Artykuł metodologiczny

Generowanie komórek nabłonka dróg oddechowych myszy pochodzących z ESC przy użyciu bezkomórkowych rusztowań płuc

DOI:

10.3791/54019

⸱

5 maja 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology and Experimental Medicine, Peter Gilgan Centre for Research and Learning, Hospital for Sick Children

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół skutecznie kieruje endodermę pochodzącą z embrionalnych komórek macierzystych myszy do dojrzałych komórek nabłonka dróg oddechowych. Ta technika różnicowania wykorzystuje trójwymiarowe, zdecelularizowane rusztowania płuc do kierowania specyfikacją linii płuc w zdefiniowanych, wolnych od surowicy warunkach hodowli.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Różnicowanie linii płuc wymaga integracji złożonych sygnałów środowiskowych, które obejmują sygnalizację czynnika wzrostu, interakcje komórka-komórka i interakcje komórka-macierz. Ze względu na tę złożoność, rekapitulacja rozwoju płuc in vitro w celu promowania różnicowania komórek macierzystych do komórek nabłonka płuc była wyzwaniem. W tym protokole bezkomórkowe rusztowania płuc są używane do naśladowania trójwymiarowego środowiska płuc i generowania komórek nabłonka dróg oddechowych pochodzących z komórek macierzystych. Embrionalne komórki macierzyste myszy są najpierw różnicowane do linii endodermy przy użyciu metody hodowli ciała zarodkowego (EB) z aktywiną A. Komórki endodermy są następnie wysiewane na rusztowaniach bezkomórkowych i hodowane na granicy powietrze-ciecz przez okres do 21 dni. Technika ta sprzyja różnicowaniu się komórek nasiennych do funkcjonalnych komórek nabłonka dróg oddechowych (komórki rzęskowe, komórki klubowe i komórki podstawne) bez dodatkowej suplementacji czynnikiem wzrostu. Ta konfiguracja hodowli jest zdefiniowana, nie zawiera surowicy, jest niedroga i powtarzalna. Chociaż w hodowli występuje ograniczone zanieczyszczenie z linii endodermy innych niż płuca, protokół ten generuje tylko populacje nabłonka dróg oddechowych i nie powoduje powstania komórek nabłonka pęcherzyków płucnych. Nabłonek dróg oddechowych wygenerowany za pomocą tego protokołu może być wykorzystany do badania interakcji komórka-macierz podczas organogenezy płuc oraz do modelowania chorób lub platform odkrywania leków w patologiach związanych z drogami oddechowymi, takich jak mukowiscydoza.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ukierunkowane różnicowanie komórek pluripotencjalnych do linii płuc zależy od precyzyjnych zdarzeń sygnalizacyjnych w mikrośrodowisku 1,2. Ze względu na dynamiczny charakter tego procesu trudno było odtworzyć dokładne zdarzenia organogenezy płuc in vitro. W ostatnich doniesieniach zastosowano stopniowe strategie ograniczania linii z suplementacją rozpuszczalnym czynnikiem wzrostu dwuwymiarowych kultur w celu osiągnięcia różnicowania płuc3-8. W protokołach różnicowania krokowego komórki pluripotencjalne, niezależnie od tego, czy były to embrionalne komórki macierzyste (ESC), czy indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste, zostały najpierw zróżnicowane do ostatecznej warstwy zarodkowej endodermy. Komórki endodermalne zostały następnie wepchnięte do przedniego losu endodermy, a następnie do komórek progenitorowych płuc, co zidentyfikowano na podstawie ekspresji czynnika transkrypcyjnego NKX2-1 zawierającego homeodomenę. Te komórki progenitorowe płuc były dalej różnicowane do bliższych (dróg oddechowych) lub dystalnych (pęcherzyków płucnych) komórek nabłonka płuc z ciągłą suplementacją czynnika wzrostu. Takie dwuwymiarowe strategie odniosły pewien sukces w generowaniu komórek nabłonka płuc, jednak istnieje kilka ograniczeń, w tym niejasna wydajność, możliwe zanieczyszczenie z innych linii endodermalnych, brak trójwymiarowej (3D) struktury, a w niektórych przypadkach stosowanie niezdefiniowanych kultur z suplementacją surowicy. Hodowla komórek pluripotencjalnych lub zróżnicowanych na bezkomórkowych rusztowaniach płuc jest coraz częściej stosowana jako test do oceny potencjału regeneracyjnego komórek nasiennych w tworzeniu struktur nabłonka płuc3,5,6,8,9. Takie raporty hodują komórki nasienne na rusztowaniach z ciągłą suplementacją czynnikiem wzrostu lub surowicy.

Rozwój płuc obejmuje podział, migrację, ekspresję genów i różnicowanie poszczególnych komórek w odpowiedzi na sygnały środowiskowe. Macierz zewnątrzkomórkowa (ECM) jest siatką glikoprotein, która oprócz zapewniania wsparcia strukturalnego, kieruje morfogenezą tkanek poprzez integrację i regulację tych procesów10,11. Wykorzystując rusztowanie ECM płuc jako naturalną platformę do hodowli endodermy, aby lepiej naśladować środowisko rozwoju płuc in vivo, wygenerowaliśmy komórki nabłonka dróg oddechowych pochodzące z komórek macierzystych w określonych warunkach hodowli 3D z wysoką wydajnością i powtarzalnością.

Rusztowania ECM płuc szczurów zostały wygenerowane przez decelularyzację, jak również wygenerowano komórki endodermalne pochodzące z mysich komórek ESC, które następnie zostały umieszczone na tych rusztowaniach. Podwójna ekspresja białek CXCR4 i c-KIT wskazuje na ostateczną tożsamość komórek endodermy, a komórki dodatnie zarówno pod względem ekspresji SOX2, jak i NKX2-1 są identyfikowane jako komórki progenitorowe dróg oddechowych (bliższych płuc). Ostateczne komórki endodermy hodowano na granicy faz powietrza i cieczy (ALI) przez okres do trzech tygodni w celu wytworzenia funkcjonalnych komórek nabłonka dróg oddechowych in vitro.

Ten protokół promuje różnicowanie linii płuc ostatecznej endodermy już po 7 dniach, obserwowane wraz z pojawieniem się NKX2-1+/SOX2+ wczesnych proksymalnych progenitorów płuc. W 14 i 21 dniu hodowli pojawiają się dojrzałe populacje komórek nabłonka dróg oddechowych, w tym komórki rzęskowe (TUBB4A+), klubowe (SCGB1A1+) i podstawne (TRP63+, KRT5+) o morfologicznym i funkcjonalnym podobieństwie do natywnych dróg oddechowych myszy. Protokół ten pokazuje znaczenie mikrośrodowiska macierzy 3D dla osiągnięcia silnego różnicowania do komórek nabłonka dróg oddechowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami Instytutu Badawczego Szpitala dla Chorych Dzieci.

1. Przygotowanie rusztowania

  1. Decelularyzacja płuc
    1. Eutanazja dorosłych szczurów rasy Wistar za pomocą komory CO2 . Umieść zwierzę w komorze i rozpocznij 100% ekspozycję na CO2 z szybkością napełniania 10-30% objętości komory na minutę.
      1. Obserwuj zwierzę pod kątem utraty przytomności; nastąpi to po około 2-3 minutach. Jeśli w tym czasie nie dojdzie do utraty przytomności, sprawdź szybkość napełniania i uszczelnienie komory. Po utracie przytomności obserwuj zwierzę pod kątem wyblakłego koloru oczu i braku oddychania. Jeśli oba zostaną zaobserwowane, utrzymuj wypełnienie CO2 przez 1-2 minuty, a następnie wyjmij zwierzę z komory w celu przeprowadzenia zabiegu.
    2. Przymocuj zwierzę do powierzchni preparcyjnej, mocując przednie łapy i tylne nogi, a następnie spryskaj klatkę piersiową i brzuch 70% etanolem. Uzyskaj dostęp do serca i płuc, otwierając klatkę piersiową za pomocą pionowego nacięcia wzdłuż mostka.
    3. Najpierw wykonaj małe nacięcia przez przeponę, aby spowodować cofnięcie się płuc, zmniejszając ryzyko przebicia płuc. Podwiązać żyłę główną dolną za pomocą szwu i umieścić małe nacięcie w lewym przedsionku za pomocą małych nożyczek preparacyjnych.
    4. Za pomocą przygotowanej strzykawki o pojemności 10 ml z igłą o pojemności 25 g wypełnionej heparynizowanym roztworem soli Hanka (HBSS) (10 j./ml heparyny w HBSS), należy rozpocząć perfuzję płuc od wprowadzenia igły do prawej komory, aby przepchnąć bufor przez krążenie płucne (szybkość 2 ml/min). Kontynuuj tę procedurę, aż płuca staną się białe, a płyn wypływający z lewego przedsionka będzie czysty.
    5. Po perfuzji odsłoń tchawicę i kanulację za pomocą plastikowego cewnika w pobliżu chrząstki tarczycy i zabezpiecz na miejscu szwem.
    6. Skonfiguruj system perfuzji grawitacyjnej, mocując strzykawkę o pojemności 10 ml do stojaka na retortę i zacisku. Wyjąć i wyrzucić tłok strzykawki. Zabezpieczyć maksymalny punkt napełniania na cylindrze strzykawki na wysokości 20 cm nad płucami. Podłącz dwukierunkowy kran do końca strzykawki, a długą plastikową rurkę do drugiego końca kranu w celu dostarczenia roztworu decelularyzacyjnego do kaniulowanej tchawicy. Wlać roztwór do strzykawki i pozwolić, aby roztwór wypełnił dołączoną plastikową rurkę i cewnik.
      1. Przepłukać płuca, napełniając je do całkowitej pojemności płuc (około 12 ml) przez 1 minutę i usunąć plastikowy cewnik z tchawicy, aby umożliwić przepływ płynu z płuc. Nie napełniać strzykawki więcej niż 10 ml podczas płukania płuc, aby utrzymać ciśnienie poniżej 20 cmH2O.
    7. Powtórzyć płukanie płuc osiem razy roztworem decelularyzacyjnym, a następnie 10 płukań solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS).
    8. Wyciąć tchawicę i płuca z szyi i klatki piersiowej i usunąć je ze zwierzęcia. Przechowywać tkankę w zimnym PBS w temperaturze 4 °C do czasu przygotowania do cięcia wibratomem.
  2. Generowanie grubych przekrojów
    1. Przygotuj około 15 ml agarozy 2% i 4% (w/v) agarozy oraz tyle 6% (w/v) agarozy, aby osadzić wszystkie płaty w małych prostokątnych blokach. Rozpuść proszek agarozy o niskiej temperaturze topnienia w PBS w kuchence mikrofalowej. Przenieść agarozę do probówek o pojemności 50 ml na bloku grzewczym i utrzymywać temperaturę powyżej 40 °C, aby uniknąć żelowania.
    2. Wypreparuj pozbawione komórek płuco na końcu każdego płata oskrzelowego, aby odłączyć każdy płat (czaszkowy, środkowy, dodatkowy i ogonowy prawy płat oraz lewy płat) za pomocą małych nożyczek. Osusz każdy płatek za pomocą chłonnych arkuszy, aby usunąć nadmiar PBS i umieść w środku 2% (w/v) agarozy na bloku grzewczym.
    3. Usuń każdy płatek po 5 minutach powlekania agarozą, umieść na szalce Petriego i pozwól powierzchni żelować przez 1 minutę na zimnej płytce.
    4. Delikatnie umieść płatki z powrotem w 4% (w/v) agarozie, ostudź po 5 minutach i powtórz ponowne powlekanie 6% (w/v) agarozy.
    5. Po sekwencyjnym pokryciu każdego płata, należy zanurzyć każdy płat osobno w 6% (w/v) agarozie za pomocą metalowych form bazowych z co najmniej 3 mm agarozy otaczającej tkankę od krawędzi. Zorientuj każdy płat za pomocą kleszczy, umieszczając największą płaską krawędź płata na powierzchni metalowej formy skierowanej w stronę eksperymentatora. Ta krawędź będzie stroną przymocowaną do płytki próbki w celu przekrojenia wibratomowego.
    6. Pozostaw bloki do żelowania na zimnej płytce przez co najmniej 30 minut przed cięciem za pomocą wibratomu. Przechowuj bloki w wilgotnej komorze do 12 godzin w temperaturze 4 °C przed sekcją wibratomową.
    7. Ustaw wibratom, wypełniając komorę sekcyjną zimnym PBS12. Utrzymuj niską temperaturę przez cały okres przekroju z otaczającą kąpielą lodową. Usuń bloki z metalowych form i użyj żyletki, aby przyciąć nadmiar agarozy otaczającej płaty, zachowując około 3 mm od krawędzi tkanki.
    8. Przymocuj tkankę do środka płytki próbki za pomocą kleju i zanurz płytkę w komorze sekcyjnej wypełnionej PBS. Ustaw granice przekrojów na wibratomie, wybierając odpowiednio następujące wartości prędkości, amplitudy i grubości: 0,2 mm/s, 1,85 mm i 350 μm,
      Uwaga: Dopuszczalne są zarówno wzdłużne, jak i poprzeczne przekroje orientacji płata.
    9. Całkowicie przeciąć każdy płat. Ręcznie odetnij sekcje za pomocą małych nożyczek, jeśli sekcja nie jest całkowicie oddzielona ostrzem na końcu sekwencji sekcji. Delikatnie zbierz sekcje rusztowania i trzymaj w PBS na lodzie do następnego kroku.
      Uwaga: Wygenerowane skrawki będą obejmować zarówno proksymalny, jak i dystalny obszar płuc i oba źródła można wykorzystać do recelularyzacji; Jednak większość powierzchni obejmie dystalne płuco.
  3. Dekontaminacja sekcji rusztowań
    1. Przenieś sekcje rusztowania o grubości 350 mikronów z PBS do probówek mikrowirówek (do 30 sekcji/probówkę) i potraktuj nukleazą (90 U/ml w PBS) (patrz Lista materiałów) przez 12 - 24 godziny w temperaturze pokojowej, na rotatorze.
    2. Po leczeniu nukleazą przenieść skrawki za pomocą kleszczy do nowych probówek do mikrowirówek i potraktować roztworem przeciwdrobnoustrojowym (200 j./ml penicyliny, streptomycyny i 25 μg/ml amfoterycyny B w PBS) w sterylnych warunkach przez 6 godzin w temperaturze pokojowej, na rotatorze.
      Uwaga: Rusztowania można przechowywać w roztworze przeciwdrobnoustrojowym do tygodnia w temperaturze 4 °C przed użyciem.
    3. Po etapie odkażania roztworem przeciwdrobnoustrojowym należy dwukrotnie przepłukać rusztowania PBS w sterylnych warunkach i przenieść do pożywki różnicującej wolnej od surowicy (SFDM) przed wysiewem komórek.

2. Przygotowanie komórek endodermalnych

  1. Ostateczna indukcja endodermy
    1. Utrzymuj linie ESC myszy w hodowli wolnej od karmnika, bez surowicy, używając warunków 2i13. Rozpocznij indukcję endodermy od usunięcia komórek z przylegającej hodowli pluripotencjalnej przez trypsynizację.
    2. Ponownie zawiesić komórki w SFDM i wysiewać z gęstością 20 000 komórek/ml na płytkach o niskiej przyczepności przez trzy dni bez zmiany podłoża, aby umożliwić utworzenie EB.
    3. Po trzech dniach delikatnie przenieś EBs do stożkowych probówek o pojemności 50 ml za pomocą pipety o pojemności 10 ml i pozwól im zebrać się na dnie przez 3 minuty w temperaturze pokojowej.
    4. Ostrożnie odessać pożywkę i dodać świeżą pożywkę SFDM uzupełnioną 50 ng/ml aktywiny A.
    5. Komórki nasienne umieszcza się z powrotem na płytkach o niskiej przyczepności w gęstości 1:2 i hoduje przez trzy dodatkowe dni, aby uzyskać ostateczne różnicowanie endodermy.
  2. Ostateczne wzbogacenie endodermy
    1. Zbierz EB z dnia 6, dysocjuj trypsyną i znakuj ekspresję c-KIT i CXCR4 za pomocą sprzężonych przeciwciał fluorescencyjnych14.
    2. Sortuj znakowane komórki za pomocą sortowania komórek aktywowanych fluorescencją (FACS) w celu ekspresji obu markerów, aby uzyskać wzbogaconą ostateczną populację endodermy15.

3. Ustawienia recelularyzacji

  1. Konfiguracja kultury międzyfazowej powietrze-ciecz
    1. Przenieś każdą pozbawioną komórek sekcję rusztowania (krok 1.2.9) z SFDM na hydrofobową pływającą membranę (wielkość porów 8 μm) za pomocą sterylnych kleszczy. Upewnij się, że sekcje rusztowania są równomiernie rozłożone na membranie.
    2. Przygotować płytki 6- lub 12-dołkowe, wypełniając dołki odpowiednio 1 lub 0,5 ml SFDM. Delikatnie umieść membrany w studzienkach, pozwalając membranie unosić się na podłożu, tworząc konfigurację hodowli powietrzno-cieczowej.
  2. Siew rusztowań 3D
    1. Po FACS w celu uzyskania ostatecznych markerów endodermy (krok 2.2.2) policz posortowane komórki za pomocą hemocytometru, wiruj z prędkością 400 x g przez 5 minut i ponownie zawieś w SFDM. Ponownie zawiesić komórki, aby uzyskać objętość zawierającą około 100 000 komórek/10 μl/rusztowanie.
    2. Aby przeprowadzić recelularyzację rusztowań, należy pipetować 10 μl komórek bezpośrednio na każdy przygotowany fragment z kroku 3.1.2.
    3. Wymieniaj pożywki SFDM w kulturach co 48 godzin. Zasysaj stare podłoża, trzymając płytkę pod lekkim nachyleniem, aby uniknąć zakłócenia hodowli. Powoli dodawaj świeże SFDM do kultury wzdłuż boku studni, aby zapobiec zapadaniu się pływającej membrany.
    4. Utrzymuj kultury powietrzno-płynne przez okres do 21 dni, aby osiągnąć różnicowanie wysianych komórek w dojrzałym nabłonku dróg oddechowych.
      Uwaga: Skrawki recellularne mogą być przetwarzane do barwienia tkanek i mikroskopii immunofluorescencyjnej (IF) w dowolnym momencie hodowli komórkowej16.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jak opisano w tym protokole, silne różnicowanie ostatecznej endodermy do dojrzałych komórek nabłonka dróg oddechowych można osiągnąć przy użyciu rozszerzonej hodowli komórek nasiennych na zdecelularnych odcinkach rusztowania płuc. Zaleca się scharakteryzowanie rusztowań zdecelularyzowanych, aby zapewnić, że (1) komórki gospodarza zostaną całkowicie usunięte oraz (2) białka macierzy zewnątrzkomórkowej zostaną zachowane przed użyciem rusztowań do różnicowania. Decelularyzacja można ocenić z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany tutaj protokół generuje dojrzały nabłonek dróg oddechowych pochodzący z ESC przy użyciu wyłącznie naturalnych rusztowań płuc do bezpośredniego różnicowania bez żadnej innej suplementacji. Ta konfiguracja hodowli jest zdefiniowana, nie zawiera surowicy, jest niedroga i powtarzalna. Nie jest wymagana suplementacja czynnika wzrostu pożywki różnicującej zasady. Wcześniej opublikowane metody generowania komórek nabłonka płuc pochodzących z komórek macierzystych wykorzystywały dwuwymiarowe strategie z suplementacją czy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie ma żadnych sprzecznych interesów finansowych, które można by zadeklarować.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pragniemy podziękować Dr. Rossantowi i Dr. Bilodeau za ESC Nkx2-1mcherry użyty w eksperymentach przedstawionych na rysunkach 1-3. FACS wykonano w Zakładzie Cytometrii Przepływowej SickKids-UHN. Prace te były wspierane przez granty operacyjne z Kanadyjskich Instytutów Badań nad Zdrowiem oraz grant infrastrukturalny (CSCCD) z Kanadyjskiej Fundacji Innowacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Reodczynniki
Roztwór perfuzyjnySigmaH077710 U/ml heparyny
Roztwór perfuzyjnyGibco14170112rozpuszczony w zrównoważonym roztworze soli Hanka (HBSS-)
Roztwór do decelularyzacjiBioShopCHA0038  mM CHAPS
Rozwiązanie do decelularyzacjiSigmaE988425  mM EDTA
Roztwór do decelularyzacjiBioShopSOD0021  M NaCl
Roztwór decelularyzacyjnyGibco14190-144rozpuszczony w PBS
Nukleaza benzonazowaNovagen70664-390  U/ml Nukleaza benzonazy 
Nukleaza benzonazowaGibco14190-144rozcieńczona w PBS
Roztwór przeciwdrobnoustrojowy Gibco15140200  U/ml penicyliny streptomycyny
Roztwór przeciwbakteryjny Gibco1529025  μ g/ml amfoterycyny B
Roztwór przeciwdrobnoustrojowy Gibco14190-144rozcieńczony w PBS
Trypsynizacja Gibco12605-028TrypLE
Surowe pożywki różnicujące wolne od surowicy (SFDM)GibcoIMDM 2440-053, F12 11765-054stosunek 3:1 IMDM i szynki' s zmodyfikowane podłoże F12
Pożywki do różnicowania bez surowicy (SFDM)Gibco12587-010Suplement B27 (50x rozcieńczenie)
Pożywki do różnicowania bez surowicy (SFDM)Gibco17502-048Suplement N2 (100x rozcieńczenie)
Pożywki do różnicowania wolne od surowicy (SFDM)Gibco15260-0370,05% (frakcja V) albumina surowicy bydlęcej
Pożywka do różnicowania wolna od surowicy (SFDM)Gibco35050-061200  mM Glutamax
Serum wolne od pożywek różnicujących (SFDM)SigmaM61454  μ M monotioglicerol
Pożywka różnicująca wolna od surowicy (SFDM)SigmaA4403 0,05  mg/ml kwas askobinowy
Indukcja endodermyR& D338-AC/CFAktywina A
Przeciwciała
CDH1BD Biosciences610181Mysz, niesprzężona, 1:100
C-KITBD Biosciences558163Szczur, PE-Cy7, 1:100
CXCR4BD Biosciences558644Szczur, APC, 1:100
KRT5Abcamab24647Królik, niesprzężony, 1:1,000
NKX2-1Abcamab76013Królik, niesprzężony, 1:200
LamininNovus BiologicalsNB300-144Królik, niesprzężony, 1:200
SCGB1A1Santa Cruzsc-9772 Koza, niesprzężona, 1:1,000
SOX2R& D SystemsAF2018 Koza, niesprzężona, 1:400
TRP63Santa Cruzsc-8431Mysz, niesprzężona, 1:200
Mysz TUBB4ABioGenexMU178-UC, niesprzężona, 1:500
Kozia IgG InvitrogenA-11055Osioł, Alexa Fluor 488, 1:200
Mysz IgG InvitrogenA-21202Osioł, Alexa Fluor 488, 1:200
Mysz IgG InvitrogenA-31571Osioł, Alexa Fluor 647, 1:200
IgG królikaInvitrogenA-21206Osioł, Alexa Fluor 488, 1:200
Królik IgG InvitrogenA-31573Osioł, Alexa Fluor 647, 1:200
Inne materiały
Płytki o niskiej przyczepnościNuncZ721050 Płytki wiążące o niskiej zawartości komórek,  6 dołków   
Membrany interfejsu powietrze-ciecz Whatman110614Hydrofobowa błona nukleoporowa, 8  μ m rozmiar porów
VibratomeLeicaVT1200S Leica Vibratome
Klej do tkanekTed Pella10033Klej do tkanek Pelco

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Discher, D. E., Mooney, D. J., Zandstra, P. W. Growth Factors, Matrices, and Forces Combine and Control Stem Cells. Science. 324 (5935), 1673-1677 (2009).
  2. Daley, W. P., Peters, S. B., Larsen, M. Extracellular matrix dynamics in development and regenerative medicine. J. Cell Sci. 121 (3), 255-264 (2008).
  3. Ghaedi, M., et al. Human iPS cell-derived alveolar epithelium repopulates lung extracellular matrix. J. Clin. Invest. 123 (11), 4950-4962 (2013).
  4. Huang, S. X. L., et al. Efficient generation of lung and airway epithelial cells from human pluripotent stem cells. Nat. Biotechnol. 32 (1), 84-91 (2014).
  5. Jensen, T., et al. A rapid lung de-cellularization protocol supports embryonic stem cell differentiation in vitro and following implantation. Tissue Eng. Part C: Methods. 18 (8), 632-646 (2012).
  6. Longmire, T. A., et al. Efficient derivation of purified lung and thyroid progenitors from embryonic stem cells. Cell stem cell. 10 (4), 398-411 (2012).
  7. Wong, A. P., et al. Directed differentiation of human pluripotent stem cells into mature airway epithelia expressing functional CFTR protein. Nat. Biotechnol. 30 (9), 876-882 (2012).
  8. Gilpin, S. E., et al. Enhanced Lung Epithelial Specification of Human Induced Pluripotent Stem Cells on Decellularized Lung Matrix. Annal. Thorac. Surg. 98, 1721-1729 (2014).
  9. Cortiella, J., et al. Influence of Acellular Natural Lung Matrix on Murine Embryonic Stem Cell Differentiation and Tissue Formation. Tissue Eng. Part A. 16 (8), 2565-2580 (2010).
  10. Princivalle, M., De Agostini, A. Developmental roles of heparan sulfate proteoglycans: a comparative review in Drosophila, mouse and human. Int. J. Dev. Biol. 46, 267-278 (2002).
  11. Thompson, S. M., Jesudason, E. C., Turnbull, J. E., Fernig, D. G. Heparan sulfate in lung morphogenesis: The elephant in the room. Birth Defects Res. Part C, Embryo Today. 90 (1), 32-44 (2010).
  12. Zimmermann, M., et al. Improved reproducibility in preparing precision-cut liver tissue slices. Cytotechnology. 61 (3), 145-152 (2009).
  13. Ying, Q. -L., et al. The ground state of embryonic stem cell self-renewal. Nature. 453 (7194), 519-523 (2008).
  14. Fox, E., et al. Three-Dimensional Culture and FGF Signaling Drive Differentiation of Murine Pluripotent Cells to Distal Lung Epithelial Cells. Stem Cells Dev. 24 (1), 21-35 (2014).
  15. Basu, S., Campbell, H. M., Dittel, B. N., Ray, A. Purification of Specific Cell Population by Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS). J. Vis. Exp. (41), e1546(2010).
  16. Shojaie, S., et al. Acellular lung scaffolds direct differentiation of endoderm to functional airway epithelial cells: requirement of matrix-bound HS proteoglycans. Stem Cell Reports. 4, 1-12 (2015).
  17. Kubo, A., et al. Development of definitive endoderm from embryonic stem cells in culture. Development. 131 (7), 1651-1662 (2004).
  18. Longmire, T. A., et al. Efficient Derivation of Purified Lung and Thyroid Progenitors from Embryonic Stem Cells. Cell stem cell. 10 (4), 398-411 (2012).
  19. Wong, M. D., Dorr, A. E., Walls, J. R., Lerch, J. P., Henkelman, R. M. A novel 3D mouse embryo atlas based on micro-CT. Development. 139 (17), 3248-3256 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Embryonic Stem CellsEndoderm DifferentiationAir Liquid InterfaceScaffold SectioningLung PerfusionCell Matrix InteractionsSerum Free MediumDefinitive Endoderm

Powiązane artykuły