Artykuł metodologiczny

Inżynieria tkankowa poprzez wewnętrzne unaczynienie w komorze inżynierii tkankowej in vivo

DOI:

10.3791/54099

⸱

30 maja 2016

 ,  ,  ,  , 
1O'Brien Institute Department, St Vincent's Institute of Medical Research, 2Department of Surgery, University of Melbourne, 3Faculty of Health Sciences, Australia Catholic University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To jest wytyczne do konstruowania in vivo unaczynionej tkanki za pomocą mikrochirurgicznej pętli tętniczo-żylnej lub przepływowej konfiguracji szypułki wewnątrz komory inżynierii tkankowej. Powstałe unaczynione tkanki mogą być wykorzystane do regeneracji narządów i wymiany ubytków tkanek, a także do testowania leków i modelowania chorób.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W chirurgii rekonstrukcyjnej istnieje kliniczna potrzeba alternatywy dla obecnych metod rekonstrukcji autologicznej, które są skomplikowane, kosztowne i wymieniają jedną wadę na drugą. Inżynieria tkankowa daje nadzieję na zaspokojenie tego rosnącego zapotrzebowania. Jednak większość strategii inżynierii tkankowej nie jest w stanie wygenerować stabilnych i funkcjonalnych substytutów tkanek z powodu słabego unaczynienia. W artykule skoncentrowano się na modelu wewnętrznego unaczynienia w komorze inżynierii tkankowej in vivo, w którym perfundowana tętnica i żyła, jako pętla tętniczo-żylna lub konfiguracja przeszypułkowa przepływowa, jest kierowana do chronionej pustej komory. W tym systemie komorowym dochodzi do angiogennego kiełkowania z naczyń tętniczo-żylnych, a układ ten przyciąga endogenną migrację komórek napędzaną niedokrwieniem i stanem zapalnym, która stopniowo wypełnia przestrzeń komory tkanką włóknisto-naczyniową. Egzogenna implantacja komórki/macierzy w momencie budowy komory zwiększa przeżywalność komórek i określa specyficzność tworzonych tkanek. Nasze badania wykazały, że ten model komory może z powodzeniem generować różne tkanki, takie jak tłuszcz, mięsień sercowy, wątroba i inne. Konieczne są jednak modyfikacje i udoskonalenia, aby zapewnić spójne i powtarzalne tworzenie tkanki docelowej. W tym artykule opisano znormalizowany protokół wytwarzania dwóch różnych unaczynionych modeli komór inżynierii tkankowej in vivo.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wytwarzanie funkcjonalnej unaczynionej tkanki za pomocą podejścia inżynierii tkankowej to nowy paradygmat w medycynie regeneracyjnej. 1,2 Opracowano wiele podejść do inżynierii nowych i zdrowych tkanek w celu zastąpienia uszkodzonej tkanki lub wadliwych narządów,3-6 eksperymentalnie na małych modelach zwierzęcych o obiecującym potencjale klinicznym. 7,8 Jednak unaczynienie pozostaje jednym z największych wyzwań dla inżynierii tkankowej, ograniczając jej potencjał do wzrostu tkanek o klinicznie istotnych rozmiarach. 9

Obecne podejścia do unaczynienia tkanki podążają albo ścieżką zewnętrzną, gdzie nowe naczynia wyrastają z łożyska naczyniowego odbiorcy i atakują przez wszczepione tkanki, konstrukty10, albo wewnętrzną ścieżką unaczynienia, gdzie układ naczyniowy rośnie i rozszerza się wraz z nowo rozwijającą się tkanką. 11 Podejście zewnętrzne tradycyjnie polega na wysiewaniu komórek na rusztowaniu in vitro i wszczepianiu kompletnego konstruktu żywemu zwierzęciu w oczekiwaniu, że składniki odżywcze, wcześniej dostarczane przez pożywki hodowlane, będą pochodzić z krążenia. 12,13 Koncepcja jest uproszczona, ponieważ wrastanie naczyń jest zbyt wolne i tylko bardzo cienkie implanty (<1-2 mm grubości) pozostaną żywotne. Dostarczanie składników odżywczych i tlenu poprzez wystarczające i szybkie unaczynienie jest podstawą wszelkich udanych prób wyhodowania bardziej złożonych i większych substytutów inżynierii tkankowej, takich jak kości, mięśnie, tłuszcz i narządy stałe. 14,15 Unaczynienie wewnętrzne stwarza możliwość rozwoju większych konstruktów poprzez postępujący wzrost tkanki współmierny do jej rozszerzającego się dopływu krwi. Jednym z nich jest implantacja in vivo do komory szypułki naczyniowej z rusztowaniem wysiewanym komórkami lub bez niego. 5,6 Utorowało to drogę do nowych procedur generowania grubszych, wewnętrznie unaczynionych tkanek. Pytania z dnia 16,17

na dzień

Ostatnio opracowano strategie wstępnego unaczyniania przeszczepów tkanek przed implantacją. Te włączone sieci naczyń krwionośnych mają na celu inokulację naczyń gospodarza podczas implantacji, co pozwala na szybkie zapewnienie pełnego dopływu krwi w celu poprawy przeżywalności wszystkich części przeszczepionego grubego przeszczepu tkankowego. Rozdział 18

Byliśmy pionierami w modelu inżynierii tkankowej in vivo unaczynionej u małych zwierząt, która obejmuje podskórnie wszczepioną półsztywną, zamkniętą komorę zawierającą perfundowaną szypułkę naczyniową i biomateriały zawierające komórki. Komora tworzy środowisko niedokrwienne, które stymuluje angiogenne kiełkowanie z wszczepionych naczyń. 3 Szypułka naczyniowa może być zrekonstruowaną pętlą tętniczo-żylną lub nienaruszoną tętnicą i żyłą przepływową. 3-6,19 Ta szypułka naczyniowa wyrasta funkcjonalna i rozległa sieć tętniczo-kapilarno-żylna, która łączy się zarówno na tętniczce, jak i na końcach żylnych z szypułką naczyniową. 3,20 Ponadto otaczająca pusta komora nośna chroni rozwijającą się tkankę przed potencjalnie deformującymi siłami mechanicznymi i przedłuża popęd niedokrwienny, zwiększając unaczynienie. 3,21,22 Jeśli szypułka naczynia zostanie po prostu wszczepiona w normalną tkankę, a nie w chronionej przestrzeni komory, kiełkowanie angiogenne ustaje w tym samym czasie, co normalna rana i wokół szypułki nie gromadzi się żadna nowa tkanka. Badacze wykorzystali tę konfigurację in vivo do wytworzenia trójwymiarowych, funkcjonalnych, unaczynionych konstruktów tkankowych z podporą unaczynienia i o klinicznie istotnych rozmiarach. 4,23 pkt.Co więcej, zmodyfikowane unaczynione konstrukcje tkankowe z nienaruszoną szypułką naczyniową mogą być pobierane w celu późniejszego przeszczepu w miejscu urazu. 24,25 Bardziej wykonalnym klinicznie scenariuszem byłoby stworzenie komory w docelowym miejscu do rekonstrukcji, takim jak pierś. W związku z tym to podejście oparte na inżynierii tkankowej de novo może mieć potencjał kliniczny, aby zapewnić nowe źródło funkcjonalnej tkanki docelowej dla chirurgii rekonstrukcyjnej. 26-28 Rozdział 26-28

Poniższy protokół dostarczy ogólnego przewodnika do budowy in vivo unaczynionej komory inżynierii tkankowej u szczura, która może być zaadaptowana w różnych modelach zwierzęcych i wykorzystana do zbadania skomplikowanych procesów angiogenezy, produkcji macierzy oraz migracji i różnicowania komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisane tutaj protokoły zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Zwierząt Szpitala St. Vincent's Hospital Melbourne w Australii i zostały przeprowadzone przy ścisłym przestrzeganiu wytycznych Australijskiej Narodowej Rady Zdrowia i Badań Medycznych.

UWAGA: Poniżej opisano dwa protokoły komory. Dwa różne modele i ich specyficzne konstrukcje studzienek przedstawiono na rysunku 1. Komora (1) wykonana jest z poliwęglanu (do modelu komory pętli tętniczo-żylnej szczura). Jest cylindryczny o średnicy wewnętrznej 13 mm i wysokości 4 mm. Okno w jednym miejscu w ścianie umożliwia swobodny dostęp do szypułki. W drugim modelu (dla modelu z przepływową komorą pedikularną dla szczurów) komora wykonana jest z poliakrylu i jest prostokątna (10 x 8 x 4 mm3 wymiary wewnętrzne). Posiada dwa otwory o średnicy 1,5 mm po przeciwnych stronach, aby pomieścić tętnicę udową i żyłę, gdy przekraczają komorę.

1. Model komory pętli tętniczo-żylnej szczura (jedna komora na zwierzę)

UWAGA: Przed rozpoczęciem operacji upewnij się, że wszystkie narzędzia zostały odpowiednio wysterylizowane. Podobnie, upewnij się, że narzędzia spoczywają na sterylnych ręcznikach i znajdują się w rozsądnej odległości od pola operacyjnego, aby uniknąć zanieczyszczenia podczas zabiegu.

  1. Przygotowanie zwierzęcia do operacji
    1. Do stworzenia pętli tętniczo-żylnej należy używać szczurów o wadze co najmniej 250 g ze względu na ich duże rozmiary naczyń.
    2. Znieczulić zwierzę 4% inhalacją izofluranu. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, oceniając brak reakcji na szczypanie palca. Po znieczuleniu zwierzę należy odpowiednio znieczulić przez cały czas trwania zabiegu 2% izofluranem.
    3. Umieść zwierzę w pozycji leżącej na podkładce rozgrzewającej i nałóż sterylny lubrykant na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas operacji.
    4. Za pomocą elektrycznej maszynki do golenia ogol obie pachwiny i usuń włosy kawałkiem wilgotnej gazy.
    5. Przygotować miejsca operacyjne roztworem chlorheksydyny/70% etanolu i owinąć zwierzę sterylnymi ręcznikami. Podawać pojedynczą dawkę karprofenu (5 mg/kg, podskórnie) jako środek przeciwbólowy.
  2. Żniwo przeszczepu żyły udowej
    1. Za pomocą ostrza #15 wykonaj 4-centymetrowe nacięcie skóry w lewej pachwinie równolegle do więzadła pachwinowego. To odsłania pachwinową poduszeczkę tłuszczową.
    2. Przeciąć poduszeczkę tłuszczową nożyczkami, pozostawiając ją przymocowaną do szypułki naczyniowej opartej na naczyniach nadbrzusza.
    3. Za pomocą mikronożyczek uwolnij zrosty tkanki łącznej między ścianą brzucha a leżącymi pod nią naczyniami udowymi.
    4. Umieść retraktor na ścianie brzucha i pociągnij przyśrodkowo. Odsłania to więzadło pachwinowe i całą długość naczyń udowych.
    5. Za pomocą mikrokleszczyków i zakrzywionych nożyczek wypreparuj żyłę nadbrzusza i odizoluj ją od otaczającego tłuszczu, delikatnie ciągnąc i przecinając. Żyła ta działa jak linka podczas konstruowania pętli.
    6. Za pomocą mikrokleszczyków i zakrzywionych mikronożyczek otwórz osłonkę okołonaczyniową zawierającą naczynia udowe i nerw na całej długości od więzadła pachwinowego do jego rozwidlenia dystalnego do gałęzi nadbrzusza.
    7. Za pomocą mikrokleszczy podnieś żyłę udową za jej przydankę i delikatnie oddziel ją od otaczających tkanek i towarzyszącej im tętnicy. Zrób to za pomocą mikro kleszczyków i zakrzywionych okrągłych mikronożyczek, rozsuwając tkankę i przecinając ją.
      UWAGA: Nigdy nie chwytaj za całą grubość ściany żyły, ponieważ może to spowodować uraz błony wewnętrznej, czyniąc ją podatną na zakrzepicę.
    8. Podwiązywać boczne gałęzie znalezione podczas preparowania za pomocą nylonowego szwu 10/0 lub koagulować je za pomocą koagulatora bipolarnego.
    9. Gdy żyła udowa jest całkowicie wolna, podwiąż jej bliższe i dalsze końce za pomocą jedwabnych szwów 4/0. Upewnij się, że uzyskałeś przeszczep żyły o długości co najmniej 10 mm i zawiera około 0,5 cm długości gałęzi nadbrzusza, która ma być używana jako linka odciągowa do utrzymywania otwartej pętli w komorze.
    10. Za pomocą mikro kleszczyków i prostych mikronożyczek przytnij przydankę z końców przeszczepu, delikatnie ciągnąc i tnąc. Można to również zrobić później, przed zespoleniami mikrochirurgicznymi.
    11. Przepłukać przeszczep żylny heparynizowanym roztworem soli fizjologicznej (10 j./ml heparyny) i pozostawić go do spoczynku w roztworze. Zamknij ranę za pomocą ciągłego jedwabnego szwu 4/0 oraz dwóch lub trzech dodatkowych prostych przerywanych szwów.
  3. Stworzenie pętli tętniczo-żylnej i implantacja komory
    1. Powtórzyć kroki od 1.2.1 do 1.2.4 dokładnie w ten sam sposób na kończynie przeciwległej.
    2. Za pomocą mikrokleszczy wypreparuj i wyizoluj zarówno tętnicę nadbrzusza, jak i żyłę, tworząc otaczającą poduszeczkę tłuszczową. Zrób to, delikatnie odciągając tkankę od naczyń
    3. Za pomocą mikrokleszczy podnieś tętnicę udową za jej przydankę i uwolnij ją od otaczających tkanek. Zrób to za pomocą mikro kleszczyków i zakrzywionych okrągłych mikronożyczek, rozsuwając tkankę i przecinając ją. Zwijać lub koagulować jego boczne gałęzie.
    4. Podwiązać tętnicę udową i żyłę dystalnie do pojawienia się naczyń nadbrzusza za pomocą jedwabnego szwu 4/0.
    5. Umieść pojedynczy zacisk proksymalnie na każdej tętnicy i żyle udowej. Za pomocą ostrych, prostych mikronożyczek wykonaj czyste poprzeczne cięcie w każdym naczyniu dystalnie do pojawienia się gałęzi nadbrzusza. Umieść sterylne plastikowe kontrastowe tło pod naczyniami.
    6. Energicznie przepłukać naczynia dużą ilością heparynizowanej soli fizjologicznej, aż cała krew zostanie usunięta ze światła.
    7. Wprowadzić przeszczep żyły do pola operacyjnego i w razie potrzeby usunąć zbędne przydanki z końców naczyń zgodnie z krokiem 1.2.10.
    8. Oba zespolenia mikrochirurgiczne należy wykonać za pomocą nylonowego szwu 10/0. Zespolenie bliższego końca przeszczepu żyły z żyłą udową i dystalnym końcem z tętnicą udową. Umożliwi to przepływ krwi od strony tętniczej do żylnej bez oporu ze strony zastawek wewnątrz przeszczepu żyły.
      UWAGA: Upewnij się, że naczynia udowe i przeszczep żylny spoczywają w swojej naturalnej pozycji bez żadnych skrętów.
    9. Sprawdź, czy nie ma przecieków w obu miejscach zespolenia. Rozwiąż małe wycieki, które wyglądają jak niepulsująca krew wypływająca z miejsca zespolenia, umieszczając mały kawałek tłuszczu na wierzchu i delikatnie uciskając przez 5-10 minut. Większe pulsujące nieszczelności, które szybko zalewają całe pole, będą wymagały dodatkowych szwów.
    10. Sprawdź drożność pętli tętniczo-żylnej. Delikatne zamknięcie tętnicy udowej powinno spowodować jej obkurczenie, natomiast to samo w żyle udowej powinno ją spowodować.
    11. Umieść podstawę komory inżynierii tkankowej pod pętlą tętniczo-żylną, tak aby ta ostatnia spoczywała w swojej naturalnej pozycji bez skrętów i załamań.
    12. Przymocuj podstawę komory do więzadła pachwinowego i leżącej pod nim powięzi mięśniowej za pomocą nylonowych szwów 6/0.
    13. Umieść pokrywę na podstawie tak, aby naczynia udowe wchodziły do komory przez wcięcie (okienko z boku komory). Zamykając pokrywę, upewnij się, że chwyta ona gałęzie nadbrzusza, między podstawą komory a pokrywą, które działają jak pęta, utrzymując pętlę tętniczo-żylną na miejscu.
    14. Zamknij ranę za pomocą ciągłego jedwabnego szwu 4/0 oraz dwóch lub trzech dodatkowych prostych przerywanych szwów.
    15. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie po znieczuleniu na podkładce rozgrzewającej.
    16. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą w mostku. Podobnie, nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, w towarzystwie innych zwierząt, dopóki nie zostanie w pełni wyleczone. 24 godziny później podać kolejną pojedynczą dawkę karprofenu (5 mg/kg mc., podskórnie) jako środek przeciwbólowy.
    17. Leczyć ranę miejscową maścią z antybiotykiem przez 5 dni. Jeśli rana jest otwarta, znieczulić zwierzę jak w krokach od 1.1.2 do 1.1.5 i zamknąć ranę jak w 1.3.14. Codziennie monitoruj stan zdrowia zwierzęcia. Poddać zwierzę eutanazji za pomocą śmiertelnej dawki dootrzewnowego wstrzyknięcia lethabarbu (163 mg/kg w igle 0,25 ml na 23 G), jeśli zwierzę wykazuje więcej niż jeden umiarkowany objaw nieprzytomności, słabego apetytu, utraty masy ciała i utraty koloru.

2. Przepływowa komora pedikularna (dwie komory na zwierzę)

  1. Przygotowanie zwierzęcia do operacji
    1. Powtórz kroki od 1.1.1 do 1.1.4. Dwie komory można wszczepić w obie okolice pachwiny jednego szczura.
  2. Izolacja naczyń udowych i wprowadzenie komory
    1. Powtórz kroki od 1.2.1 do 1.2.8.
    2. Gdy zarówno tętnica, jak i żyła są całkowicie wolne od otaczających tkanek, a ich gałęzie są podwiązane, przenieś komorę na pole operacyjne.
    3. Umieść każde z nienaruszonych naczyń udowych na odpowiedniej szczelinie podstawy komory, upewniając się, że nie ma skrętów ani załamań.
    4. Zamknij komorę, przymocowując pokrywę do podstawy. Zamknij ranę za pomocą ciągłego jedwabnego szwu 4/0 plus dwa lub trzy dodatkowe proste przerywane szwy i pozwól zwierzęciu dojść do siebie, jak opisano wcześniej.

3. Zbiór komór i przetwarzanie tkanek

  1. Po osiągnięciu punktów czasowych doświadczenia (4-6 tygodni po implantacji) znieczulij zwierzę jak w kroku 1.1.2 i powtórz kroki od 1.1.3 do 1.1.5.
  2. Otwórz ranę za pomocą ostrza #15 i przetnij tkanki nożyczkami, aż komora zostanie całkowicie odsłonięta.
  3. Wystaw naczynia udowe proksymalnie na konstrukcję i przetestuj drożność naczyń: delikatnie zatkaj naczynie dwoma mikrokleszkami, następnie wydoić krew w kierunku dystalnym, a na koniec zwolnij kleszcze proksymalne. Jeśli naczynie ponownie wypełni się krwią, potwierdza to drożność. Podwiązać naczynia udowe proksymalnie w przypadku pętli tętniczo-żylnej oraz zarówno proksymalnie, jak i dystalnie w przypadku konfiguracji przepływowej, a następnie usunąć komory z tkanką zawierającą en bloc.
  4. Pod koniec eksperymentu należy poddać zwierzę eutanazji za pomocą śmiertelnej dawki dootrzewnowego wstrzyknięcia lethobarbu (163 mg/kg w igle 0,25 ml na 23 G).
  5. Utrwalić tkanki w 4% paraformaldehydzie w temperaturze pokojowej przez 24 godziny. Podzielić tkanki na wiele przekrojów poprzecznych (o grubości 1-2 mm) i zatopić w wosku parafinowym lub związku o optymalnej temperaturze cięcia odpowiednio dla skrawków parafinowych (5 μm) lub zamrożonych (10 μm). 3,4,8,17,22,24
  6. Wykonaj rutynowe barwienie histologiczne, takie jak hematoksylina i eozyna, aby zbadać ogólną morfologię tkanek. Wykonaj barwienie immunohistochemiczne specyficznym przeciwciałem w celu zidentyfikowania typu komórki będącej przedmiotem zainteresowania,3,4,8,17,22,24,29, na przykład barwienie immunologiczne troponiny sercowej T dla kardiomiocytów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikrochirurgiczne tworzenie komór inżynierii tkankowej zostało przeprowadzone zgodnie z opisem w powyższym protokole. Tkanki wytworzone wewnątrz komór mogą być badane histologicznie zgodnie z opisem w kroku 3 protokołu. Różne typy tkanek zostały z powodzeniem zmodyfikowane przy użyciu komory unaczynionej in vivo (ryc. 2). Należą do nich tkanka serca z kardiomiocytami nowonarodzonych szczurów (ryc. 2A), tkanka mięśniowa z mioblastami szkieletowymi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Inżynieria mikrokrążenia jest obecnie badana zasadniczo za pomocą dwóch podejść. Pierwszy z nich polega na opracowaniu wysoce połączonej sieci naczyniowej w obrębie konstruktu in vitro , tak aby po wszczepieniu naczynia włosowate z łożyska naczyniowego gospodarza łączyły się z naczyniami przeszczepionego konstruktu w procesie zwanym inoskkulacją, zapewniając w ten sposób dostarczanie składników odżywczych nie tylko na obrzeża, ale także do rdzenia. 21,32,33 Nazywa się to prewaskularyzacją. Drugie pode...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty z NHMRC i Stafford Fox Medical Foundation. Autorzy dziękują za chirurgiczną pomoc Sue McKay, Liliany Pepe, Anny Deftereos i Amandy Rixon z Eksperymentalnego Oddziału Medycznego i Chirurgicznego Szpitala św. Wincentego w Melbourne. Wsparcie udziela również Departament Innowacji, Przemysłu i Rozwoju Regionalnego Departamentu Innowacji, Przemysłu i Rozwoju Regionalnego Rządu Stanu Wiktoria.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1 Skalpel z 15 ostrzamiBraunBB515
1 Ząbkowane kleszcze AdsonBraunBD527R
1 Uchwyt na igłęBraunBM201R
1 Koagulator bipolarny BraunUS335
1 uchwyt na mikroigłę B-15-8.3S & T00763
1 Kleszczyki do mikrorozszerzaczy D-5A.2S & T00125
1 Kleszcze jubilerskie mikro JF-5S & T00108
1 Mikronożyczki - proste SAS-11S & T00098
1 Mikronożyczki - zakrzywione SDC-11S & T00090
2 Zaciski pojedyncze B-3S & T00400
2 10/0 szew nylonowyS & T03199
1 6/0 Nici nylonoweBraunG2095469
2 4/0 Nici jedwabneBraunC0760145
Xilocaine 1%Dealmed15073310 mg/ml
Heparyna SódDealmed2723015,000 UI/ml
Mleczan RingeraBaxterJB2323500 ml
1 inżynieria tkankowa w kształcie kopuły komorawykonana
1 komora przepływowawykonana
Lectin I, Griffonia simplicifolia Laboratoria wektoroweB-11051.67 μ g / ml
Przeciwciało przeciwko troponinie TAbcamAb82954 μ g / ml
Przeciwciało Ku80 swoiste dla człowiekaAbcamAb805920,06 μ g/ml
Przeciwciało DesminDakoM07602,55 μ g/ml
Cell Tracker CM-DiI barwnikThermo Fisher ScientificC-70003 mg/106 komórek
Lethabarb (pentobarbiton sodu)figure-materials-1 Virbac Animal HealthLETHA450325 mg/ml
Poduszka grzewcza flexiblefigure-materials-2 Ogrzewanie RedzoneRZ/Średni
na zamówieniena zamówienie

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Spiliopoulos, K., et al. Current status of mechanical circulatory support: A systematic review. Cardiol Res Pract. , 574198(2012).
  2. Hsu, P. L., Parker, J., Egger, C., Autschbach, R., Schmitz-Rode, T., Steinseifer, U. Mechanical circulatory support for right heart failure: Current technology and future outlook. Artif Organs. 36 (4), 332-347 (2012).
  3. Lokmic, Z., Stillaert, F., Morrison, W. A., Thompson, E. W., Mitchell, G. M. An arteriovenous loop in a protected space generates a permanent, highly vascular, tissue-engineered construct. FASEB J. 21 (2), 511-522 (2007).
  4. Morritt, A. N., et al. Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber. Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).
  5. Tanaka, Y., Tsutsumi, A., Crowe, D. M., Tajima, S., Morrison, W. A. Generation of an autologous tissue (matrix) flap by combining an arteriovenous shunt loop with artificial skin in rats: preliminary report. B J Plast Surg. 53 (1), 51-57 (2000).
  6. Cronin, K. J., et al. New murine model of spontaneous autologous tissue engineering, combining an arteriovenous pedicle with matrix materials. Plast Reconstr Surg. 113 (1), 260-269 (2004).
  7. Forster, N. A., et al. A prevascularized tissue engineering chamber supports growth and function of islets and progenitor cells in diabetic mice. Islets. 3 (5), 271-283 (2011).
  8. Choi, Y. S., Matsuda, K., Dusting, G. J., Morrison, W. A., Dilley, R. J. Engineering cardiac tissue in vivo from human adipose-derived stem cells. Biomaterials. 31 (8), 2236-2242 (2010).
  9. Jeyaraj, R., G, N., Kirby, G., Rajadas, J., Mosahebi, A., Seifalian, A. M., Tan, A. Vascularisation in regenerative therapeutics and surgery. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 54, 225-238 (2015).
  10. Dew, L., Macneil, S., Chong, C. K. Vascularization strategies for tissue engineers. Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).
  11. Weigand, A., et al. Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization. Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).
  12. Vacanti, J. P., Langer, R., Upton, J., Marler, J. J. Transplantation of cells in matrices for tissue regeneration. Adv Drug Deliv Rev. 33 (1-2), 165-182 (1998).
  13. Beahm, E. K., Walton, R. L., Patrick, C. W. Progress in adipose tissue construct development. Clin Plast Surg. 30 (4), 547-558 (2003).
  14. Vunjak-Novakovic, G., et al. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 16 (2), 169-187 (2010).
  15. Garcia, J. R., Garcia, A. J. Biomaterial-mediated strategies targeting vascularization for bone repair. Drug Deliv Transl Res. , (2015).
  16. Forster, N., et al. Expansion and hepatocytic differentiation of liver progenitor cells in vivo using a vascularized tissue engineering chamber in mice. Tissue Eng Part C Methods. 17 (3), 359-366 (2011).
  17. Tilkorn, D. J., et al. Implanted myoblast survival is dependent on the degree of vascularization in a novel delayed implantation/prevascularization tissue engineering model. Tissue Eng Part A. 16 (1), 165-178 (2010).
  18. Chang, Q., Lu, F. A novel strategy for creating a large amount of engineered fat tissue with an axial vascular pedicle and a prefabricated scaffold. Med hypotheses. 79 (2), 267-270 (2012).
  19. Walton, R. L., Beahm, E. K., Wu, L. De novo adipose formation in a vascularized engineered construct. Microsurg. 24 (5), 378-384 (2004).
  20. Debels, H., Gerrand, Y. W., Poon, C. J., Abberton, K. M., Morrison, W. A., Mitchell, G. M. An adipogenic gel for surgical reconstruction of the subcutaneous fat layer in a rat model. J Tissue Eng Regen Med. , (2015).
  21. Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Engineering the microcirculation. Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).
  22. Yap, K. K., et al. Enhanced liver progenitor cell survival and differentiation in vivo by spheroid implantation in a vascularized tissue engineering chamber. Biomaterials. 34 (16), 3992-4001 (2013).
  23. Findlay, M. W., et al. Tissue-engineered breast reconstruction: Bridging the gap toward large-volume tissue engineering in humans. Plast Reconstr Surg. 128 (6), 1206-1215 (2011).
  24. Tee, R., Morrison, W. A., Dusting, G. J., Liu, G. S., Choi, Y. S., Hsiao, S. T., Dilley, R. J. Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats. Tissue Eng Part A. 18 (19-20), 1992-1999 (2012).
  25. Dolderer, J. H., et al. Long-term stability of adipose tissue generated from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber. Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2283-2292 (2011).
  26. Sekine, H., et al. Endothelial cell coculture within tissue-engineered cardiomyocyte sheets enhances neovascularization and improves cardiac function of ischemic hearts. Circulation. 118, (14 Suppl) 145-152 (2008).
  27. Ting, A. C., et al. The adipogenic potential of various extracellular matrices under the influence of an angiogenic growth factor combination in a mouse tissue engineering chamber. Acta Biomater. 10 (5), 1907-1918 (2014).
  28. Zhan, W., et al. Self-synthesized extracellular matrix contributes to mature adipose tissue regeneration in a tissue engineering chamber. Wound Repair Regen. 23 (3), 443-452 (2015).
  29. Messina, A., Bortolotto, S. K., Cassell, O. C., Kelly, J., Abberton, K. M., Morrison, W. A. Generation of a vascularized organoid using skeletal muscle as the inductive source. FASEB J. 19 (11), 1570-1572 (2005).
  30. Lim, S. Y., Hernández, D., Dusting, G. J. Growing vascularized heart tissue from stem cells. J Cardiovasc Pharmacol. 62 (2), 122-129 (2013).
  31. Poon, C. J., et al. Preparation of an adipogenic hydrogel from subcutaneous adipose tissue. Acta Biomater. 9 (3), 5609-5620 (2013).
  32. Dilley, R. J., Morrison, W. A. Vascularisation to improve translational potential of tissue engineering systems for cardiac repair. Int J Biochem Cell Biol. 56, 38-46 (2014).
  33. Lesman, A., Koffler, J., Atlas, R., Blinder, Y. J., Kam, Z., Levenberg, S. Engineering vessel-like networks within multicellular fibrin-based constructs. Biomaterials. 32 (31), 7856-7869 (2011).
  34. Hussey, A. J., et al. Seeding of pancreatic islets into prevascularized tissue engineering chambers. Tissue Eng Part A. 15 (12), 3823-3833 (2009).
  35. Chen, X., Aledia, A. S., Popson, S. A., Him, L., Hughes, C. C., George, S. C. Rapid anastomosis of endothelial progenitor cell-derived vessels with host vasculature is promoted by a high density of cotransplanted fibroblasts. Tissue Eng Part A. 16 (2), 585-594 (2010).
  36. Lin, R. Z., Melero-Martin, J. M. Fibroblast growth factor-2 facilitates rapid anastomosis formation between bioengineered human vascular networks and living vasculature. Methods. 56 (3), 440-451 (2012).
  37. Dolderer, J. H., et al. Spontaneous large volume adipose tissue generation from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber space. Tissue Eng. 13 (4), 673-681 (2007).
  38. Wei, F. C., Lin Tay, S. K. Principles and techniques of microvascular surgery. Plastic Surgery. Volume 1. Neligan, P. C., Gurtner, G. C. , Elsevier. Chapter 26 587-620 (2013).
  39. Sekine, H., et al. In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels. Nat.Comm. 4 (1399), 1-10 (2013).
  40. Lim, S. Y., Sivakumaran, P., Crombie, D. E., Dusting, G. J., Pébay, A., Dilley, R. J. Trichostatin A enhances differentiation of human induced pluripotent stem cells to cardiogenic cells for cardiac tissue engineering. Stem Cells Transl Med. 2 (9), 715-725 (2013).
  41. Lim, S. Y., et al. In vivo tissue engineering chamber supports human induced pluripotent stem cell survival and rapid differentiation. Biochem Biophys Res Commun. 422 (1), 75-79 (2012).
  42. Piao, Y., Hung, S. S., Lim, S. Y., Wong, R. C., Ko, M. S. Efficient generation of integration-free human induced pluripotent stem cells from keratinocytes by simple transfection of episomal vectors. Stem Cells Transl Med. 3 (7), 787-791 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wzrost tkanki unaczynionejmodel p tli t tniczo ylnejkonfiguracja szypu y przep ywowejmikrochirurgiczna anastomozaimplantacja in vivotworzenie tkanki w kniasto naczyniowejledzenie kom rek r db onkakwantyfikacja stereologiczna

Powiązane artykuły