Artykuł metodologiczny

Szybki skan elektronowy rezonansu paramagnetycznego otwiera nowe możliwości obrazowania fizjologicznie ważnych parametrów in vivo

DOI:

10.3791/54068

⸱

26 września 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Biochemistry, University of Denver, 2Magnetic Imaging Group, Applied Physics Division, Physical Measurements Laboratory, National Institute of Standards and Technology, 3Department of Radiology, Geisel School of Medicine, Dartmouth University, 4Department of Biochemistry, West Virginia University, 5Department of Electrical and Computer Engineering, University of Denver, 6Department of Engineering, University of Denver

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nowa metoda elektronowego rezonansu paramagnetycznego (EPR), rapid scan EPR (RS-EPR), została zademonstrowana do przestrzennego obrazowania spektralnego 2D, która jest lepsza od tradycyjnej techniki ciągłej fali (CW) i otwiera nowe możliwości obrazowania in vivo. Wyniki są demonstrowane na częstotliwości 250 MHz, ale technika ta ma zastosowanie na dowolnej częstotliwości.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Demonstrujemy doskonałą metodę spektralno-przestrzennego obrazowania 2D stabilnych rodników reporterowych na częstotliwości 250 MHz za pomocą szybkiego skanowania rezonansu paramagnetycznego elektronów (RS-EPR), które mogą dostarczyć ilościowych informacji w warunkach in vivo na temat stężenia tlenu, pH, statusu redoks i stężenia cząsteczek sygnałowych (tj. OH•, NO•). Technika RS-EPR charakteryzuje się wyższą czułością, lepszą rozdzielczością przestrzenną (1 mm) i krótszym czasem akwizycji w porównaniu ze standardową techniką fali ciągłej (CW). Przetestowano różne konfiguracje fantomowe, z rozdzielczością przestrzenną od 1 do 6 mm i szerokością spektralną cząsteczek reporterowych w zakresie od 16 μT (160 mG) do 5 mT (50 G). Rezonator bimodalny z pętlą krzyżową rozdziela wzbudzenie i detekcję, redukując szum, podczas gdy efekt szybkiego skanowania pozwala na wprowadzenie większej mocy do systemu spinowego przed nasyceniem, zwiększając sygnał EPR. Prowadzi to do znacznie wyższego stosunku sygnału do szumu niż w konwencjonalnych eksperymentach z EPR CW.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W porównaniu z innymi metodami obrazowania medycznego, obrazowanie elektronowego rezonansu paramagnetycznego (EPRI) jest wyjątkowo zdolne do ilościowego obrazowania właściwości fizjologicznych, w tym pH1-3, pO24-7, temperatury8, perfuzji i żywotności tkanek9, mikrolepkości i łatwości dyfuzji małych cząsteczek10 oraz stresu oksydacyjnego11. Oszacowanie łatwości rozszczepienia dwusiarczku przez glutation (GSH) w tkankach i komórkach12,13 może informować o statusie redoks. Do obrazowania in vivo wybiera się EPR w zakresie częstotliwości od 250 MHz do 1 GHz, ponieważ częstotliwości te zapewniają wystarczającą głębokość penetracji tkanek (do kilku cm) do generowania obrazów dla małych zwierząt, u których intensywność nie jest zmniejszana przez efekty utraty dielektryka. Wyższe częstotliwości, takie jak 9,5 GHz14 (pasmo X) i 17 GHz (pasmo Ku)15,16 mogą być używane do obrazowania odpowiednio skóry i włosów lub pojedynczych komórek. Sukces EPRI na wszystkich częstotliwościach zależy od paramagnetycznych sond spinowych, które są specyficzne dla tkanek, dzięki czemu można zobrazować ich lokalizację i los.

Jeśli środowisko sondy do spinu elektronów jest przestrzennie heterogeniczne, widmo EPR jest sumą wkładów ze wszystkich lokalizacji. Obrazowanie spektralno-przestrzenne dzieli objętość próbki na szereg małych segmentów przestrzennych i oblicza widmo EPR dla każdego z tych segmentów17. Pozwala to na mapowanie środowiska lokalnego poprzez pomiar zmienności przestrzennej w widmie EPR. Gradienty pola magnetycznego służą do kodowania informacji przestrzennych w widmach EPR, które nazywane są projekcjami. Obraz spektralno-przestrzenny jest rekonstruowany na podstawie tych rzutów18,19.

W RS-EPR pole magnetyczne jest skanowane przez rezonans w czasie, który jest krótki w stosunku do czasów relaksacji spinu elektronu (Rysunek 2)20,21. Dekonwolucja sygnału szybkiego skanowania daje widmo absorpcyjne, które jest równoważne pierwszej całki konwencjonalnego widma CW pierwszej pochodnej. Sygnał szybkiego skanowania jest wykrywany w kwadraturze, dzięki czemu mierzone są zarówno składowe absorpcyjne, jak i dyspersyjne odpowiedzi układu spinowego. Zasadniczo jest to zbieranie dwukrotnie większej ilości danych w jednostce czasu. Nasycenie sygnału w eksperymencie szybkiego skanowania zachodzi przy wyższych mocach niż w przypadku CW, więc wyższe moce mogą być używane bez obawy o nasycenie. 20,22 W porównaniu z CW można wykonać znacznie więcej średnich na jednostkę czasu. Wyższa moc, bezpośrednia detekcja kwadraturowa i więcej średnich na jednostkę czasu łączą się, aby zapewnić szybkiemu skanowaniu lepszy stosunek sygnału do szumu (SNR), szczególnie w przypadku projekcji o wysokim gradiencie, które definiują separację przestrzenną, prowadząc do wyższej jakości obrazów. Osiągnięcie mniej więcej takiego samego sygnału do szumu (SNR) dla obrazu fantomu wymagało około 10 razy dłuższego czasu dla CW niż dla szybkiego skanowania23.

Zwiększony SNR pozwala również na eksperymenty na częstotliwości 250 MHz z adduktami pułapek spinowych o niskim stężeniu, powstałych w wyniku reakcji OH z N-tlenkiem 5-tert-butoksykarbonylo-5-metylo-1-piroliny (BMPO-OH), które byłyby niewidoczne dla metody CW24. Dinitrooksydy połączone ze łącznikiem dwusiarczkowym są wrażliwe na rozszczepienie przez glutation, a więc mogą informować o stanie redoks w komórkach. Istnieje równowaga, zależna od stężenia obecnego glutationu, między formami dwu- i monorodnikowymi. Obserwacja tych zmian wymaga uchwycenia całego spektrum o szerokości 5 mT i może być osiągnięta znacznie szybciej dzięki szybkiemu skanowaniu EPR w porównaniu do stopniowania pola magnetycznego w eksperymencie CW.

Kompletny system szybkiego skanowania składa się z czterech części: spektrometru, głównego magnesu polowego, sterownika cewki szybkiego skanowania i rezonatora szybkiej pętli skanowania. Spektrometr i magnes pola głównego działają tak samo jak w eksperymencie CW, ustawiając główne pole Zeemana i zbierając dane z rezonatora. Sterownik cewki szybkiego skanowania generuje sinusoidalny prąd skanowania, który trafia do specjalnie zaprojektowanych cewek szybkiego skanowania w rezonatorze szybkiej pętli skanowania. Cewki szybkiego skanowania w rezonatorze z pętlą krzyżową szybkiego skanowania generują duże jednorodne pole magnetyczne, które jest omiatane przy częstotliwościach od 3 do 15 kHz.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Konfiguracja sterownika cewki szybkiego skanowania w częstotliwości 250 MHz

  1. Obliczanie warunków eksperymentalnych dla szybkiego skanowania
    Uwaga: Najważniejszym parametrem w RS-EPR jest szybkość skanowania, α, która jest produktem częstotliwości skanowania i szerokości skanowania (Równanie 3). Dla wąskich szerokości skanowania stosuje się szybsze szybkości skanowania, a dla szerszych szerokości sweep stosuje się wolniejsze szybkości skanowania. Poniższe instrukcje opisują ten drugi przypadek i pokazują, jak uzyskać eksperymentalne parametry sterownika cewki: szerokość sweep 7 mT i częstotliwość skanowania 6,8 kHz.
    1. Wyznacz szerokość pasma rezonatora (BWRes).
      figure-protocol-1 (1)
      gdzie vres to częstotliwość pracy rezonatora, a Q to dobroć. Q = 90 jest wartością typową dla rezonatora szybkiego skanowania użytego do uzyskania danych w Wynikach Reprezentatywnych.
    2. Wyznacz szybkość szybkiego skanowania, α, dopuszczalną dla szerokości pasma rezonatora figure-protocol-2 (2)
      figure-protocol-3

      gdzie N jest stałą często konserwatywnie wybieraną jako 5-6, ΔBpp to szerokość linii pochodnej od szczytu do szczytu w mT, a a to szybkość skanowania w T/s dla szerokości linii Lorentza.
      Uwaga: Typową wartością dla rodników w sekcji reprezentatywnej jest figure-protocol-4 = 0,1 mT. W porównaniu z wcześniejszą literaturą dotyczącą szybkiego skanowania; Równanie 2 zostało wyprowadzone poprzez przyjęcie szerokości pasma sygnału (BWsig) równej BWRes.
    3. Wyznacz maksymalną częstotliwość szybkiego skanowania dopuszczalną dla danej szybkości.
      figure-protocol-5 (3)
      figure-protocol-6
      gdzie w to szerokość skanowania, a f to częstotliwość skanowania. Szerokość sweep 7 mT pokryje 100% widma dla aktualnie stosowanych sond in vivo. Użyj tej wartości oraz szybkości obliczonej w (Równaniu 2), aby wyznaczyć częstotliwość skanowania.
      figure-protocol-7
  2. Wybór kondensatorów strojeniowych i strojenie sterownika cewki szybkiego skanowania
    Uwaga: Sterownik cewki szybkiego skanowania zazwyczaj pracuje w trybie rezonansowym, generując falę sinusoidalną. Rezonans występuje przy takiej częstotliwości skanowania, przy której reaktancje indukcyjne i pojemnościowe mają tę samą wartość i przeciwne znaki, tak że całkowita reaktancja jest bliska zeru.
    1. Wyznacz odpowiednią pojemność dla częstotliwości określonej w punkcie 1.1.3, korzystając z indukcyjności, L, cewek szybkiego skanowania oraz (Równania 4).
      figure-protocol-8
      figure-protocol-9
    2. Podziel CTOT z (Równania 4) na pół, aby uzyskać wartości kondensatorów dla każdej strony skrzynki kondensatorów sterownika cewki.
      figure-protocol-10
      figure-protocol-11
      Uwaga: Sterownik cewki szybkiego skanowania posiada dwa wzmacniacze. Przy wyborze kondensatora skrzynka kondensatorów musi być zrównoważona, z taką samą pojemnością po każdej stronie skrzynki. Obie strony są połączone szeregowo.
    3. Odkręć górną pokrywę skrzynki kondensatorów i wstaw po obu stronach kondensatory o wartości wyznaczonej w kroku 1.2.2.
    4. Załóż górną pokrywę skrzynki kondensatorów i przykręć ją, aby zapewnić stabilność.
    5. Korzystając z przedniego panelu rezonansowego sterownika cewek, dostrój częstotliwość wyjściową, aż przebieg sinusoidalny osiągnie maksymalną amplitudę.

2. Przygotowanie odczynników i fantomów

  1. Przygotowanie rodników
    1. Wyjąć 15N-PDT z zamrażarki i pozostawić pojemnik do osiągnięcia temperatury pokojowej (10-15 min).
    2. Odważyć 1,4 mg 15N-PDT za pomocą wagi analitycznej.
    3. Dodać 1,4 mg 15N-PDT do 15 ml dejonizowanej (DI) H2O, aby uzyskać stężenie końcowe 0,5 mM.
      Uwaga: rodniki 4-oxo-2,2,6,6-tetra(2H3)methyl-1-(3,3,5,5-2H4,1-15N)piperdinyloxyl (15N-PDT), 4-1H-3-carbamoyl-2,2,5,5-tetra(2H3)methyl-3-pyrrolinyloxyl (15N-mHCTPO) oraz 3-carboxy-2,2,5,5-tetra(2H3)methyl-1-(3,4,4-2H3,1-15N)pyrrolidinyloxy (15N-Proxyl)25 (Rycina 1E-G) charakteryzują się długoterminową stabilnością (2 lata) w roztworze wodnym i w temperaturze pokojowej. Ich formy stałe są zazwyczaj przechowywane w zamrażarce lub lodówce, aby utrzymać stabilność rodników przez lata. Stabilność rodników nitroksylowych sprawia zazwyczaj, że są one nietoksyczne, a ich przygotowanie można przeprowadzić na zwykłym blacie laboratoryjnym, jeśli rozpuszczalnikiem jest woda. W przypadku stosowania rozpuszczalników organicznych, roztwory nitroksylowe należy przygotowywać w dygestorium, używając odpowiednich środków ochrony indywidualnej (PPE).
  2. Przygotowanie wrażliwych na pH rodników trytylowych
    1. Odważyć 0,7 mg rodnika triarylometylowego (aTAM4)26 (1 400 g/mol) i rozpuścić w 200 µl etanolu bezwodnego.
    2. Odważyć 0,00681 g KH2PO4 (136,1 g/mol) i rozpuścić w 50 ml wody DI, aby uzyskać stężenie końcowe 1 mM.
    3. Odważyć 2,8 g KOH (56 g/mol) i rozpuścić w 50 ml wody DI, aby uzyskać stężenie końcowe 1 M.
    4. Dodawać KOH kroplami do buforu fosforanowego (2.2.2) w celu dostosowania pH do 7,0.
    5. Dodać 800 µl buforu fosforanowego 1 mM i 200 µl aTAM4 w etanolu bezwodnym, aby uzyskać stężenie końcowe 0,5 mM w mieszaninie bufor:etanol 80:20.
    6. Powtórzyć kroki 2.2.1-2.2.5, aby przygotować próbkę aTAM4 przy pH = 7,2.
    7. Umieścić aTAM4 (pH=7,0) oraz aTAM4 (pH=7,2) w osobnych kwarcowych probówkach pomiarowych o średnicy 6 mm.
    8. Włożyć obie kwarcowe probówki EPR o średnicy 6 mm do kwarcowej probówki EPR o średnicy 16 mm, oddzielając je przekładką ze styropianu o grubości 2 mm.
      Uwaga: ścianki kwarcowej probówki pomiarowej mają grubość 0,5 mm, co wraz z przekładką 2 mm zapewnia odstęp 3 mm pomiędzy próbkami aTAM. Zastosowane wrażliwe na pH rodniki trytylowe zostały zsyntezowane na Uniwersytecie Stanowym w Ohio26. Przykład użyty do obrazowania to aTAM4. Reakcja odpowiadająca za wrażliwość na pH jest przedstawiona na Rycinie 1A.
  3. Generowanie BMPO-OH
    1. Odważyć 680 mg KH2PO4 i rozpuścić w 100 ml wody DI, aby uzyskać stężenie końcowe 50 mM.
    2. Dodawać 1 M KOH kroplami do buforu fosforanowego aż do uzyskania pH=7,3.
    3. Odważyć 50 mg BMPO (199,25 g/mol).
    4. Połączyć 50 mg BMPO z 5 ml buforu fosforanowego w kwarcowej probówce do naświetlania o średnicy 16 mm.
    5. Dodać 100 µl nadtlenku wodoru o stężeniu 300 mM.
    6. Naświetlać mieszaninę w kwarcowej probówce o średnicy 16 mm za pomocą średniociśnieniowej lampy UV o mocy 450 W przez 5 min.
    7. Za pomocą szklanej pipety transferowej przenieść 2,5 ml naświetlonego roztworu BMPO-OH z kwarcowej probówki do naświetlania do jednej z części kwarcowej probówki pomiarowej o średnicy 16 mm z przegrodą 3 mm.
    8. Przenieść pozostałe 2,5 ml naświetlonego BMPO-OH do drugiej części kwarcowej probówki pomiarowej o średnicy 16 mm z przegrodą 3 mm.
  4. Przygotowanie rodnika dinitroksylowego
    1. Odważyć 24,7 mg 2H,15N-disulfide dinitroxide (Rycina 1C) i rozpuścić w 1 ml DMSO, aby otrzymać roztwór zapasowy o stężeniu 47,5 mM.
    2. Przygotować bufor Tris 10 mM i dostosować pH do 7,2.
    3. Pobrać 40 µl roztworu zapasowego dinitroksydu i rozcieńczyć buforem Tris do stężenia końcowego 1 mM.
    4. Umieścić 250 µl roztworu dinitroksydu w buforze w kwarcowej probówce pomiarowej o średnicy 16 mm z 10 mm przegrodą w centrum.
    5. Odważyć 154 mg glutationu i dodać do 5 ml buforu Tris, aby uzyskać stężenie końcowe 100 mM.
    6. Dodać 5 µl roztworu glutationu 100 mM do 250 µl roztworu dinitroksydu 1 mM po jednej stronie przegrody 10 mm, aby przekształcić diradykał w monoradykał.
  5. Przygotowanie nitronylu nitroksylowego
    1. Wyjąć rodnik z zamrażarki i pozostawić pojemnik do osiągnięcia temperatury pokojowej (10-15 min).
    2. Odważyć 1,9 mg nitronylu (390 g/mol).
    3. Odważyć 0,56 mg KOH i rozpuścić w 10 ml wody DI, aby uzyskać stężenie końcowe 1 mM.
    4. Wymieszać 1,9 mg nitronylu z 10 ml roztworu KOH 1 mM, aby uzyskać stężenie końcowe nitronylu 0,5 mM.
      Uwaga: W razie potrzeby użyć wortexera lub sonikatora, aby przyspieszyć rozpuszczanie nitronylu.

3. Konfiguracja instrumentu Rapid Scan przy 250 MHz

Uwaga: Strojenie rezonatora z użyciem wodnej próbki rodnika nitroksydowego, który wywiera podobny wpływ na dobroć (Q) i strojenie rezonatora co roztwór buforowy, jest dobrą metodą przygotowania do obrazowania właściwej próbki

  1. Dostrojenie rezonatora za pomocą wodnego roztworu rodnika nitroksydowego.
    1. Wprowadź 15 ml próbki 0,5 mM 15N-PDT w wodzie do kwarcowej rurki EPR o średnicy 16 mm.
    2. Włóż rurkę kwarcową do strony detekcyjnej rezonatora RS-EPR z pętlą krzyżową.
    3. Zmieniaj częstotliwość źródła instrumentu, aż zrówna się ona z częstotliwością strony detekcyjnej zawierającej próbkę. Ręcznie zmień częstotliwość nośnej źródła 250 MHz, wprowadzając żądaną wartość w oprogramowaniu.
    4. Zmień częstotliwość strony wzbudzenia, aby dopasować ją do częstotliwości źródła eksperymentalnego i strony detekcyjnej rezonatora. Zmień częstotliwość strony wzbudzenia, obracając kondensatorem zmiennym wewnątrz wnęki rezonatora zgodnie z protokołem producenta.
  2. Konfiguracja konsoli instrumentu i głównego magnesu
    1. Włącz spektrometr i wybierz eksperyment rejestrujący dane przejściowe z czasem na osi abscys.
    2. W oprogramowaniu ustaw liczbę punktów na 65 536 oraz bazę czasową na 10 nsec.
    3. Ustaw liczbę uśrednień na 10 000 dla sygnału silnego lub wąskiego oraz na 45 000 dla sygnału szerokiego lub słabego.
    4. Naciśnij przycisk „engage” w oprogramowaniu, aby przesłać parametry eksperymentalne z oprogramowania do konsoli i uruchomić magnes pola głównego.
    5. Ustaw główne pole magnetyczne na 9 mT.
    6. Ustaw pokrętło tłumika mocy na 50 dB i włącz wzmacniacz wysokiej mocy 7 W.

4. Przeprowadzenie eksperymentu szybkiego skanowania

Uwaga: Szczegółowe instrukcje dotyczące analizy fantomów zawierających BMPO-OH24, rodniki TAM wrażliwe na pH19,27 oraz dinitroksydy wrażliwe na utlenianie i redukcję28 zostały przedstawione w literaturze.

  1. Nasycenie mocy standardowej próbki nitroksylu
    Uwaga: Korzystne jest przeprowadzenie krzywej nasycenia mocy na standardowej próbce rodnika nitroksylowego w tych samych warunkach eksperymentalnych, które zostaną zastosowane do badania rodników wrażliwych na pH lub stan redox.
    1. Włącz sterownik cewki szybkiego skanowania, wprowadzając wartości z Sekcji 1 (częstotliwość skanowania 6,8 kHz i szerokość skanowania 7 mT).
    2. Zaczynając od 50 dB, zarejestruj widmo szybkiego skanowania ze 100k uśrednień. Zmniejsz tłumienie o 3 dB i powtórz pomiar. Kontynuuj, aż do uzyskania ustawienia tłumika 0 dB lub dopóki pomiar izolacji na odczycie mostka będzie < 0.
    3. Przenieś surowe dane szybkiego skanowania do programu dekonwolucyjnego (na przykład napisanego w Matlab) i przetwórz surowe dane na widmo absorpcyjne.
    4. Wprowadź do programu częstotliwość skanowania, szerokość sweep, liczbę punktów oraz podstawę czasową, a następnie uruchom program, aby przetworzyć surowy sygnał szybkiego skanowania na sygnał absorpcyjny.
    5. Wykreśl amplitudę sygnału absorpcyjnego jako funkcję pierwiastka kwadratowego mocy (w Watach) padającej na rezonator. W reżimie bez nasycenia amplituda zależy liniowo od pierwiastka kwadratowego mocy padającej.
    6. Dopasuj linię trendu zaczynającą się w punkcie 0,0 i uwzględnij wszystkie punkty danych mieszczące się w obszarze odpowiedzi liniowej. W obszarze odpowiedzi liniowej amplituda sygnału rośnie proporcjonalnie do pierwiastka kwadratowego mocy mikrofalowej.
    7. Ekstrapoluj ten trend dla wyższych mocy i porównaj natężenie sygnału EPR. Użyj najwyższej mocy, dla której amplituda sygnału nie odbiega o więcej niż 3% od ekstrapolowanej linii trendu. Aby dekonwolucja sygnału szybkiego skanowania działała prawidłowo, sygnał musi nadal znajdować się w obszarze odpowiedzi liniowej w stosunku do mocy padającej.
      Uwaga: Przeniesienie surowych danych szybkiego skanowania można wykonać poprzez połączenie sieciowe lub za pomocą dysku USB. W tym przypadku transfer jest konieczny, ponieważ program do przetwarzania surowych danych (Matlab) nie znajduje się na tym samym komputerze, co oprogramowanie do zbierania danych. Algorytm dekonwolucji przetwarzający surowe dane opisano w 29.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Produktem eksperymentu jest zestaw projekcji zrekonstruowanych w obrazy dwuwymiarowe (jeden widmowy, jeden przestrzenny) z zastosowaniem fałszywej skali kolorów reprezentującej amplitudę sygnału. Ciemnoniebieski kolor oznacza poziom bazowy, w którym sygnał nie występuje, zielony oznacza niską amplitudę, a czerwony najwyższą. Przekroje wzdłuż osi x (wymiar widmowy) przedstawiają sygnał EPR (przejście EPR) na osi pola magnetycznego. Wzdłuż osi y (wymiar przestrzenny) odległość między sygnał...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sygnały szybkiego skanowania mają wyższe składowe częstotliwości niż CW i wymagają większej szerokości pasma rezonatora w zależności od szerokości linii, czasów relaksacji i szybkości szybkich skanów. Szerokość pasma wymagana dla danego eksperymentu zależy od szerokości linii i szybkości skanowania pola magnetycznego (równanie 2). W zależności od czasów relaksacji badanej sondy (T2 i T2*) oraz szybkości skanowania, na krawędzi spływu sygnału mogą pojawić się oscylacje. W przypadku rodników nitroksyd...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie mamy nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Częściowe wsparcie tej pracy przez NIH przyznaje NIBIB EB002807 i CA177744 (GRE i SSE) oraz P41 EB002034 dla GRE, Howarda J. Halperna, PI i Uniwersytetu w Denver jest wdzięczne za uznanie. Mark Tseytlin był wspierany przez NIH R21 EB022775, NIH K25 EB016040, NIH/NIGMS U54GM104942. Autorzy są wdzięczni Walerijowi Chramcowowi, obecnie pracującemu na Uniwersytecie Wirginii Zachodniej, i Illirianowi Dhimitruce z Uniwersytetu Stanowego Ohio za syntezę wrażliwych na pH rodników TAM, a także Geraldowi Rosenowi i Josephowi Kao z Uniwersytetu Maryland za syntezę rodników mHCTPO, proxyl, BMPO i nitronylu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4-okso-2,2,6,6-tetra(2H3)metylo-1-(3,3,5,5-2H4,1-15N)piperydynyloksyl (15N-PDT)Izotopy CDN M-232798% atomu 15N, 98% atomu D, Quebec Kanada
4-1H-3-karbamoilo-2,2,5,5-tetra(2H3)metylo-3-pirolinylooksyl (15N-mHCTPO)N/AN/Asyntetyzowany w U. Maryland i opisany w pozycji referencyjnej 29
3-karboksyl-2,2,5,5-tetra(2H3)metylo-1-(3,4,4-2H3,1-15N)pirolidynyloksyl (15N-proxyl)N/A/Asyntetyzowany w U. Maryland i opisany w pozycji referencyjnej 25
4 mm kwarcowe rurki EPRWilmad Glass707- SQ-100M
4-okso-2,2,6,6-tetra(2H3)metylo-1-(3,3,5,5-2H4)piperdinyloxyl (14N-PDT)Izotopy CDND-232898% atomu D, Quebec Kanada
Wrażliwy na pH rodnik trytylowy (aTAM4)Uniwersytet Stanowy OhioN/AZsyntetyzowany w stanie Ohio Uniwersytet i opisany w piśmiennictwie 26
Fosforan potasu, monozasadowyJ.T. Baker Chemicals1-3246
mm kwarcowe rurki EPRWilmad GlassQ-5M-6M-0-250/RB
8 mm kwarcowe rurki EPRWilmad GlassQ-7M-8M-0-250/RB
5-tert-butoksykarbonylo-5-metylo-1-pirolino-N-tlenek (BMPO)N/AN/AZsyntetyzowany w U. Maryland i opisany w Reference 30
Nadtlenek wodoruSigma AldrichH1009 SIGMA30%
16 mm Kwarcowa rurka EPRWilmad Glass16-7PP-11QTZ
Średniociśnieniowa lampa UV 450 WHanovia679-A36Fairfield, NJ
L-Glutation, zredukowanySigma AldrichG470-5
NitronylNAN/AZsyntetyzowany w U. Maryland i opisany w pozycji referencyjnej 31
Wodorotlenek sodu J.T. Baker Chemikalia1-3146
N 6

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bobko, A. A., et al. In vivo monitoring of pH, redox status, and glutathione using L-band EPR for assessment of therapeutic effectiveness in solid tumors. Magn. Reson. Med. 67 (6), 1827-1836 (2012).
  2. Utsumi, H., et al. Simultaneous molecular imaging of redox reactions monitored by overhauser-enhanced MRI with 14N-and 15N-labeled nitroxyl radicals. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 103 (5), 1463-1468 (2006).
  3. Khramtsov, V. V., Grigor'ev, I. A., Foster, M. A., Lurie, D. J., Nicholson, I. Biological applications of spin pH probes. Cell. Mol. Bio. 46 (8), 1361-1374 (2000).
  4. Halpern, H. J., et al. Oxymetry Deep in Tissues with Low-Frequency Electron-Paramagnetic Resonance. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 91 (26), 13047-13051 (1994).
  5. Matsumoto, S., et al. Low-field paramagnetic resonance imaging of tumor oxygenation and glycolytic activity in mice. J. Clin. Invest. 118 (5), 1965-1973 (2008).
  6. Velan, S. S., Spencer, R. G. S., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. Electron paramagnetic resonance oxygen mapping (EPROM): Direct visualization of oxygen concentration in tissue. Magn. Reson. Med. 43 (6), 804-809 (2000).
  7. Elas, M., et al. Electron paramagnetic resonance oxygen image hypoxic fraction plus radiation dose strongly correlates with tumor cure in FSA fibrosarcomas. Int. J. Radiat. Oncol. 71 (2), 542-549 (2008).
  8. Dreher, M. R., et al. Nitroxide conjugate of a thermally responsive elastin-like polypeptide for noninvasive thermometry. Med. Phys. 31 (10), 2755-2762 (2004).
  9. Gallez, B., Mader, K., Swartz, H. M. Noninvasive measurement of the pH inside the gut by using pH-sensitive nitroxides. An in vivo EPR study. Magn. Reson. Med. 36 (5), 694-697 (1996).
  10. Halpern, H. J., et al. Diminished aqueous microviscosity of tumors in murine models measured with in vivo radiofrequency electron paramagnetic resonance. Cancer Res. 59 (22), 5836-5841 (1999).
  11. Elas, M., Ichikawa, K., Halpern, H. J. Oxidative Stress Imaging in Live Animals with Techniques Based on Electron Paramagnetic Resonance. Radiat. Res. 177 (4), 514-523 (2012).
  12. Kuppusamy, P., et al. Noninvasive imaging of tumor redox status and its modification by tissue glutathione levels. Cancer Res. 62 (1), 307-312 (2002).
  13. Khramtsov, V. V., Yelinova, V. I., Glazachev, Y. I., Reznikov, V. A., Zimmer, G. Quantitative determination and reversible modification of thiols using imidazolidine biradical disulfide label. J. Biochem. Biophys. Methods. 35 (2), 115-128 (1997).
  14. Plonka, P. M. Electron paramagnetic resonance as a unique tool or skin and hair research. Exp. Dermatol. 18, 472-484 (2009).
  15. Halevy, R., Shtirberg, L., Shklyar, M., Blank, A. Electron Spin Resonance Micro-Imaging of Live Species for Oxygen Mapping. J. Vis. Exp. (42), e122(2010).
  16. Halevy, R., Tormyshev, V., Blank, A. Microimaging of oxygen concentration near live photosynthetic cells by electron spin resonance. Biophys J. 99 (3), 971-978 (2010).
  17. Eaton, G. R., Eaton, S. S. Concepts Magn. Reson. 7, 49-67 (1995).
  18. Maltempo, M. M. Differentiaon of spectral and spatial components in EPR imaging using 2-D image reconstruction algorithms. J. Magn. Reson. 69, 156-161 (1986).
  19. Tseitlin, M., et al. New spectral-spatial imaging algorithm for full EPR spectra of multiline nitroxides and pH sensitive trityl radicals. J. Magn. Reson. 245, 150-155 (2014).
  20. Mitchell, D. G., et al. Abstracts of Papers of the American Chemical Society. Radu, N., Koch, S. 242, Denver, CO. (2011).
  21. Stoner, J. W., et al. Direct-detected rapid-scan EPR at 250 MHz. J. Magn. Reson. 170 (1), 127-135 (2004).
  22. Tseytlin, M., Biller, J. R., Mitchell, D. G., Yu, Z., Quine, R. W., Rinard, G. A., Eaton, S. S., Eaton, G. R. EPR Newsletter. 23, Russian Acaademy of Sciences, Zavoisky Physical-Technical Institute. 8-9 (2014).
  23. Biller, J. R., et al. Imaging of nitroxides at 250 MHz using rapid-scan electron paramagnetic resonance. J. Magn. Reson. 242, 162-168 (2014).
  24. Biller, J. R., et al. Improved Sensitivity for Imaging Spin Trapped Hydroxyl Radical at 250 MHz. Chem. Phys. Chem. 16 (3), 528-531 (2015).
  25. Burks, S. R., Bakhshai, M. A., Makowsky, M. A., Muralidharan, S., Tsai, P., Rosen, G. M., Kao, J. Y. 2H, 15N-Substituted nitroxides as sensitive probes for electron paramagnetic resonance imaging. J. Org. Chem. 75, 6463-6467 (2010).
  26. Dhimitruka, I., Bobko, A. A., Hadad, C. M., Zweier, J. L., Khramtsov, V. V. Synthesis and characterization of amino derivatives of persistent trityl radicals as dual function pH and oxygen paramagnetic probes. J. Am. Chem. Soc. 130 (32), 10780-10787 (2008).
  27. Elajaili, H. B., et al. Electron spin relaxation times and rapid scan EPR imaging of pH-sensitive amino-substituted trityl radicals. Magn. Reson. Chem. 53 (4), 280-284 (2015).
  28. Elajaili, H., Biller, J. R., Rosen, G. M., Kao, J. P. Y., Tseytlin, M., Buchanan, L. B., Rinard, G. A., Quine, R. W., McPeak, J., Shi, Y., Eaton, S. S., Eaton, G. R. Imaging Disulfides at 250 MHz to Monitor Redox. J. Magn. Reson. , (2015).
  29. Tseitlin, M., Rinard, G. A., Quine, R. W., Eaton, S. S., Eaton, G. R. Deconvolution of sinusoidal rapid EPR scans. J. Magn. Reson. 208 (2), 279-283 (2011).
  30. Halpern, H. J., Peric, M., Nguyen, T. D., Spencer, D. P., Teicher, B. A., Lin, Y. J., Bowman, M. K. Selective isotopic labeling of a nitroxide spin label to enhance sensitivity for T2 oxymetry. J. Magn. Reson. 90, 40-51 (1990).
  31. Tsai, P., et al. Esters of 5-carboxyl-5-methyl-1-pyrroline N-oxide: A family of spin traps for superoxide. J. Org. Chem. 68 (20), 7811-7817 (2003).
  32. Biller, J. R., et al. Frequency dependence of electron spin relaxation times in aqueous solution for a nitronyl nitroxide radical and perdeuterated-tempone between 250 MHz and 34 GHz. J. Magn. Reson. 225, 52-57 (2012).
  33. Rosen, G. M., et al. Dendrimeric-containing nitronyl nitroxides as spin traps for nitric oxide: Ssynthesis, kinetic, and stability studies. Macromolecules. 36 (4), 1021-1027 (2003).
  34. Bobko, A. A., et al. Redox-sensitive mechanism of no scavenging by nitronyl nitroxides. Free Radical Biol. Med. 36 (2), 248-258 (2004).
  35. Roshchupkina, G. I., et al. In vivo EPR measurement of glutathione in tumor-bearing mice using improved disulfide biradical. Free Radical Bio. Med. 45 (3), 312-320 (2008).
  36. Mitchell, D. G., et al. Use of Rapid-Scan EPR to Improve Detection Sensitivity for Spin-Trapped Radicals. Biophysical Journal. 105 (2), 338-342 (2013).
  37. Bobko, A. A., Dhimitruka, I., Zweier, J. L., Khramtsov, V. V. Trityl radicals as persistent dual function pH and oxygen probes for in vivo electron paramagnetic resonance spectroscopy and imaging: Concept and experiment. J. Am. Chem. Soc. 129 (23), (2007).
  38. Biller, J. R., et al. Electron spin-lattice relaxation mechanisms of rapidly-tumbling nitroxide radicals. J. Magn. Reson. 236, 47-56 (2013).
  39. Redler, G., Barth, E. D., Bauer, K. S., Kao, J. P. Y., Rosen, G. M., Halpern, H. J. In vivo electron paramagnetic resonance imaging of differential tumor targeting using cis-3,4-di(acetoxymethoxycarbonyl)-2,2,5,5-tetramethyl-1-pyrrolidinyloxyl. Magn. Reson. Med. 71 (4), 1650-1656 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Szybki skan EPRobrazowanie in vivost enie tlenupomiar pHstan redokscz steczki sygna oweobrazowanie spektralno przestrzennerezonator p tlowykrzywa nasycenia mocy

Powiązane artykuły