Artykuł metodologiczny

Zwiększenie początkowego tempa wzrostu roślin rolniczych poprzez wykorzystanie statycznych pól magnetycznych

DOI:

10.3791/53967

⸱

8 lipca 2016

 ,  , 
1College of Medicine, Yonsei University, 2Simon Fraser University, 3Biomedical Research Institute, Seoul National University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego protokołu jest pokazanie przyspieszenia początkowego tempa wzrostu roślin poprzez zastosowanie statycznych pól magnetycznych bez zewnętrznej energii.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urządzenia elektroniczne i przewody wysokiego napięcia wywołują pola magnetyczne. Pole magnetyczne o wartości 1300-2500 Gauss (0,2 Tesli) zastosowano do szalek Petriego zawierających nasiona niecierpka balsamicznego (Impatiens balsamina), Mizuny (Brassica rapa var. japonica), Komatsuna (Brassica rapa var. perviridis) i Mescluns (Lepidium sativum). Zastosowaliśmy magnesy pod naczyniem hodowlanym. W ciągu 4 dni stosowania zaobserwowaliśmy, że długość łodygi i korzenia zwiększyła się. Grupa poddana leczeniu polem magnetycznym (n = 10) wykazała 1,4 razy szybsze tempo wzrostu w porównaniu z grupą kontrolną (n = 11) w ciągu łącznie 8 dni (p <0,0005). Wskaźnik ten jest o 20% wyższy niż ten zgłoszony w poprzednich badaniach. Linie zespolone tubuliny nie miały punktów łączących, ale punkty łączące pojawiają się po zastosowaniu magnesów. Pokazuje to całkowitą różnicę w stosunku do kontroli, co oznacza nieprawidłowe układy. Jednak dokładna przyczyna pozostaje niejasna. Te wyniki poprawy wzrostu za pomocą magnesów sugerują, że możliwe jest zwiększenie tempa wzrostu, zwiększenie produktywności lub kontrolowanie szybkości kiełkowania roślin poprzez zastosowanie statycznych pól magnetycznych. Ponadto pola magnetyczne mogą powodować zmiany fizjologiczne w komórkach roślinnych i mogą indukować wzrost. Dlatego stymulacja polem magnetycznym może mieć możliwe skutki podobne do skutków nawozów chemicznych, co oznacza, że można uniknąć stosowania nawozów.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kiełkowanie to wzrost rośliny, który prowadzi do powstania siewki1. W pewnych warunkach rozpoczyna się kiełkowanie nasion, a tkanki embrionalne wznawiają wzrost. Rozpoczyna się od nawodnienia nasion w celu aktywacji enzymów do kiełkowania. Nasiona można skłonić do kiełkowania in vitro (na szalce Petriego lub w probówce)1,2.

Statyczne pola magnetyczne to specjalne siły, które powodują ruchy cząsteczek z ładunkami jonowymi za pomocą siły Lorentza3,4. Siła Lorentza powstaje, gdy zjonizowany lub naładowany obiekt porusza się pod wpływem pola magnetycznego. Każdy materiał składa się z atomów, które składają się z elektronów i protonów. Kiedy pojawiają się pola magnetyczne, niezależnie od tego, czy są one statyczne, czy zmienne, wpływają na ruch naładowanego materiału. Dotyczy to również roślin i cząsteczek wody, co wpływa na stan cząsteczek wewnątrzkomórkowych. W poprzednim badaniu cewki elektromagnetyczne zostały użyte do generowania pulsujących pól magnetycznych, a jako obiekty wybrano rośliny "Komatsuna"5. W niniejszym badaniu statyczne pola magnetyczne generowane przez magnes zostały wykorzystane do uzyskania podobnych, ale różnych efektów, jak badanie ekspansji siły Lorentza.

Częstotliwość pola magnetycznego, a nie jego polaryzacja, jest kluczowym czynnikiem dla kiełkowania roślin. Wcześniejsze badania sugerowały, że maksymalne tempo kiełkowania było o 20% wyższe niż w grupie kontrolnej, gdy częstotliwość pola magnetycznego wynosiła około 10 Hz. Kiedy pole zostało usunięte w sposób wsteczny, tempo wzrostu było osłabione5. Statyczne pola magnetyczne mają znaczący wpływ na początkowy wzrost6-8, przede wszystkim na kiełkowanie6 i wzrost korzeni7.

W niniejszym badaniu użyliśmy magnesów statycznych, aby zbadać możliwość regulowania wzrostu roślin rolniczych za pomocą pól magnetycznych. W szczególności naszym celem było ustalenie, czy pewne warunki stosowania pola magnetycznego mogą zwiększyć tempo wzrostu do poziomów wyższych niż te wymienione w literaturze. Ponadto, jeśli początkowe kiełkowanie roślin można z powodzeniem zwiększyć za pomocą pola magnetycznego, można uniknąć stosowania nawozów chemicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Ustawienia początkowe

  1. Gatunki roślin rolniczych
    1. Użyj nasion Balsamu Ogrodowego (Impatiens balsamina), Mizuna (Brassica rapa var. japonica), Komatsuna (Brassica rapa var. perviridis) i Mescluns (Lepidium sativum).
      UWAGA: Impatiens balsamina (Balsam ogrodowy lub Balsam różany) to gatunek pochodzący z Indii; kilku członków znajduje się również w Mjanmie. Komatsuna (Brassica rapa var. perviridis lub komatsuna) jest odmianą tego samego gatunku co rzepa pospolita. Rzeżucha ogrodowa (Lepidium sativum) to rodzaj zioła, które jest taksonomicznie spokrewnione z rukwią wodną i gorczycą. Mają podobne smaki i zapach, dla których są komercyjnie wykorzystywane5,7.
  2. Kultury roślinne
    1. Nasiona Balsamu ogrodowego (Impatiens balsamina), Mizuna (Brassica rapa var. japonica), Komatsuna (Brassica rapa var. perviridis) i Mescluns (Lepidium sativum) na szalce Petriego o średnicy 100 mm (100 pi). Upewnij się, że na jednej tabliczce znajduje się tylko jeden rodzaj gatunków.
    2. W przypadku warunków hodowli umieść nasiona na ręczniku celulozowym. Zanurz ręcznik i nasiona w potrójnie destylowanej wodzie. Zmierz i potwierdź, że RT w laboratorium wewnętrznym ma temperaturę 18-25 °C, przy wilgotności w zakresie 65-75% (patrz sekcja 3.1.2).
    3. Jeśli chodzi o liczbę nasion, hoduj 10 ± 1 nasiona Balsamu Ogrodowego, 50 ±10 nasion Mizuna, 330 ± 20 nasion Komatsuna i 380 ± 20 nasion Mescluns. Stosować identyczne warunki mierzone jako 18-25 °C, przy wilgotności w zakresie 65-75% (patrz rozdział 2.1.1).
      UWAGA: Wszystkie eksperymenty przeprowadzono w laboratorium w warunkach wewnętrznych z regulowanym zakresem wilgotności i temperatury. Wilgotność i temperatura nie były statyczne, ale zapewniały identyczne warunki dla grupy leczonej magnesem i grupy kontrolnej.

2. Kultura czterech roślin uprawnych

  1. Procedura eksperymentalna
    1. Postępuj zgodnie z sekcją 1.2.3) dla gatunków roślin i warunków hodowli w grupie kontrolnej i grupie stosowanej magnesu.
    2. Zastosuj trzy magnesy o mocy 1 750 ± 350 Gaussów (10 000 Gaussów = 1 Tesla) na dnie szalek 100 pi dla Balsamu Ogrodowego. Podczas aplikacji upewnij się, że trzy magnesy nie stykają się bezpośrednio z nasionami i są oddzielone plastikowym dnem szalki Petriego. Bezpośrednia odległość między nasionami a magnesami powinna wynosić 2-4 mm. Stosuj magnesy przez 168 godzin (7 dni) dla czterech roślin rolniczych.
    3. Postępując identycznie jak w ppkt 2.1.2), przyłóż dwa magnesy, jeden (skierowany stroną N do góry) na górze, a drugi (skierowany stroną S do góry) na spodzie płytki hodowlanej Garden Balsam.
      UWAGA: Kijki są nakładane w różny sposób w Garden Balsam. Jednak orientacja biegunów nie jest uważana za kluczowy czynnik w tym badaniu dla zmian wzrostu, ponieważ wszystkie środowiska są identyczne, z wyjątkiem kierunku strumienia magnetycznego. Celem zastosowania tyczek N i S do Garden Balsam było sprawdzenie ich praktycznej zdolności do stosowania na polach, na których orientacja tyczki może być trudna do opanowania.

3. Barwienie tubuliny balsamu ogrodowego

  1. Zastosowania magnesów z regulowanymi warunkami oświetlenia
    1. Umieść dwa magnesy (biegun N skierowany do góry) na dole płytki 100 mm na 48 godzin, korzystając z warunków podanych w kroku 1.2.2.
      UWAGA: W celu modyfikacji światła szalki hodowlane umieszczono na plastikowej półce w inkubatorze. Inkubator służył do przechwytywania światła i utrzymywania temperatury na poziomie 25 °C przez 48 godzin w ciemnym otoczeniu. Ostatecznie warunek ten nie został wykorzystany w tym eksperymencie ze względu na duże różnice w długości wzrostu.
  2. Barwienie roślin
    1. Utrwal całą roślinę o podwójnych kwiatach niecierpka SPP (w tym łodygę i korzenie) wyhodowaną w identycznych warunkach jak w kroku 3.1.2) w 4% paraformaldehydzie i 0,1 M buforze fosforanowym (pH 7,4) na 15 minut.
    2. Usunąć próbkę niecierpka i zanurzyć na 2 godziny w buforze blokującym (2% surowica końska/1% albumina surowicy bydlęcej/0,1% Triton X-100 w PBS, pH 7,5). Próbkę niecierpka przemyć zanurzając w PBS na 15 minut.
    3. W celu podwójnego barwienia immunologicznego należy inkubować próbkę z pierwszorzędowym przeciwciałem, anty-alfa-tubuliną (1:1,000), O/N w temperaturze 4 °C.
    4. Usunąć próbkę i zanurzyć próbki raz w PBS na 10 minut w celu umycia. Jako przeciwciało drugorzędowe należy użyć sprzężonej z FITC mysiej IgG (1:400) i inkubować przez 2 godziny w temperaturze 25 °C.
    5. Zanurzyć próbkę w PBS i nakryć całą próbkę na dnie płytki 24-dołkowej. Uzyskaj obrazy za pomocą konwencjonalnego mikroskopu fluorescencyjnego do obserwacji orientacji tubuliny (λ = 550 nm, w powiększeniu do 100x, 200x i 400x).
      UWAGA: W tym przypadku potwierdzono, że grupa traktowana magnesem (n = 10) i grupa kontrolna (n = 11) dotyczyła tylko niecierpka balsamicznego (Impatiens balsamina), uprawianego w warunkach bez ciemności.

4. Metody zbierania danych

  1. Upływ czasu: Stworzenie czterech przyrostów roślin rolniczych
    1. Fotografuj roślinę w odstępach 10-minutowych, ustawiając migawkę na automatyczną (można to zrobić w dowolnym aparacie cyfrowym). Ustaw przysłonę na F 3.2, a wartość ISO na 400.
    2. Zbierz 700-900 zdjęć przez 7-10 dni. Podłącz aparat do przewodów elektrycznych, ponieważ bateria może się rozładować.
    3. Przeciągnij zdjęcia, klikając i upuszczając je chronologicznie pod linią przesyłania strumieniowego za pomocą oprogramowania do tworzenia filmów (patrz tabela materiałów i sprzętu). Umieść go na linii strumieniowej w równych czasach 0,045-0,05 sekundy dla każdego, co daje film o łącznej długości 30-40 sekund. Sprawdź, czy nie ma ciemnych przerw przy zaznaczaniu każdego zdjęcia w porządku chronologicznym.
    4. Po kroku 4.1.3 kliknij przycisk odtwarzania w oprogramowaniu, aby upewnić się, że skompilowany film zostanie przekształcony w 30-40-sekundowy slajd z filmem poklatkowym, a następnie kliknij przycisk renderuj i zapisz w formacie .mpeg lub .avi. W przypadku znaczników rozmiaru użyj ćwiartki kanadyjskiej, amerykańskiego pensa i centymetrowej linijki z boku zdjęcia.
    5. Wykonaj test t i wykres pudełkowy do analizy statystycznej11,12.
      UWAGA: Do obliczenia wartości dolnego limitu (L) jako Q1 - [1,5 × (Q3 - Q1)] oraz wartości górnego limitu (H) jako Q3 + [1,5 × (Q3 - Q1)] użyto grup pięcioliczbowych podsumowań. Podejście to zostało włączone do etapu 1.2.2 dotyczącego gromadzenia danych dotyczących długości11. Wartości L i H pokazują 99% powierzchnię wykresów rozkładu T, co oznacza, że punkty danych zaobserwowane poza tym zakresem można uznać za wartości odstające. Do analizy różnic we wzroście siewek wykorzystano wykresy pudełkowe i test t Studenta12.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Barwienie tubuliny wykazało rozproszone lub cienkie struktury u roślin rosnących w obecności magnesu w porównaniu z kontrolą (Rysunek 2). Co więcej, 7-dniowe badania poklatkowe z roślinami rolniczymi, w tym Komatsuna (Brassica rapa var. perviridis) i Mescluns (Lepidium sativum) wykazały, że statyczne pole magnetyczne pochodzące z magnesu zwiększa początkowy wzrost tych roślin (ryc. 3).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W każdych warunkach magnesy powinny być umieszczane pod szalką Petriego. W pracy zbadano wpływ pól magnetycznych na tempo wzrostu nasion kilku gatunków roślin rolniczych, ze szczególnym uwzględnieniem balsamu ogrodowego jako przedstawiciela roślin rolniczych. Na przykład barwienie tubuliną przeprowadzono na Garden Balsam w celu oceny zmian na poziomie molekularnym w mikrostrukturach szkieletowych korzeni i łodyg, co sugeruje wpływ pola magnetycznego na proliferację długości. Zarówno bieguny N, jak i S magnesu zastosowano...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie otrzymało wsparcie od National Research Foundation of Korea (NRF) (2011-0012728). Plakat prezentujący to badanie został nagrodzony nagrodą Best Poster Award przez Koreańskie Towarzystwo Stosowanych Nauk Biologicznych (KSABC).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Magnesy statyczneJIM2000Gauss
2% surowica końska / 1% albumina surowicy bydlęcej / 0,1% Triton X-100Sigma-AldrichPołączony z 55514Bufor blokujący
Przeciwciało pierwszorzędoweSanta Cruz Biotechnologysc-8035a-tubulina
Przeciwciało drugorzędoweSanta Cruz Biotechnologysc-2010Sprzężony z FITC czas anty-mysi IgG
Ręczniesterowanawartość ISO 400 i przysłona F 3.2
Sony Vegas Pro 13.0Sony

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Martin, F. W. In vitro measurement of pollen tube growth inhibition. Plant Physiol. 49, 924-925 (1972).
  2. Pfahler, P. L. In vitro germination characteristics of maize pollen to detect biological activity of environmental pollutants. Environ Health Perspect. 37, 125-132 (1981).
  3. Yao, Z., Tan, X., Du, H., Luo, B., Liu, Z. A high-current microwave ion source with permanent magnet and its beam emittance measurement. Rev Sci Instrum. 79, 073304(2008).
  4. Hendrickson, C. L., Drader, J. J., Laude, D. A., Guan, S., Marshall, A. G. Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry in a 20 T resistive magnet. Rapid Commun Mass Spectrom. 10, 1829-1832 (1996).
  5. Namba, K., Sasao, A., Shibusawa, S. EFFECT OF MAGNETIC FIELD ON GERMINATION AND PLANT GROWTH. Acta Hort. 399, 143-148 (1995).
  6. Hirota, N., Nakagawa, J., Kitazawa, K. Effects of a magnetic field on the germination of plants. Journals of Applied Physics. 85, 5717-5719 (1999).
  7. Penuelas, J., Llusia, J., Martinez, B., Fontcuberta, J. Diamagnetic Susceptibility and Root Growth Responses to Magnetic Fields in Lens culinaris, Glycine soja, and Triticum aestivum. Electromagnetic Biology and Medicine. 23, 97-112 (2004).
  8. Carbonell, M. V., Martinez, E., Amaya, J. M. Stimulation of germination in rice (Oryza Sativa L.) by a static magnetic field. Electro- and Magnetobiology. 19, 121-128 (2000).
  9. Oakley, R. V., Wang, Y. S., Ramakrishna, W., Harding, S. A., Tsai, C. J. Differential expansion and expression of alpha- and beta-tubulin gene families in Populus. Plant Physiol. 145, 961-973 (2007).
  10. Hoson, T., Matsumoto, S., Soga, K., Wakabayashi, K. Cortical microtubules are responsible for gravity resistance in plants. Plant Signal Behav. 5, 752-754 (2010).
  11. Kim, S., Im, W. Static magnetic fields inhibit proliferation and disperse subcellular localization of gamma complex protein3 in cultured C2C12 myoblast cells. Cell Biochem Biophys. 57, 1-8 (2010).
  12. Benjamini, Y. Opening the Box of a Boxplot. The American Statistician. 42, 257-262 (1988).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Stymulacja wzrostu ro linkie kowanie nasiond ugo korzenia i odygimikroskopia fluorescencyjnaobrazowanie poklatkoweprzeciwcia o anty alfa tubulinaprzeciwcia o sprz one z FITCfiksacja paraformaldehydemaplikacja pola magnetycznego

Powiązane artykuły