Artykuł metodologiczny

Szybki skan elektronowy rezonansu paramagnetycznego otwiera nowe możliwości obrazowania fizjologicznie ważnych parametrów in vivo

DOI:

10.3791/54068

⸱

26 września 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Biochemistry, University of Denver, 2Magnetic Imaging Group, Applied Physics Division, Physical Measurements Laboratory, National Institute of Standards and Technology, 3Department of Radiology, Geisel School of Medicine, Dartmouth University, 4Department of Biochemistry, West Virginia University, 5Department of Electrical and Computer Engineering, University of Denver, 6Department of Engineering, University of Denver

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nowa metoda elektronowego rezonansu paramagnetycznego (EPR), rapid scan EPR (RS-EPR), została zademonstrowana do przestrzennego obrazowania spektralnego 2D, która jest lepsza od tradycyjnej techniki ciągłej fali (CW) i otwiera nowe możliwości obrazowania in vivo. Wyniki są demonstrowane na częstotliwości 250 MHz, ale technika ta ma zastosowanie na dowolnej częstotliwości.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Demonstrujemy doskonałą metodę spektralno-przestrzennego obrazowania 2D stabilnych rodników reporterowych na częstotliwości 250 MHz za pomocą szybkiego skanowania rezonansu paramagnetycznego elektronów (RS-EPR), które mogą dostarczyć ilościowych informacji w warunkach in vivo na temat stężenia tlenu, pH, statusu redoks i stężenia cząsteczek sygnałowych (tj. OH•, NO•). Technika RS-EPR charakteryzuje się wyższą czułością, lepszą rozdzielczością przestrzenną (1 mm) i krótszym czasem akwizycji w porównaniu ze standardową techniką fali ciągłej (CW). Przetestowano różne konfiguracje fantomowe, z rozdzielczością przestrzenną od 1 do 6 mm i szerokością spektralną cząsteczek reporterowych w zakresie od 16 μT (160 mG) do 5 mT (50 G). Rezonator bimodalny z pętlą krzyżową rozdziela wzbudzenie i detekcję, redukując szum, podczas gdy efekt szybkiego skanowania pozwala na wprowadzenie większej mocy do systemu spinowego przed nasyceniem, zwiększając sygnał EPR. Prowadzi to do znacznie wyższego stosunku sygnału do szumu niż w konwencjonalnych eksperymentach z EPR CW.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W porównaniu z innymi metodami obrazowania medycznego, obrazowanie elektronowego rezonansu paramagnetycznego (EPRI) jest wyjątkowo zdolne do ilościowego obrazowania właściwości fizjologicznych, w tym pH1-3, pO24-7, temperatury8, perfuzji i żywotności tkanek9, mikrolepkości i łatwości dyfuzji małych cząsteczek10 oraz stresu oksydacyjnego11. Oszacowanie łatwości rozszczepienia dwusiarczku przez glutation (GSH) w tkankach i komórkach12,13 może informować o statusie redoks. Do obrazowania in vivo wybiera się EPR w zakresie częstotliwości od 250 MHz do 1 GHz, ponieważ częstotliwości te zapewniają wystarczającą głębokość penetracji tkanek (do kilku cm) do generowania obrazów dla małych zwierząt, u których intensywność nie jest zmniejszana przez efekty utraty dielektryka. Wyższe częstotliwości, takie jak 9,5 GHz14 (pasmo X) i 17 GHz (pasmo Ku)15,16 mogą być używane do obrazowania odpowiednio skóry i włosów lub pojedynczych komórek. Sukces EPRI na wszystkich częstotliwościach zależy od paramagnetycznych sond spinowych, które są specyficzne dla tkanek, dzięki czemu można zobrazować ich lokalizację i los.

Jeśli środowisko sondy do spinu elektronów jest przestrzennie heterogeniczne, widmo EPR jest sumą wkładów ze wszystkich lokalizacji. Obrazowanie spektralno-przestrzenne dzieli objętość próbki na szereg małych segmentów przestrzennych i oblicza widmo EPR dla każdego z tych segmentów17. Pozwala to na mapowanie środowiska lokalnego poprzez pomiar zmienności przestrzennej w widmie EPR. Gradienty pola magnetycznego służą do kodowania informacji przestrzennych w widmach EPR, które nazywane są projekcjami. Obraz spektralno-przestrzenny jest rekonstruowany na podstawie tych rzutów18,19.

W RS-EPR pole magnetyczne jest skanowane przez rezonans w czasie, który jest krótki w stosunku do czasów relaksacji spinu elektronu (Rysunek 2)20,21. Dekonwolucja sygnału szybkiego skanowania daje widmo absorpcyjne, które jest równoważne pierwszej całki konwencjonalnego widma CW pierwszej pochodnej. Sygnał szybkiego skanowania jest wykrywany w kwadraturze, dzięki czemu mierzone są zarówno składowe absorpcyjne, jak i dyspersyjne odpowiedzi układu spinowego. Zasadniczo jest to zbieranie dwukrotnie większej ilości danych w jednostce czasu. Nasycenie sygnału w eksperymencie szybkiego skanowania zachodzi przy wyższych mocach niż w przypadku CW, więc wyższe moce mogą być używane bez obawy o nasycenie. 20,22 W porównaniu z CW można wykonać znacznie więcej średnich na jednostkę czasu. Wyższa moc, bezpośrednia detekcja kwadraturowa i więcej średnich na jednostkę czasu łączą się, aby zapewnić szybkiemu skanowaniu lepszy stosunek sygnału do szumu (SNR), szczególnie w przypadku projekcji o wysokim gradiencie, które definiują separację przestrzenną, prowadząc do wyższej jakości obrazów. Osiągnięcie mniej więcej takiego samego sygnału do szumu (SNR) dla obrazu fantomu wymagało około 10 razy dłuższego czasu dla CW niż dla szybkiego skanowania23.

Zwiększony SNR pozwala również na eksperymenty na częstotliwości 250 MHz z adduktami pułapek spinowych o niskim stężeniu, powstałych w wyniku reakcji OH z N-tlenkiem 5-tert-butoksykarbonylo-5-metylo-1-piroliny (BMPO-OH), które byłyby niewidoczne dla metody CW24. Dinitrooksydy połączone ze łącznikiem dwusiarczkowym są wrażliwe na rozszczepienie przez glutation, a więc mogą informować o stanie redoks w komórkach. Istnieje równowaga, zależna od stężenia obecnego glutationu, między formami dwu- i monorodnikowymi. Obserwacja tych zmian wymaga uchwycenia całego spektrum o szerokości 5 mT i może być osiągnięta znacznie szybciej dzięki szybkiemu skanowaniu EPR w porównaniu do stopniowania pola magnetycznego w eksperymencie CW.

Kompletny system szybkiego skanowania składa się z czterech części: spektrometru, głównego magnesu polowego, sterownika cewki szybkiego skanowania i rezonatora szybkiej pętli skanowania. Spektrometr i magnes pola głównego działają tak samo jak w eksperymencie CW, ustawiając główne pole Zeemana i zbierając dane z rezonatora. Sterownik cewki szybkiego skanowania generuje sinusoidalny prąd skanowania, który trafia do specjalnie zaprojektowanych cewek szybkiego skanowania w rezonatorze szybkiej pętli skanowania. Cewki szybkiego skanowania w rezonatorze z pętlą krzyżową szybkiego skanowania generują duże jednorodne pole magnetyczne, które jest omiatane przy częstotliwościach od 3 do 15 kHz.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Konfiguracja sterownika cewki szybkiego skanowania na częstotliwości 250 MHz

  1. Obliczanie warunków eksperymentalnych szybkiego skanowania
    Uwaga: Najważniejszym parametrem w RS-EPR jest szybkość skanowania, α, która jest iloczynem częstotliwości skanowania i szerokości skanowania (równanie 3). W przypadku wąskich szerokości skanowania używane są szybsze szybkości skanowania, a w przypadku szerszych szerokości skanowania są używane wolniejsze szybkości skanowania. Poniższe instrukcje przewodzą przez ten drugi przypadek i pokazują, jak dojść do eksperymentalnych parametrów sterownika cewki o szerokości przemiatania 7 mT i częstotliwości skanowania 6,8 kHz.
    1. Określ szerokość pasma rezonatora (BWRes).
      figure-protocol-1 (1)
      gdzie vres jest częstotliwością roboczą rezonatora, a Q jest współczynnikiem jakości. Q = 90, jest wspólne dla rezonatora szybkiego skanowania używanego do uzyskiwania danych w postaci reprezentatywnych wyników.
    2. Określ szybkość szybkiego skanowania, α, dozwoloną przez szerokość pasma rezonatora figure-protocol-2 (2)
      figure-protocol-3

      gdzie N jest stałą, często konserwatywnie wybieraną na 5-6, ΔBpp jest pochodną pik-szczyt szerokości linii w mT, a a jest szybkością skanowania, jeśli T/s dla szerokości linii Lorentza.
      Uwaga: Wspólna wartość dla rodników w sekcji reprezentatywnej to figure-protocol-4 = 0,1 mT. W porównaniu z wcześniejszą literaturą dotyczącą szybkiego skanowania; Równanie 2 wyprowadza się, ustawiając szerokość pasma sygnału (BWsig) równą BWRes.
    3. Określ maksymalną częstotliwość szybkiego skanowania dozwoloną przez rate.
      figure-protocol-5 (3)
      figure-protocol-6
      gdzie w to szerokość skanowania, a f to częstotliwość skanowania. Szerokość przemiatania wynosząca 7 mT pokryje 100% spektrum dla obecnych sond używanych in vivo. Użyj tej wartości i szybkości obliczonej w (równaniu 2), aby określić częstotliwość skanowania.
      figure-protocol-7
  2. Dobór kondensatorów strojeniowych i strojenie sterownika cewki szybkiego skanowania
    Uwaga: Sterownik cewki szybkiego skanowania jest zwykle uruchamiany w trybie rezonansowym, generując falę sinusoidalną. Rezonans zachodzi przy częstotliwości skanowania, w której reaktancje indukcyjne i pojemnościowe mają równą wielkość i przeciwne znaki, tak że całkowita reaktancja jest bliska zeru.
    1. Określić właściwą pojemność dla częstotliwości wyznaczonej w ppkt 1.1.3 za pomocą indukcyjności L cewek szybkiego skanowania i (równanie 4).
      figure-protocol-8
      figure-protocol-9
    2. Podziel CTOT od (równania 4) na pół, aby uzyskać wartości kondensatorów dla każdej strony skrzynki kondensatora sterownika cewki.
      figure-protocol-10
      figure-protocol-11
      Uwaga: Sterownik cewki szybkiego skanowania ma dwa wzmacniacze. Wybierając kondensator, skrzynka kondensatora musi być zrównoważona z równą pojemnością po każdej stronie obudowy. Obie strony są połączone szeregowo.
    3. Odkręć górną pokrywę skrzynki kondensatora i włóż kondensatory po obu stronach, które są równe wartości określonej w kroku 1.2.2.
    4. Załóż górną część obudowy kondensatora i przykręć ją, aby upewnić się, że pozostaje na swoim miejscu.
    5. Korzystając z przedniego panelu przetwornika cewki rezonansowej, wyreguluj częstotliwość wyjściową, aż przebieg sinusoidalny osiągnie maksymalną amplitudę.

2. Przygotowanie odczynników i fantomów

  1. Przygotowanie rodników
    1. Wyjmij 15N-PDT z zamrażarki i pozwól pojemnikowi osiągnąć temperaturę pokojową (10-15 min).
    2. Odważyć 1,4 mg 15N-PDT za pomocą wagi analitycznej.
    3. Dodać 1,4 mg 15N-PDT do 15 ml dejonizowanego (DI)H2O, aby uzyskać końcowe stężenie 0,5 mM.
      Uwaga: 4-okso-2,2,6,6-tetra(2H3)metylo-1-(3,3,5,5-2 H 4,1-15 N)piperydynyloksyl (15N-PDT), 4-1H-3-karbamoilo-2,2,5,5-tetra(2H3)metylo-3-pirolinyloksyl (15N-mHCTPO) i 3-karboksyl-2,2,5,5-tetra(2H3)metylo-1-(3,4,4-2 H3,1-15 N)pirolidynylo(15N-proxyl)25 (Rysunek 1E-G) Rodniki mają długotrwałą stabilność (2 lata) w roztworze wodnym i w temperaturze pokojowej. Ich stałe formy są zwykle przechowywane w zamrażarce lub lodówce, aby utrzymać stabilność tych rodników przez lata. Stabilność rodników nitroksydowych na ogół sprawia, że są one nietoksyczne, a ich przygotowanie można wykonać na zwykłym blacie stołowym, gdy rozpuszczalnikiem jest woda. W przypadku stosowania rozpuszczalników organicznych należy przygotować roztwory nitroksydu w dygestorium, będąc wyposażonym w odpowiednie środki ochrony osobistej (PPE).
  2. Preparat rodników trytylowych wrażliwych na pH
    1. Odważyć 0,7 mg rodnika triarylo-metylowego (aTAM4)26 (1 400 g/mol) i rozpuścić w 200 μl absolutnego alkoholu etylowego.
    2. Odważyć 0,00681 g KH2PO4 (136,1 g/mol) i rozpuścić w 50 ml wody demineralizowanej do uzyskania końcowego stężenia 1 mM.
    3. Odważyć 2,8 g KOH (56 g/mol) i rozpuścić w 50 ml wody demineralizowanej do uzyskania końcowego stężenia 1 M.
    4. Dodawać kroplami KOH do buforu fosforanowego (2.2.2) w celu dostosowania pH do 7,0.
    5. Dodać 800 μl 1 mM buforu fosforanowego i 200 μl aTAM4 w absolutnym etanolu, aby uzyskać końcowe stężenie 0,5 mM w 80:20 bufor: etanol.
    6. Powtórzyć kroki 2.2.1-2.2.5, aby utworzyć próbkę aTAM4 o pH = 7,2.
    7. Umieść aTAM4, pH=7.0 i aTAM4, pH=7.2 w oddzielnych probówkach kwarcowych o średnicy 6 mm.
    8. Umieść obie rurki EPR kwarcowe o średnicy 6 mm w rurce EPR o średnicy 16 mm, z podkładką dystansową ze styropianu o grubości 2 mm pomiędzy nimi.
      Uwaga: Ścianki kwarcowej probówki na próbkę mają grubość 0,5 mm, a oprócz przekładki 2 mm zapewniają 3 mm odstęp między próbkami aTAM. Zastosowane rodniki trytylowe wrażliwe na pH zostały zsyntetyzowane na Uniwersytecie Stanowym Ohio26. Przykład, który został użyty do obrazowania, nazywa się aTAM4. Reakcję, która odpowiada za czułość pH, pokazano na rysunku 1A.
  3. Generacja BMPO-OH
    1. Odważyć 680 mg KH2PO4 i rozpuścić w 100 ml wody demineralizowanej do uzyskania końcowego stężenia 50 mM.
    2. Dodać kroplami 1 M KOH do buforu fosforanowego do pH = 7,3.
    3. Odważyć 50 mg BMPO (199,25 g/mol).
    4. Połączyć 50 mg BMPO z 5 ml buforu fosforanowego w kwarcowej probówce do napromieniania o średnicy 16 mm.
    5. Dodać 100 μl 300 mM nadtlenku wodoru.
    6. Naświetlać mieszaninę w kwarcowej rurze do napromieniania o średnicy 16 mm lampą UV o średnim ciśnieniu 450 W przez 5 minut.
    7. Za pomocą szklanej pipety transferowej przenieść 2,5 ml napromienionego roztworu BMPO-OH z kwarcowej probówki do napromieniania na jedną stronę kwarcowej probówki do pobierania próbek o średnicy 16 mm z rozdzielaczem 3 mm.
    8. Przenieść pozostałe 2,5 ml napromienionego BMPO-OH na drugą stronę kwarcowej probówki na próbkę o średnicy 16 mm z przegrodą 3 mm.
  4. Przygotowanie rodnika dinitroxide
    1. Odważyć 24,7 mg diazototlenku 2 H,15N-disiarczku (rysunek 1C) w 1 ml DMSO dla roztworu podstawowego 47,5 mM.
    2. Przygotować 10 mM bufor Tris i dostosować do pH 7,2.
    3. Pobrać 40 μl roztworu podstawowego diazototlenku i rozcieńczyć buforem Tris do końcowego stężenia 1 mM.
    4. Umieścić 250 μl roztworu dinitrotlenku w buforze w kwarcowej probówce o średnicy 16 mm z przegrodą 10 mm pośrodku.
    5. Odważyć 154 mg glutationu i dodać do 5 ml buforu Tris do uzyskania końcowego stężenia 100 mM.
    6. Dodać 5 μl 100 mM roztworu glutationu do 250 μl 1 mM roztworu dinictrotlenku po jednej stronie rozdzielacza 10 mm, aby przekształcić dirodnik w monorodnik.
  5. Przygotowanie nitronitronoksydu
    1. Usuń rodnik z zamrażarki i pozwól pojemnikowi osiągnąć temperaturę pokojową (10-15 min).
    2. Odważyć 1,9 mg nitronylu (390 g/mol).
    3. Odważyć 0,56 mg KOH i rozpuścić w 10 ml wody demineralizowanej do uzyskania końcowego stężenia 1 mM.
    4. Zmieszać 1,9 mg nitronylu z 10 ml 1 mM roztworu KOH, aby uzyskać końcowe stężenie 0,5 mM nitronyl.
      Uwaga: W razie potrzeby użyj wirownika lub sonikatora, aby przyspieszyć solwatację nitronylu.

3. Konfiguracja instrumentu Rapid Scan na częstotliwości 250 MHz

Uwaga: Strojenie rezonatora za pomocą wodnej próbki rodnika nitroksydowego, która ma podobny wpływ na rezonator Q i strojenie go jako roztworu buforowego, jest dobrym sposobem na przygotowanie próbki do obrazowania

  1. Dostrój rezonator za pomocą wodnej próbki rodnika nitronitrowego.
    1. Włożyć 15 ml 0,5 mM 15N-PDT do próbki wody do kwarcowej probówki EPR o średnicy 16 mm.
    2. Włóż rurkę kwarcową po stronie detekcyjnej rezonatora RS-EPR z pętlą krzyżową.
    3. Zmień częstotliwość źródła przyrządu, aż będzie zgodna z częstotliwością strony detekcji, która zawiera próbkę. Ręcznie zmień częstotliwość nośną źródła 250 MHz, wprowadzając żądaną wartość w oprogramowaniu.
    4. Zmień częstotliwość strony wzbudzenia, aby dopasować ją do częstotliwości źródła eksperymentu i strony detekcji rezonatora. Zmień częstotliwość strony wzbudzenia, obracając kondensator zmienny we wnęce rezonatora zgodnie z protokołem producenta.
  2. Konfiguracja konsoli przyrządów i magnesu głównego
    1. Włącz spektrometr i wybierz eksperyment, który rejestruje dane przejściowe wraz z czasem na odciętych.
    2. W oprogramowaniu ustaw liczbę punktów na 65 536, a podstawę czasu na 10 nsec.
    3. Ustaw liczbę średnich na 10 000 dla silnego lub wąskiego sygnału oraz na 45 000 dla szerokiego lub słabego sygnału.
    4. Naciśnij przycisk "włącz" w oprogramowaniu, aby wysłać parametry eksperymentalne z oprogramowania do konsoli i zasilić główny magnes polowy.
    5. Ustaw główne pole magnetyczne na 9 mT.
    6. Ustaw pokrętło tłumienia mocy na 50 dB i włącz 7 W dużej mocy amplifier.

4. Przeprowadzenie eksperymentu z szybkim skanowaniem

Uwaga: W literaturze znajdują się szczegółowe instrukcje dotyczące analizy fantomów zawierających BMPO-OH24, wrażliwe na pH rodniki TAM19,27 i wrażliwe na redoks dinitroksydy28.

  1. Nasycenie mocy wzorcowej próbki nitroksydu
    Uwaga: Korzystne jest wykonanie krzywej nasycenia mocy na standardowej próbce rodnika nitroksydowego w tych samych warunkach eksperymentalnych, które zostaną wykorzystane do przyjrzenia się rodnikom wrażliwym na pH lub status redoks.
    1. Włącz sterownik cewki szybkiego skanowania z wartościami z sekcji 1 (częstotliwość skanowania 6,8 kHz i szerokość skanowania 7 mT).
    2. Zaczynając od 50 dB, zbierz spektrum szybkiego skanowania ze średnimi 100 tys. Zmniejsz tłumienie o 3 dB i powtórz pomiar. Kontynuuj do ustawienia tłumika na 0 dB lub tak długo, jak pomiar izolacji na odczycie mostka wynosi < 0.
    3. Przenieś surowe dane szybkiego skanowania do programu dekonwolucyjnego (na przykład napisanego w Matlabie) i przetwórz surowe dane na widmo absorpcyjne.
    4. Wprowadź do programu częstotliwość skanowania, szerokość przemiatania, liczbę punktów i podstawę czasu, a następnie uruchom program, aby przetworzyć nieprzetworzony sygnał szybkiego skanowania na sygnał absorpcyjny.
    5. Wykreśl amplitudę sygnału absorpcyjnego jako funkcję mocy pierwiastka kwadratowego (w watach) padającej na rezonator. W reżimie nienasyconym amplituda jest liniowo zależna od pierwiastka kwadratowego z mocy padającej.
    6. Dopasuj linię trendu rozpoczynającą się od 0,0 i uwzględnij wszystkie punkty danych, które mieszczą się w obszarze odpowiedzi liniowej. W obszarze odpowiedzi liniowej amplituda sygnału wzrasta proporcjonalnie do pierwiastka kwadratowego mocy mikrofalowej.
    7. Ekstrapoluj ten trend na wyższe moce i porównaj intensywność sygnału EPR. Należy użyć najwyższej mocy, dla której amplituda sygnału nie odbiega o więcej niż 3% od ekstrapolowanej linii trendu. Aby dekonwolucja sygnału szybkiego skanowania działała prawidłowo, sygnał musi nadal znajdować się w obszarze odpowiedzi liniowej w odniesieniu do mocy padającej.
      Uwaga: Przesyłanie surowych danych szybkiego skanowania można wykonać za pośrednictwem połączenia sieciowego lub pendrive'a. W tym przypadku transfer jest konieczny, ponieważ program do przetwarzania surowych danych (Matlab) nie znajduje się na tym samym komputerze, na którym znajduje się oprogramowanie do zbierania danych. Algorytm dekonwolucji, który przetwarza surowe dane, jest opisany w 29.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Produktem eksperymentu jest zestaw projekcji, które są rekonstruowane w dwuwymiarowe (jeden spektralny i jeden przestrzenny) obrazy z fałszywą skalą kolorów reprezentującą amplitudę sygnału. Ciemnoniebieski oznacza linię bazową, w której nie ma sygnału, zielony oznacza niską amplitudę, a czerwony jest najwyższy. Przekroje wzdłuż osi x (wymiar widmowy) przedstawiają sygnał EPR (przejście EPR) na osi pola magnetycznego. Wzdłuż osi y (wymiar przestrzenny) separacja między sygnałami odpowiada...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sygnały szybkiego skanowania mają wyższe składowe częstotliwości niż CW i wymagają większej szerokości pasma rezonatora w zależności od szerokości linii, czasów relaksacji i szybkości szybkich skanów. Szerokość pasma wymagana dla danego eksperymentu zależy od szerokości linii i szybkości skanowania pola magnetycznego (równanie 2). W zależności od czasów relaksacji badanej sondy (T2 i T2*) oraz szybkości skanowania, na krawędzi spływu sygnału mogą pojawić się oscylacje. W przypadku rodników nitroksyd...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie mamy nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Częściowe wsparcie tej pracy przez NIH przyznaje NIBIB EB002807 i CA177744 (GRE i SSE) oraz P41 EB002034 dla GRE, Howarda J. Halperna, PI i Uniwersytetu w Denver jest wdzięczne za uznanie. Mark Tseytlin był wspierany przez NIH R21 EB022775, NIH K25 EB016040, NIH/NIGMS U54GM104942. Autorzy są wdzięczni Walerijowi Chramcowowi, obecnie pracującemu na Uniwersytecie Wirginii Zachodniej, i Illirianowi Dhimitruce z Uniwersytetu Stanowego Ohio za syntezę wrażliwych na pH rodników TAM, a także Geraldowi Rosenowi i Josephowi Kao z Uniwersytetu Maryland za syntezę rodników mHCTPO, proxyl, BMPO i nitronylu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4-okso-2,2,6,6-tetra(2H3)metylo-1-(3,3,5,5-2H4,1-15N)piperydynyloksyl (15N-PDT)Izotopy CDN M-232798% atomu 15N, 98% atomu D, Quebec Kanada
4-1H-3-karbamoilo-2,2,5,5-tetra(2H3)metylo-3-pirolinylooksyl (15N-mHCTPO)N/AN/Asyntetyzowany w U. Maryland i opisany w pozycji referencyjnej 29
3-karboksyl-2,2,5,5-tetra(2H3)metylo-1-(3,4,4-2H3,1-15N)pirolidynyloksyl (15N-proxyl)N/A/Asyntetyzowany w U. Maryland i opisany w pozycji referencyjnej 25
4 mm kwarcowe rurki EPRWilmad Glass707- SQ-100M
4-okso-2,2,6,6-tetra(2H3)metylo-1-(3,3,5,5-2H4)piperdinyloxyl (14N-PDT)Izotopy CDND-232898% atomu D, Quebec Kanada
Wrażliwy na pH rodnik trytylowy (aTAM4)Uniwersytet Stanowy OhioN/AZsyntetyzowany w stanie Ohio Uniwersytet i opisany w piśmiennictwie 26
Fosforan potasu, monozasadowyJ.T. Baker Chemicals1-3246
mm kwarcowe rurki EPRWilmad GlassQ-5M-6M-0-250/RB
8 mm kwarcowe rurki EPRWilmad GlassQ-7M-8M-0-250/RB
5-tert-butoksykarbonylo-5-metylo-1-pirolino-N-tlenek (BMPO)N/AN/AZsyntetyzowany w U. Maryland i opisany w Reference 30
Nadtlenek wodoruSigma AldrichH1009 SIGMA30%
16 mm Kwarcowa rurka EPRWilmad Glass16-7PP-11QTZ
Średniociśnieniowa lampa UV 450 WHanovia679-A36Fairfield, NJ
L-Glutation, zredukowanySigma AldrichG470-5
NitronylNAN/AZsyntetyzowany w U. Maryland i opisany w pozycji referencyjnej 31
Wodorotlenek sodu J.T. Baker Chemikalia1-3146
N 6

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bobko, A. A., et al. In vivo monitoring of pH, redox status, and glutathione using L-band EPR for assessment of therapeutic effectiveness in solid tumors. Magn. Reson. Med. 67 (6), 1827-1836 (2012).
  2. Utsumi, H., et al. Simultaneous molecular imaging of redox reactions monitored by overhauser-enhanced MRI with 14N-and 15N-labeled nitroxyl radicals. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 103 (5), 1463-1468 (2006).
  3. Khramtsov, V. V., Grigor'ev, I. A., Foster, M. A., Lurie, D. J., Nicholson, I. Biological applications of spin pH probes. Cell. Mol. Bio. 46 (8), 1361-1374 (2000).
  4. Halpern, H. J., et al. Oxymetry Deep in Tissues with Low-Frequency Electron-Paramagnetic Resonance. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 91 (26), 13047-13051 (1994).
  5. Matsumoto, S., et al. Low-field paramagnetic resonance imaging of tumor oxygenation and glycolytic activity in mice. J. Clin. Invest. 118 (5), 1965-1973 (2008).
  6. Velan, S. S., Spencer, R. G. S., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. Electron paramagnetic resonance oxygen mapping (EPROM): Direct visualization of oxygen concentration in tissue. Magn. Reson. Med. 43 (6), 804-809 (2000).
  7. Elas, M., et al. Electron paramagnetic resonance oxygen image hypoxic fraction plus radiation dose strongly correlates with tumor cure in FSA fibrosarcomas. Int. J. Radiat. Oncol. 71 (2), 542-549 (2008).
  8. Dreher, M. R., et al. Nitroxide conjugate of a thermally responsive elastin-like polypeptide for noninvasive thermometry. Med. Phys. 31 (10), 2755-2762 (2004).
  9. Gallez, B., Mader, K., Swartz, H. M. Noninvasive measurement of the pH inside the gut by using pH-sensitive nitroxides. An in vivo EPR study. Magn. Reson. Med. 36 (5), 694-697 (1996).
  10. Halpern, H. J., et al. Diminished aqueous microviscosity of tumors in murine models measured with in vivo radiofrequency electron paramagnetic resonance. Cancer Res. 59 (22), 5836-5841 (1999).
  11. Elas, M., Ichikawa, K., Halpern, H. J. Oxidative Stress Imaging in Live Animals with Techniques Based on Electron Paramagnetic Resonance. Radiat. Res. 177 (4), 514-523 (2012).
  12. Kuppusamy, P., et al. Noninvasive imaging of tumor redox status and its modification by tissue glutathione levels. Cancer Res. 62 (1), 307-312 (2002).
  13. Khramtsov, V. V., Yelinova, V. I., Glazachev, Y. I., Reznikov, V. A., Zimmer, G. Quantitative determination and reversible modification of thiols using imidazolidine biradical disulfide label. J. Biochem. Biophys. Methods. 35 (2), 115-128 (1997).
  14. Plonka, P. M. Electron paramagnetic resonance as a unique tool or skin and hair research. Exp. Dermatol. 18, 472-484 (2009).
  15. Halevy, R., Shtirberg, L., Shklyar, M., Blank, A. Electron Spin Resonance Micro-Imaging of Live Species for Oxygen Mapping. J. Vis. Exp. (42), e122(2010).
  16. Halevy, R., Tormyshev, V., Blank, A. Microimaging of oxygen concentration near live photosynthetic cells by electron spin resonance. Biophys J. 99 (3), 971-978 (2010).
  17. Eaton, G. R., Eaton, S. S. Concepts Magn. Reson. 7, 49-67 (1995).
  18. Maltempo, M. M. Differentiaon of spectral and spatial components in EPR imaging using 2-D image reconstruction algorithms. J. Magn. Reson. 69, 156-161 (1986).
  19. Tseitlin, M., et al. New spectral-spatial imaging algorithm for full EPR spectra of multiline nitroxides and pH sensitive trityl radicals. J. Magn. Reson. 245, 150-155 (2014).
  20. Mitchell, D. G., et al. Abstracts of Papers of the American Chemical Society. Radu, N., Koch, S. 242, Denver, CO. (2011).
  21. Stoner, J. W., et al. Direct-detected rapid-scan EPR at 250 MHz. J. Magn. Reson. 170 (1), 127-135 (2004).
  22. Tseytlin, M., Biller, J. R., Mitchell, D. G., Yu, Z., Quine, R. W., Rinard, G. A., Eaton, S. S., Eaton, G. R. EPR Newsletter. 23, Russian Acaademy of Sciences, Zavoisky Physical-Technical Institute. 8-9 (2014).
  23. Biller, J. R., et al. Imaging of nitroxides at 250 MHz using rapid-scan electron paramagnetic resonance. J. Magn. Reson. 242, 162-168 (2014).
  24. Biller, J. R., et al. Improved Sensitivity for Imaging Spin Trapped Hydroxyl Radical at 250 MHz. Chem. Phys. Chem. 16 (3), 528-531 (2015).
  25. Burks, S. R., Bakhshai, M. A., Makowsky, M. A., Muralidharan, S., Tsai, P., Rosen, G. M., Kao, J. Y. 2H, 15N-Substituted nitroxides as sensitive probes for electron paramagnetic resonance imaging. J. Org. Chem. 75, 6463-6467 (2010).
  26. Dhimitruka, I., Bobko, A. A., Hadad, C. M., Zweier, J. L., Khramtsov, V. V. Synthesis and characterization of amino derivatives of persistent trityl radicals as dual function pH and oxygen paramagnetic probes. J. Am. Chem. Soc. 130 (32), 10780-10787 (2008).
  27. Elajaili, H. B., et al. Electron spin relaxation times and rapid scan EPR imaging of pH-sensitive amino-substituted trityl radicals. Magn. Reson. Chem. 53 (4), 280-284 (2015).
  28. Elajaili, H., Biller, J. R., Rosen, G. M., Kao, J. P. Y., Tseytlin, M., Buchanan, L. B., Rinard, G. A., Quine, R. W., McPeak, J., Shi, Y., Eaton, S. S., Eaton, G. R. Imaging Disulfides at 250 MHz to Monitor Redox. J. Magn. Reson. , (2015).
  29. Tseitlin, M., Rinard, G. A., Quine, R. W., Eaton, S. S., Eaton, G. R. Deconvolution of sinusoidal rapid EPR scans. J. Magn. Reson. 208 (2), 279-283 (2011).
  30. Halpern, H. J., Peric, M., Nguyen, T. D., Spencer, D. P., Teicher, B. A., Lin, Y. J., Bowman, M. K. Selective isotopic labeling of a nitroxide spin label to enhance sensitivity for T2 oxymetry. J. Magn. Reson. 90, 40-51 (1990).
  31. Tsai, P., et al. Esters of 5-carboxyl-5-methyl-1-pyrroline N-oxide: A family of spin traps for superoxide. J. Org. Chem. 68 (20), 7811-7817 (2003).
  32. Biller, J. R., et al. Frequency dependence of electron spin relaxation times in aqueous solution for a nitronyl nitroxide radical and perdeuterated-tempone between 250 MHz and 34 GHz. J. Magn. Reson. 225, 52-57 (2012).
  33. Rosen, G. M., et al. Dendrimeric-containing nitronyl nitroxides as spin traps for nitric oxide: Ssynthesis, kinetic, and stability studies. Macromolecules. 36 (4), 1021-1027 (2003).
  34. Bobko, A. A., et al. Redox-sensitive mechanism of no scavenging by nitronyl nitroxides. Free Radical Biol. Med. 36 (2), 248-258 (2004).
  35. Roshchupkina, G. I., et al. In vivo EPR measurement of glutathione in tumor-bearing mice using improved disulfide biradical. Free Radical Bio. Med. 45 (3), 312-320 (2008).
  36. Mitchell, D. G., et al. Use of Rapid-Scan EPR to Improve Detection Sensitivity for Spin-Trapped Radicals. Biophysical Journal. 105 (2), 338-342 (2013).
  37. Bobko, A. A., Dhimitruka, I., Zweier, J. L., Khramtsov, V. V. Trityl radicals as persistent dual function pH and oxygen probes for in vivo electron paramagnetic resonance spectroscopy and imaging: Concept and experiment. J. Am. Chem. Soc. 129 (23), (2007).
  38. Biller, J. R., et al. Electron spin-lattice relaxation mechanisms of rapidly-tumbling nitroxide radicals. J. Magn. Reson. 236, 47-56 (2013).
  39. Redler, G., Barth, E. D., Bauer, K. S., Kao, J. P. Y., Rosen, G. M., Halpern, H. J. In vivo electron paramagnetic resonance imaging of differential tumor targeting using cis-3,4-di(acetoxymethoxycarbonyl)-2,2,5,5-tetramethyl-1-pyrrolidinyloxyl. Magn. Reson. Med. 71 (4), 1650-1656 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Szybki skan EPRobrazowanie in vivost enie tlenupomiar pHstan redokscz steczki sygna oweobrazowanie spektralno przestrzennerezonator p tlowykrzywa nasycenia mocy

Powiązane artykuły