containing protein 2 (NOD2) signaling. Am J Pathol. 184, 2965-2975 (2014).
  5. Lee, H., et al. Delineating the relationships among the formation of reactive oxygen species, cell membrane instability and innate autoimmunity in intestinal reperfusion injury. Mol Immunol. 58, 151-159 (2014).
  6. Yoshiya, K., et al. Depletion of gut commensal bacteria attenuates intestinal ischemia/reperfusion injury. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 301, G1020-G1030 (2011).
  7. Wu, M. C., et al. The receptor for complement component C3a mediates protection from intestinal ischemia-reperfusion injuries by inhibiting neutrophil mobilization. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 9439-9444 (2013).
  8. Muhlbauer, M., Perez-Chanona, E., Jobin, C. Epithelial cell-specific MyD88 signaling mediates ischemia/reperfusion-induced intestinal injury independent of microbial status. Inflamm Bowel Dis. 19, 2857-2866 (2013).
  9. Gonzalez, L. M., Moeser, A. J., Blikslager, A. T. Animal models of ischemia-reperfusion-induced intestinal injury: progress and promise for translational research. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 308, G63-G75 (2015).
  10. Megison, S. M., Horton, J. W., Chao, H., Walker, P. B. A new model for intestinal ischemia in the rat. J Surg Res. 49, 168-173 (1990).
  11. Goldsmith, J. R., et al. Intestinal epithelial cell-derived mu-opioid signaling protects against ischemia reperfusion injury through PI3K signaling. Am J Pathol. 182, 776-785 (2013).
  12. Cuzzocrea, S., et al. Glycogen synthase kinase-3beta inhibition attenuates the development of ischaemia/reperfusion injury of the gut. Intensive Care Med. 33, 880-893 (2007).
  13. Farber, A., et al. A specific inhibitor of apoptosis decreases tissue injury after intestinal ischemia-reperfusion in mice. J Vasc Surg. 30, 752-760 (1999).
  14. Ben, D. F., et al. TLR4 mediates lung injury and inflammation in intestinal ischemia-reperfusion. J Surg Res. 174, 326-333 (2012).
  15. Watson, M. J., et al. Intestinal ischemia/reperfusion injury triggers activation of innate toll-like receptor 4 and adaptive chemokine programs. Transplant Proc. 40, 3339-3341 (2008).
  16. Watanabe, T., et al. Activation of the MyD88 signaling pathway inhibits ischemia-reperfusion injury in the small intestine. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 303, G324-G334 (2012).
  17. Murayama, T., et al. JNK (c-Jun NH2 terminal kinase) and p38 during ischemia reperfusion injury in the small intestine. Transplantation. 81, 1325-1330 (2006).
  18. Park, P. O., Haglund, U., Bulkley, G. B., Falt, K. The sequence of development of intestinal tissue injury after strangulation ischemia and reperfusion. Surgery. 107, 574-580 (1990).
  19. Jilling, T., Lu, J., Jackson, M., Caplan, M. S. Intestinal epithelial apoptosis initiates gross bowel necrosis in an experimental rat model of neonatal necrotizing enterocolitis. Pediatr Res. 55, 622-629 (2004).
  20. Aprahamian, C. J., Lorenz, R. G., Harmon, C. M., Dimmit, R. A. Toll-like receptor 2 is protective of ischemia-reperfusion-mediated small-bowel injury in a murine model. Pediatr Crit Care Med. 9, 105-109 (2008).
  21. Tatum, P. M., Harmon, C. M., Lorenz, R. G., Dimmitt, R. A. Toll-like receptor 4 is protective against neonatal murine ischemia-reperfusion intestinal injury. J Pediatr Surg. 45, 1246-1255 (2010).
  22. Fleming, S. D., et al. Anti-phospholipid antibodies restore mesenteric ischemia/reperfusion-induced injury in complement receptor 2/complement receptor 1-deficient mice. J. Immunol. 173, 7055-7061 (2004).
  23. Fleming, S. D., et al. Mice deficient in complement receptors 1 and 2 lack a tissue injury-inducing subset of the natural antibody repertoire. J. Immunol. 169, 2126-2133 (2002).
  24. Lapchak, P. H., et al. Platelets orchestrate remote tissue damage after mesenteric ischemia-reperfusion. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 302, G888-G897 (2012).
  25. Rehrig, S., et al. Complement inhibitor, complement receptor 1-related gene/protein y-Ig attenuates intestinal damage after the onset of mesenteric ischemia/reperfusion injury in mice. J. Immunol. 167, 5921-5927 (2001).
  26. Hoffman, S. M., Wang, H., Pope, M. R., Fleming, S. D. Helicobacter infection alters MyD88 and Trif signalling in response to intestinal ischaemia-reperfusion. Exp Physiol. 96, 104-113 (2011).
  27. Moses, T., Wagner, L., Fleming, S. D. TLR4-mediated Cox-2 expression increases intestinal ischemia/reperfusion-induced damage. J Leukoc Biol. 86, 971-980 (2009).
  28. Feinman, R., et al. HIF-1 mediates pathogenic inflammatory responses to intestinal ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 299, G833-G843 (2010).
  29. Lapchak, P. H., et al. The role of platelet factor 4 in local and remote tissue damage in a mouse model of mesenteric ischemia/reperfusion injury. PloS one. 7, e39934(2012).
  30. Wen, S. H., et al. Ischemic postconditioning during reperfusion attenuates intestinal injury and mucosal cell apoptosis by inhibiting JAK/STAT signaling activation. Shock. 38, 411-419 (2012).
  31. Wang, F., et al. Temporal variations of the ileal microbiota in intestinal ischemia and reperfusion. Shock. 39, 96-103 (2013).
  32. Zou, L., Attuwaybi, B., Kone, B. C. Effects of NF-kappa B inhibition on mesenteric ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 284, G713-G721 (2003).
  33. Hassoun, H. T., et al. Alpha-melanocyte-stimulating hormone protects against mesenteric ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 282, G1059-G1068 (2002).
  34. Stallion, A., et al. Ischemia/reperfusion: a clinically relevant model of intestinal injury yielding systemic inflammation. J Pediatr Surg. 40, 470-477 (2005).
  35. Blikslager, A. T., Roberts, M. C., Rhoads, J. M., Argenzio, R. A. Is reperfusion injury an important cause of mucosal damage after porcine intestinal ischemia? Surgery. 121, 526-534 (1997).
  36. Barker, N., et al. Identification of stem cells in small intestine and colon by marker gene Lgr5. Nature. 449, 1003-1007 (2007).
  37. Victoni, T., et al. Local and remote tissue injury upon intestinal ischemia and reperfusion depends on the TLR/MyD88 signaling pathway. Med Microbiol Immunol. 199, 35-42 (2010).
  38. Watanabe, T., et al. Toll-like receptor 2 mediates ischemia-reperfusion injury of the small intestine in adult mice. PloS one. 9, e110441(2014).
  39. Pope, M. R., Fleming, S. D. TLR2 modulates antibodies required for intestinal ischemia/reperfusion-induced damage and inflammation. J. Immunol. 194, 1190-1198 (2015).
  40. Leung, F. W., Su, K. C., Passaro, E. Jr, Guth, P. H. Regional differences in gut blood flow and mucosal damage in response to ischemia and reperfusion. Am J Physiol. 263, G301-G305 (1992).
  41. Chiu, C. J., McArdle, A. H., Brown, R., Scott, H. J., Gurd, F. N. Intestinal mucosal lesion in low-flow states. I. A morphological, hemodynamic, and metabolic reappraisal. Arch Surg. 101, 478-483 (1970).
  42. Quaedackers, J. S., et al. An evaluation of methods for grading histologic injury following ischemia/reperfusion of the small bowel. Transplant Proc. 32, 1307-1310 (2000).
  43. Bianciardi, P., Scorza, R., Ghilardi, G., Samaja, M. Xanthine oxido-reductase activity in ischemic human and rat intestine. Free Radic Res. 38, 919-925 (2004).
  44. Yandza, T., et al. The pig as a preclinical model for intestinal ischemia-reperfusion and transplantation studies. J Surg Res. 178, 807-819 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Tętnica krezkowa górnaklipsy mikronaczynioweanaliza histologicznabarwienie hematoksyliną i eosinątechnika Swiss rollekspresja TNF-alfaIL-1 betaIL-6chemokina Cxcl2
Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.