Method Article

Ocena zmian morfologicznych i czynnościowych serca w mysim modelu poprzecznego zwężenia aorty za pomocą obrazowania echokardiograficznego

DOI:

10.3791/54101

⸱

June 21st, 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology and Biophysics, University of Washington

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego protokołu jest nieinwazyjna ocena zmian strukturalnych i funkcjonalnych w mysim modelu choroby serca powstałych w wyniku poprzecznego zwężenia aorty, przy użyciu echokardiografii w trybie B i M oraz obrazowania dopplerowskiego kolorem/falą tętna.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poprzeczne zwężenie aorty (TAC) u myszy zostało użyte jako cenny model do badania mechanizmów przerostu serca i niewydolności serca1. Niezawodna nieinwazyjna metoda jest niezbędna do oceny zmian morfologicznych i funkcjonalnych serca w czasie rzeczywistym w zwierzęcych modelach chorób serca. Echokardiografia przezklatkowa stanowi ważne narzędzie do nieinwazyjnej oceny struktury i funkcji serca2. W tym przypadku użyliśmy systemu obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej rozdzielczości do monitorowania przebudowy mięśnia sercowego i postępu niewydolności serca w czasie w mysim modelu TAC. Tryb B, tryb M i obrazowanie dopplerowskie wykorzystano do precyzyjnej oceny przerostu mięśnia sercowego, poszerzenia komór i pogorszenia funkcji u myszy po TAC. Obrazowanie dopplerowskie za pomocą kolorowej fali tętna i fali tętna wykorzystano do nieinwazyjnego pomiaru gradientu ciśnienia w poprzek zwężenia aorty utworzonego przez TAC oraz do oceny przepływu krwi u myszy. W ten sposób echokardiograficzne obrazowanie przezklatkowe zapewnia kompleksowe, nieinwazyjne pomiary wymiarów i funkcji serca w mysich modelach chorób serca.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
Udowodniono, że

Mysie modele chorób serca, takie jak TAC i zawał mięśnia sercowego (MI), są cenne do badania mechanizmów chorobowych, jak również do opracowywania nowych strategii terapeutycznych3. TAC początkowo indukuje przerost kompensacyjny, ale długotrwałe przeciążenie ciśnieniem prowadzi do rozszerzenia serca i niewydolności serca4. Szczelność zwężenia aorty bezpośrednio decyduje o stopniu przerostu serca i jego przejściu do niewydolności serca. Nieinwazyjny i wiarygodny pomiar gradientu ciśnienia w poprzek zwężenia aorty ma zasadnicze znaczenie dla powodzenia tych badań. Obrazowanie dopplerowskie zostało wykorzystane do oceny gradientu ciśnienia wytwarzanego przez TAC5, który jest nieinwazyjną alternatywą dla pomiaru ciśnienia za pomocą cewnika.

Echokardiografia jest szeroko stosowana do nieinwazyjnego pomiaru morfologii serca, jak również funkcji skurczowej i rozkurczowej u myszy6-8. Dwuwymiarowe obrazowanie w trybie B służy do wykrywania nieprawidłowych ruchów lub zmian strukturalnych serca. Jednowymiarowe obrazowanie w trybie M służy do ilościowego określania wymiarów i kurczliwości serca. Obrazowanie dopplerowskie kolorem i PW zostało ostatnio wykorzystane w ultrasonografii gryzoni, która ma szerokie zastosowanie w echokardiografii, w tym pomiar kierunkowości i prędkości przepływu, a także wydajności skurczowej i rozkurczowej9.

Podłużne monitorowanie funkcji serca w czasie rzeczywistym za pomocą echokardiografii w trybie B, M, kolorze i trybie Dopplera PW zapewnia kompleksową ocenę struktury i funkcji serca u myszy w warunkach fizjologicznych i patologicznych. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis zastosowania obrazowania echokardiograficznego do monitorowania dynamicznych zmian morfologicznych i funkcjonalnych serca u myszy po TAC lub operacji pozorowanej.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół jest zgodny z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Waszyngtońskiego.

1. Zabieg chirurgiczny i przygotowanie do obrazowania

  1. Tester myszy C57BL/6 poddany TAC lub operacji pozorowanej, jak opisano wcześniej10.
  2. Tydzień po TAC lub pozorowanej operacji znieczulić mysz w komorze indukcyjnej 2% izofluranem zmieszanym z 1 l/minO2. Potwierdź prawidłowe znieczulenie poprzez brak reakcji na szczypanie palca u nogi lub ogona. Użyj maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Usuń włosy na klatce piersiowej, nakładając krem do depilacji. Zdezynfekuj skórę myszy 70% etanolem.
  3. Przymocuj mysz do platformy do przenoszenia zwierząt w pozycji leżącej. Aby utrzymać stały poziom znieczulenia, użyj stożka do nosa, aby dostarczyć 0,5 - 1% izofluranu zmieszanego z 1 l/minO2.
  4. Nałóż żel elektrodowy na łapki myszy i przyklej je do podkładki elektrody.
  5. Włóż sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę ciała. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C za pomocą poduszki grzewczej lub lampy.
  6. Nałóż warstwę wstępnie podgrzanego żelu ultradźwiękowego na klatkę piersiową myszy, głównie na obszar leżący nad sercem. Uwaga: po zabiegu obrazowania usuń żel ultradźwiękowy i osusz mysz sterylną gazą.

2. W widoku łuku aorty użyj trybu B i obrazowania dopplerowskiego do oceny poprzecznego zwężenia aorty

  1. Użyj ustawienia trybu B, aby uzyskać widok łuku aorty w celu wizualizacji aorty, głównych gałęzi tętnic i miejsca zwężenia.
    1. Przechyl lewą stronę platformy tak daleko, jak to możliwe, aby obrócić mysz do lewej pozycji odleżynowa. Trzymaj przetwornik ultradźwiękowy za podstawkę w pozycji pionowej i umieść go na klatce piersiowej wzdłuż prawej linii przymostkowej, z wycięciem skierowanym w stronę podbródka myszy. Uwaga: Nie ściskaj klatki piersiowej myszy podczas opuszczania przetwornika; Wymagany jest minimalny nacisk.
    2. Przechyl przetwornik do góry na poziomie łopatki i obróć lekko zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aż pojawi się łuk aorty. Obserwuj miejsce poprzecznego zwężenia aorty, które znajduje się między rozgałęzieniem tętnicy nienazwanej (IA) a lewą tętnicą szyjną wspólną (LCCA) (ryc. 1).
      Uwaga: W myszy sterowanej pozorem nie wykrywa się zwężenia.
  2. Kliknij przycisk "kolorowy Doppler" na stacji roboczej, aby przełączyć się w tryb kolorowego Dopplera w celu monitorowania kierunkowości i prędkości przepływu krwi przez miejsce zwężenia. Pobieraj i przechowuj obrazy, klikając przycisk "sklep z filmami".
  3. Kliknij przycisk "PW Doppler", aby przełączyć się w tryb Dopplera fali pulsacyjnej i umieść objętość próbki (przerywane pole kursora) bezpośrednio dystalnie do miejsca zwężenia, aby wyszukać zwężony dżet o największej prędkości, a następnie kliknij przycisk "PW Doppler", aby uzyskać przebiegi przepływu aorty i zmierzyć prędkość szczytową (rysunek 2).
  4. Obliczyć gradient ciśnienia w całym miejscu zwężenia za pomocą zmodyfikowanego równania Bernoulliego: gradient ciśnienia = 4 x Vmax2. Do dalszej analizy należy uwzględnić tylko myszy o gradiencie ciśnienia w zakresie od 40 do 80 mmHg.

3. W widoku długiej osi przymostkowej użyj obrazowania w trybie B i M, aby ocenić wymiary i kurczliwość serca

  1. Gdy mysz leży w pozycji leżącej na plecach na platformie, trzymaj przetwornik w pozycji pionowej z wycięciem skierowanym na głowę myszy. Opuść przetwornik na klatkę piersiową równolegle do lewej linii przymostkowej i obróć o 30° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara.
  2. Użyj obrazowania w trybie B, aby uzyskać pełny, "strzałkowy" widok serca w długiej osi. Dostosuj kąt przetwornika i głębokość ostrości, aby uwidocznić lewą komorę, ścianę przegrody śródkomorowej i niewielką część ściany prawej komory. Zapisz obrazy do późniejszych pomiarów grubości ścianki serca i wymiaru komory. Korzystając z "pakietu kardiologicznego", wybierz parametry, takie jak IVS lub LVAW, LVID i LVPW, a następnie kliknij na obraz, aby narysować odpowiednie linie dla każdego parametru, aby uzyskać pomiary.
  3. Obserwuj wzorce ruchów ściany serca i sprawdź, czy nie występują nieprawidłowości ruchowe, w tym akinezja, hipokinezja i asynchroniczność.
    Uwaga: Akinezja i hipokinezja oznaczają odpowiednio całkowitą i częściową utratę ruchu ściany serca. Asynchroniczność oznacza nieregularny, nieskoordynowany ruch ściany serca.
  4. Przełącz się na tryb M, umieść kursor w trybie M prostopadle do ścian lewej komory na poziomie mięśnia brodawkowatego i uzyskaj obrazy do późniejszego pomiaru wymiarów serca i skrócenia frakcyjnego (ryc. 3).

4. W widoku krótkiej osi przymostkowej użyj obrazowania w trybie B i M, aby ocenić morfologię i funkcję serca

  1. Z widoku długiej osi przymostkowej uzyskaj widok krótkiej osi przymostkowej, obracając przetwornik o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Wyreguluj przetwornik tak, aby zapewniał poziomy przekrój poprzeczny serca w trybie B, z wyraźnie widocznymi obydwoma mięśniami brodawkowatymi i znajdującymi się po prawej stronie (pozycja godziny 2 i 4).
  2. Przełącz się na tryb M i umieść oś trybu M na środkowym poziomie lewej komory. Pozyskiwanie i przechowywanie obrazów do późniejszych pomiarów grubości ściany serca, wymiaru komory i skrócenia ułamkowego (ryc. 4). Korzystając z "pakietu kardiologicznego", wybierz parametry w SAX (krótka oś), w tym IVS lub LVAW, LVID i LVPW, a następnie kliknij na obraz, aby narysować odpowiednie linie dla każdego parametru, aby uzyskać pomiary.
    Uwaga: Pomiary uzyskane w tym miejscu powinny być ściśle skorelowane z pomiarami uzyskanymi w widoku długiej osi przymostkowej (rysunek 5).

5. W widoku wierzchołkowym czterokomorowym użyj obrazowania dopplerowskiego do oceny funkcji skurczowej i rozkurczowej

  1. Uzyskaj wierzchołkowy widok czterokomorowy, aby uwidocznić zarówno lewą, jak i prawą komorę z przedsionkami u dołu ekranu. W trybie B, z widoku krótkiej osi, przechyl lewy górny róg platformy, aby pochylić głowę myszy w dół i skierować przetwornik w stronę prawego ramienia myszy. Zasadniczo ma to na celu uzyskanie "koronalnego" widoku serca patrzącego w górę w kierunku wierzchołka.
  2. Wizualizuj zastawkę mitralną w trybie B i przełącz się na tryb kolorowego Dopplera, umieszczając objętość próbki (przerywane pole kursora) na końcu zastawki mitralnej.
  3. Przełącz na tryb Dopplera PW, aby ocenić wzorce przepływu przez zastawkę mitralną. Ustaw kursor sondy Dopplera równolegle do kierunku przepływu krwi w zaitrze. Użyj kąta sondy mniejszego niż 20°, aby określić prędkość szczytową (rysunek 6).
  4. Zapisz obrazy do późniejszych pomiarów. Użyj "pakietu kardiologicznego" i wybierz "MV flow". Kliknij każdy parametr i narysuj odpowiednie linie, aby uzyskać pomiary. Dostępne pomiary obejmują: szczytową prędkość E (wczesne wypełnienie z aktywnym rozluźnieniem komorowym), szczytową prędkość A (późne wypełnienie ze skurczem przedsionków), czasy relaksacji i skurczu izowolumicznej zastawki mitralnej (odpowiednio IVRT i IVCT) oraz czas wyrzutu (ET).
  5. Obliczyć wskaźnik wydolności mięśnia sercowego (MPI) według MPI = (IVCT + IVRT)/ET.

6. Leczenie pozabiegowe zwierząt

  1. W razie potrzeby należy podać zwierzętom chirurgicznym środek przeciwbólowy i/lub jałowy roztwór soli fizjologicznej dootrzewnowo.
  2. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie na poduszce grzewczej w pozycji leżącej. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło procedurę, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie zostanie w pełni wyleczone.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 1 pokazuje obrazy w trybie B przedstawiające widok łuku aorty serca myszy poddanego operacji pozorowanej (Rysunek 1A) lub TAC (Rysunek 1B). Pokazano łuk aorty, tętnicę nienazwaną, lewą tętnicę szyjną wspólną i lewą tętnicę podobojczykową. Należy pamiętać, że zwężenie aorty jest wyraźnie widoczne w TAC, ale nie w pozorowanym sercu. Kolorowe obrazy dopplerowskie z widoku aorty pokazano na rysunku 2A. Przebiegi przep...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Echokardiografia jest szeroko stosowana do oceny czynności serca w modelach chorób serca u gryzoni2,6. W porównaniu z metodologiami inwazyjnymi lub terminalnymi, takimi jak pomiar pętli ciśnieniowo-objętościowej11 i praca serca ex vivo 12, echokardiografia stanowi potężne, nieinwazyjne narzędzie do oceny zachodzących zmian strukturalnych i funkcjonalnych serca u żywych zwierząt. Aby uzyskać wiarygodne dane, ważne jest, aby utrzymać temperaturę ciała i tętno w zakresie fizjologicz...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca ta była częściowo wspierana przez granty NIH/NHLBI R00HL0908076 i R01HL116507 (dla Q.L.).

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Sprzęt anestezjologicznyHarvard Apparatus, 84 October Hill Road
Holliston, MA		723015
Vevo 2100 Imaging SystemVisualSonics Inc., 3080 Yonge Street Suite 6100, Box 66, Toronto, Ontario, KanadaVevo 2100
Aquasonic żel ultrasonograficznyParker Laboratories, 286 Eldridge Rd, Fairfield, NJ 03-50
IsofluranePiramal Healthcare, Inc, 3950 Schelden Circle
Betlejem, PA 		NDC 66794-017-25
Filtr gazu do znieczulenia powietrznegoA.M. Bickford, Inc, 12318 Big Tree Rd, Wales Center, NY Numer katalogowy 80120
TGL

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc Natl Acad Sci USA. 88 (18), 8277-8281 (1991).
  2. Tanaka, N., et al. Transthoracic echocardiography in models of cardiac disease in the mouse. Circulation. 94 (5), 1109-1117 (1996).
  3. Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present. Circ Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).
  4. Heineke, J., Molkentin, J. D. Regulation of cardiac hypertrophy by intracellular signalling pathways. Nat Rev Mol Cell Biol. 7 (8), 589-600 (2006).
  5. Oka, T., et al. Cardiac-specific deletion of Gata4 reveals its requirement for hypertrophy, compensation, and myocyte viability. Circ Res. 98 (6), 837-845 (2006).
  6. Gardin, J. M., Siri, F. M., Kitsis, R. N., Edwards, J. G., Leinwand, L. A. Echocardiographic assessment of left ventricular mass and systolic function in mice. Circ Res. 76 (5), 907-914 (1995).
  7. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. J Vis Exp. (39), e1738(2010).
  8. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp. (42), e2100(2010).
  9. Patten, R. D., Aronovitz, M. J., Bridgman, P., Pandian, N. G. Use of pulse wave and color flow Doppler echocardiography in mouse models of human disease. J Am Soc Echocardiogr. 15 (7), 708-714 (2002).
  10. deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. Transverse aortic constriction in mice. J Vis Exp. (38), e1729(2010).
  11. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  12. Larsen, T. S., et al. The isolated working mouse heart: methodological considerations. Pflugers Arch. 437 (6), 979-985 (1999).
  13. Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., Ross, J. Jr Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2134-H2140 (2002).
  14. Pearlman, A. S., Stevenson, J. G., Baker, D. W. Doppler echocardiography: applications, limitations and future directions. Am J Cardiol. 46 (7), 1256-1262 (1980).
  15. Bauer, M., et al. Echocardiographic speckle-tracking based strain imaging for rapid cardiovascular phenotyping in mice. Circ Res. 108 (8), 908-916 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Transverse Aortic ConstrictionEchocardiographic ImagingMouse ModelCardiac HypertrophyHeart FailureB mode ImagingM mode ImagingDoppler ImagingPressure GradientFractional Shortening

Related Articles