Artykuł metodologiczny

Wykrywanie anastazy in vivo za pomocą biosensora CaspaseTracker

DOI:

10.3791/54107

⸱

1 lutego 2018

 ,  , 
1Institute for Basic Biomedical Sciences, Johns Hopkins University School of Medicine, 2School of Life Sciences, Chinese University of Hong Kong, 3Department of Neurosurgery, Johns Hopkins University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Anastasis jest technicznie trudne do wykrycia in vivo, ponieważ komórki, które odwróciły proces śmierci komórki, mogą być morfologicznie nie do odróżnienia od normalnych zdrowych komórek. Poniżej opisujemy protokoły wykrywania i śledzenia komórek, które ulegają anastazie u żywych zwierząt, przy użyciu naszego nowo opracowanego systemu biosensorów CaspaseTracker in vivo.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Anastasis (po grecku "powstanie do życia") to niedawno odkryte zjawisko odzyskiwania komórek, dzięki któremu umierające komórki mogą odwrócić procesy śmierci komórkowej w późnym stadium, które są ogólnie uważane za nieodwracalne. Promowanie anastazy mogłoby w zasadzie uratować lub zachować uszkodzone komórki, które są trudne do zastąpienia, takie jak kardiomiocyty lub neurony, ułatwiając w ten sposób regenerację tkanek. I odwrotnie, tłumienie zespolenia w komórkach nowotworowych, ulegających apoptozie po terapiach przeciwnowotworowych, może zapewnić śmierć komórek rakowych i zmniejszyć ryzyko nawrotu. Badania te były jednak utrudnione przez brak narzędzi do śledzenia losu komórek, które ulegają anastazie u żywych zwierząt. Wyzwaniem jest zidentyfikowanie komórek, które odwróciły proces śmierci komórkowej pomimo ich morfologicznie normalnego wyglądu po wyzdrowieniu. Aby przezwyciężyć tę trudność, opracowaliśmy systemy biosensorów Drosophila i CaspaseTracker dla ssaków, które mogą identyfikować i trwale śledzić komórki anastatyczne in vitro lub in vivo. W tym miejscu przedstawiamy protokoły in vivo dotyczące generowania i wykorzystania systemu podwójnych biosensorów CaspaseTracker do wykrywania i śledzenia zespoleń u Drosophila melanogaster po przejściowej ekspozycji na bodźce śmierci komórki. Podczas gdy konwencjonalne biosensory i protokoły mogą oznaczać komórki aktywnie przechodzące apoptozę śmierci komórki, bioczujnik CaspaseTracker może trwale oznaczać komórki, które odzyskały sprawność po aktywacji kaspazy - co jest cechą charakterystyczną apoptozy w późnym stadium, i jednocześnie identyfikować aktywne procesy apoptotyczne. Ten bioczujnik może również śledzić odzyskiwanie komórek, które próbowały innych form śmierci komórkowej, które bezpośrednio lub pośrednio wiązały się z aktywnością kaspazy. Dlatego protokół ten umożliwia nam ciągłe śledzenie losów tych komórek i ich potomstwa, ułatwiając przyszłe badania funkcji biologicznych, mechanizmów molekularnych, fizjologicznych i patologicznych konsekwencji oraz terapeutycznych implikacji anastazy. Omawiamy również odpowiednie kontrole, aby odróżnić komórki, które ulegają anastazie, od tych, które wykazują nieapoptotyczną aktywność kaspazy in vivo.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaprogramowana śmierć komórki, taka jak apoptoza, odgrywa istotną rolę w rozwoju embrionalnym i prawidłowej homeostazie, eliminując niechciane, uszkodzone lub niebezpieczne komórki w organizmach wielokomórkowych1,2,3. Utrata równowagi między śmiercią komórki a przeżyciem może prowadzić do śmiertelnych konsekwencji, takich jak rak, niewydolność serca, autoimmunizacja i zwyrodnienie4,5,6,7,8. Aktywacja kaspaz egzekucyjnych była tradycyjnie uważana za "punkt bez powrotu" w apoptozie9,10,11, ponieważ powoduje szybkie i masowe niszczenie komórek12,13,14,15,16. Kwestionując ten ogólny dogmat, wykazaliśmy, że hodowane umierające komórki pierwotne i komórki rakowe mogą odzyskać sprawność nie tylko po aktywacji kaspazy, ale także po ważnych cechach charakterystycznych śmierci komórki, takich jak pęcherzenie błony komórkowej, kurczenie się komórek, fragmentacja mitochondriów, uwalnianie mitochondrialnego cytochromu c do cytozolu, kondensacja jądra i chromatyny, uszkodzenie DNA, fragmentacja jądrowa, ekspozycja powierzchni komórki na fosfatydyloserynę (PS), i powstawanie ciał apoptotycznych17,18,19,20,21. Sugerujemy, że anastaza jest nieodłącznym zjawiskiem odzyskiwania komórek, ponieważ umierające komórki mogą się zregenerować po usunięciu bodźców śmierci komórki 17,18,19,20,21. Ukuliśmy termin "Anastasis" (Αναστάσης)18, co w języku greckim oznacza "powstanie do życia", aby opisać to nieoczekiwane zjawisko odzyskiwania komórek. Nasza obserwacja anastazy jest dodatkowo poparta ostatnimi niezależnymi badaniami, które również ujawniają odzyskiwanie komórek po eksternalizacji fosfatydyloseryny22,23,24, ograniczona przepuszczalność zewnętrznej błony mitochondrialnej25, aktywacja kinazy podobnej do mieszanej linii (MLKL) i kurczenie się komórek26.

Scharakteryzowanie mechanizmów regulujących anastazę będzie miało zmieniające paradygmat implikacje fizjologiczne, patologiczne i terapeutyczne. Anastasis może reprezentować nieznany wcześniej mechanizm cytoprotekcyjny w celu ratowania lub zachowania ważnych komórek i tkanek postmitotycznych, które są trudne do zastąpienia, i prawdopodobnie odpowiadać za odwrócenie niewydolności serca poprzez odciążenie komór za pomocą urządzeń wspomagających lewą komorę (LVAD)27,28, odzyskiwanie komórek fotoreceptorów po przejściowym narażeniu na nadmierne światło29,30,31, czyli naprawa neuronów po urazie mózgu32. Jeśli tak, promowanie anastazy może przyspieszyć regenerację komórek i tkanek. I odwrotnie, anastaza może być nieoczekiwaną taktyką ucieczki stosowaną przez komórki rakowe w celu przetrwania terapii indukującej śmierć komórki, powodując nawrót raka17,18. Dlatego tłumienie zespolenia w umierających komórkach nowotworowych w trakcie i po leczeniu raka może być nową strategią terapeutyczną leczenia nowotworów poprzez zapobieganie ich nawrotom.

Podczas procesu anastazy stwierdziliśmy, że niektóre odzyskane komórki uzyskały trwałe zmiany genetyczne i przeszły transformację onkogenną, prawdopodobnie z powodu uszkodzenia DNA powstałego podczas apoptozy18,20,21. Odwrócenie procesu śmierci komórek uszkodzonych przez DNA może być mechanizmem nowotworzenia, potencjalnie leżącym u podstaw obserwacji, że powtarzające się uszkodzenia tkanek zwiększają ryzyko raka w różnych tkankach, takich jak przewlekłe uszkodzenie termiczne przełyku wywołane spożyciem bardzo gorących napojów33,34,35, uszkodzenie wątroby spowodowane alkoholizmem36, 37, Ewolucja guza po genotoksycznej terapii przeciwnowotworowej38,39,40, oraz rozwój nowych nowotworów z normalnych tkanek, które powstają w przerwach między cyklami terapii przeciwnowotworowej41,42,43,44. Jeśli to prawda, celowanie w anastazę może zapobiec lub zatrzymać rozwój i progresję raka. Odkryliśmy, że wywołane głodem umierające komórki rozrodcze ulegają anastazie u ponownie karmionych Drosophila19. Jeśli anastaza występuje w komórkach rozrodczych z uszkodzonym DNA, można to wytłumaczyć obserwacją, że długotrwały stres środowiskowy sprzyja rozwojowi chorób genetycznych. Na przykład głód przyczynia się do rozwoju międzypokoleniowych chorób dziedzicznych, takich jak cukrzyca i choroby niedokrwienne serca45. W związku z tym zrozumienie anastazy może prowadzić do opracowania strategii zapobiegania rozwojowi chorób dziedzicznych spowodowanych tym potencjalnym mechanizmem.

Aby wykorzystać odkrycie anastazy i skierować je do opracowania innowacyjnych terapii, konieczne jest zbadanie przyczyny i konsekwencji anastazy u żywych zwierząt. Jednak identyfikacja i śledzenie komórek anastatycznych in vivo jest technicznie trudne, ponieważ komórki, które wyzdrowiały w procesie śmierci komórkowej, wydają się morfologicznie nie do odróżnienia od normalnych zdrowych komórek i nie zidentyfikowano jeszcze biomarkera anastazy17,18,21. Aby rozwiązać te problemy, niedawno opracowaliśmy nowy bioczujnik kaspazy in vivo o nazwie "CaspaseTracker"19, do identyfikacji i śledzenia komórek, które przeżywają apoptozę po aktywacji kaspazy19,46, znak rozpoznawczy apoptozy10,14. Odróżnia go od biosensorów kaspazowych "w czasie rzeczywistym", takich jak SCAT12,47, Apoliner48, CA-GFP49, ApoAlert18,50, C3AIs51 oraz iCasper52 które wykrywają trwającą aktywność kaspazy, bioczujnik CaspaseTracker dodatkowo posiada zdolność do trwałego znakowania komórek, które wyrażają aktywność kaspazy nawet przejściowo. W związku z tym bioczujnik CaspaseTracker umożliwia długoterminowe śledzenie zespolenia po odwróceniu procesu śmierci komórki za pośrednictwem kaspazy in vivo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1) Przygotowanie muchówek z biosensora CaspaseTracker

  1. Znieczulij muchy CO2 i użyj pędzla, aby przenieść od 7 do 10 wrażliwych na kaspazę Gal4 (DQVD)19 dziewiczych samic i 7 do 10 G-Trace53 Gal4 reporter młode samce much (lub odwrotnie) w tej samej fiolce z pokarmem na muchy i świeżą pastą drożdżową.
    nuta: Krzyżówka much wrażliwych na kaspazę (DQVD) Gal4 i G-Trace da muchy potomne CaspaseTracker. Krzyżówka wrażliwych nakaspazę (DQVA)19 Muchy Gal4 i G-Trace dostarczą muchy kontroli negatywnej (patrz dyskusja). Świeża pasta drożdżowa służy jako źródło białka w celu zwiększenia produkcji jaj, co zwiększa liczbę potomstwa. Wybierz dziewicze samice i młode samce much zgodnie z ich fenotypami54.
  2. Inkubować muchy w temperaturze 18 stopni Celsjusza (oC) podczas krzyżowania przez 3 do 7 dni, a następnie przenieść muchy do nowej fiolki, aby założyć nową krzyżówkę w temperaturze 18 °C. Kontynuować inkubację oryginalnej fiolki w temperaturze 18 °C, aż potomstwo muchy zbliżą się.
    nuta: Przenieść muchy rodzicielskie do nowych fiolek, aby uniknąć przeludnienia potomstwa w oryginalnej fiolce. Muchy rodzicielskie mogą produkować potomstwo ze świeżym pokarmem i pastą drożdżową przy pierwszych 2 do 3 przełącznikach, a następnie wydajność znacznie spadnie z czasem. Hodowla much o temperaturze 18 °C może zmniejszyć niespecyficzny sygnał biosensora CaspaseTracker (patrz dyskusja).
  3. Wybierz potomstwo much o prawidłowych fenotypach54 do następujących eksperymentów.
    nuta: Transgeny zarówno wrażliwego na kaspazę Gal4, jak i G-Trace znajdują się na drugim chromosomie, zrównoważonym przez równoważnik CyO. Wybierz potomstwo o skrzydłach niekędzierzawych (bez CyO), które ma zarówno transgeny wrażliwego na kaspazę Gal4, jak i G-Trace.

2) Zastosowanie przejściowej indukcji śmierci komórki do muchówek biosensora CaspaseTracker

  1. Przenieść od 10 do 20 nowo zamkniętych samic much do nowej fiolki ze świeżym pokarmem dla much i świeżą pastą drożdżową na 1 dzień w temperaturze 18 °C, aby umożliwić produkcję w komorze jajowej przez oogenezę.
    nuta: Trzymanie samicy z samcami much może zwiększyć produkcję w komorze jajowej.
  2. Aby skłonić komory jajowe do apoptozy przez szok zimny, należy przenieść samice muszek do nowej pustej fiolki, którą następnie umieszcza się w temperaturze -7 °C przez 1 h.
    UWAGA: Szok zimny uszkadza komórki, wywołując pęknięcie błony plazmatycznej55,56.
  3. Aby skłonić komory jajowe do apoptozy poprzez głód białka, przenieś samice much do nowej fiolki z 8% sacharozy i 1% pokarmem agarowym w temperaturze 18 °C przez 3 dni.
    nuta: Głód białka (pokarm niebiałkowy) może spowodować apoptozę komór jajowych57,58,59 i autofagia60,61. Codziennie przestawiaj muchy na nową fiolkę z 8% sacharozy i 1% pokarmu agarowego, aby utrzymać optymalny stan pokarmu dla much sacharozy.
  4. Przenieść zestresowane muchy z powrotem do nowej fiolki ze świeżym pokarmem dla much i świeżą pastą drożdżową na 3 dni w temperaturze 18 °C, aby mogły dojść do siebie. Przeprowadź sekcję wygłodzonych i wygłodzonych-odzyskanych much, aby uzyskać komory jajowe w jajnikach zgodnie z opisem62.
    nuta: Aby wypreparować Drosophila w celu uzyskania jajników, znieczulij muchy CO2 i użyj 2 par kleszczy do usunięcia głowy muchy i użyj kleszczy, aby pociągnąć podstawę brzucha, aby usunąć jajniki much.

3) Utrwalanie i barwienie wypreparowanych komór jajowych do obrazowania

  1. Przenieś wypreparowane komory jajowe wraz z około 0,5 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) do probówek wirówkowych o pojemności 1 ml. Pozwól jajom się uspokoić.
    nuta: Pokryj plastikowe końcówki pipet 1% albuminą surowicy bydlęcej (BSA) rozpuszczoną w wodzie lub PBS, aby zapobiec przywieraniu komór jaj do plastikowej powierzchni końcówek. Wykonaj następujące procedury w ciemności, aby uniknąć fotowybielania białka czerwonej fluorescencji (RFP, znanego również jako DsRed) i białka zielonej fluorescencji (GFP) w komorach jajowych.
  2. Usuń PBS przez pipetowanie, a następnie nałóż 0,5 ml 4% paraformaldehydu w PBS, aby utrwalić komory jaj w temperaturze pokojowej w ciemności przez 20 do 30 minut
    nuta: Zastosuj delikatny obrót w tym i następnych krokach inkubacji.
  3. Usunąć paraformaldehyd za pomocą pipetowania, a następnie umyć komorę jaj 0,5 ml PBST (PBS + 0,1% Triton X-100) 3 razy.
    nuta: Długotrwała fiksacja może zmniejszyć sygnały RFP i GFP.
  4. Komory jaj inkubować za pomocą PBST przez 1 do 2 godzin w temperaturze pokojowej lub przez noc w temperaturze 4 °C z delikatnymi obrotami, aby komory jaj były przepuszczalne.
    UWAGA: PBST może również uniknąć przyklejania się komór na jajka do powierzchni z tworzywa sztucznego niepokrytego BSA.
  5. Usunąć PBST przez pipetowanie, a następnie nałożyć 0,5 ml 10 μg/ml niebieskiego barwnika jądrowego Hoechst w PBST do komór jajowych na 1 do 2 godzin w temperaturze pokojowej w celu wybarwienia jądra.
    UWAGA 1: Unikaj długotrwałej inkubacji z barwnikiem jądrowym, ponieważ zwiększy to sygnał niespecyficzny.
    UWAGA 2: Alternatywnym podejściem do barwienia jądra bez Hoechst jest dodanie 200 μl środka do wybielania z DAPI (patrz materiały) i inkubacja przez noc63, przed zamontowaniem tkanek na szklanym szkiełku nakrywkowym, jak opisano w protokole 3.8.
    UWAGA3: Barwienie i poniższe procedury należy wykonywać w ciemności, aby uniknąć fotowybielania.
  6. Usunąć barwnik jądrowy przez pipetowanie, a następnie nałożyć 0,5 ml PBST, aby umyć komory jaj w probówkach wirówkowych o pojemności 1 ml 3 razy, z 10 do 20 minutową inkubacją z delikatną rotacją między każdym etapem mycia.
  7. Usunąć cały PBST za pomocą cienkiej pipety, a następnie nałożyć 200 μl środka zapobiegającego wybielaniu (patrz materiały) w celu inkubacji komór na jaja w temperaturze pokojowej przez 3 godziny lub przez noc w temperaturze 4 °C, aż komory jaj opadną na dno probówki.
    UWAGA: Tkanki, które całkowicie wchłonęły środek mocujący, opadają na dno tuby.
  8. Zamontuj poplamione komory na jajka, przenosząc je z 200 μl środka wstępnego zapobiegającego wybielaniu na wstępnie oczyszczone szkiełko do obrazowania przez pipetowanie, przykryj komory jaj wstępnie oczyszczonym szklanym szkiełkiem nakrywkowym o wymiarach 20 x 20 mm i uszczelnij szkiełko nakrywkowe na szkiełku podstawowym, nakładając lakier do paznokci na krawędź szkiełka nakrywkowego.
    UWAGA 1: Wstępnie wyczyść szkiełko podstawowe i szkiełko nakrywkowe wodą lub 70% etanolem.
    UWAGA 2: Umieść wazelinę między szkiełkiem podstawowym a szkiełkiem nakrywkowym, aby uniknąć zniszczenia komór jaj przez nadmierną kompresję.
  9. Zobrazuj komory jajowe za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego lub konfokalnego, używając obiektywu planapochromatycznego 20x, NA 0,8, o długości fali światła wzbudzenia 405 nm do barwienia jądrowego (wykryj emisję ~461 nm), 561 nm dla sygnału RFP (trwająca lub niedawna aktywność kaspazy) (wykryj emisję ~590 nm) i 488 nm dla sygnału GFP (przeszła aktywność kaspazy) (wykryj emisję ~518 nm).
    nuta: Zapoznaj się z naszymi opublikowanymi protokołami mikroskopii20,64.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż poklatkowa mikroskopia żywych komórek jest niezawodną metodą do wykrywania anastazy w hodowanych komórkach20, trudno jest zidentyfikować, które komórki przeszły anastazę u zwierząt, ponieważ odzyskane komórki wydają się morfologicznie nie do odróżnienia od normalnych zdrowych komórek, które nie próbowały umrzeć komórki. Na przykład komórki HeLa ludzkiego raka szyjki macicy wykazują morfologiczne cechy apoptozy1,2,

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

System podwójnych bioczujników CaspaseTracker jest nowatorskim i unikalnym narzędziem, które umożliwia wykrywanie niedawnej lub trwającej aktywności kaspazy oraz śledzenie komórek, które odwróciły proces śmierci komórkowej i przeżywają po doświadczeniu aktywności kaspazy in vivo. Podczas gdy aktywność kaspazy jest tradycyjnie uważana za cechę charakterystyczną apoptozy, coraz więcej badań ujawnia, że nieapoptotyczna aktywność kaspazy odgrywa potencjalne role w różnych normalnych ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Darrenowi Obbardowi za zdjęcie Drosophila na rysunku 3C i w rękopisie wideo; J. Marie Hardwick, Wade Gibson i Heather M. Lamb za cenną dyskusję na temat tego rękopisu. Praca ta była wspierana przez stypendium Sir Edward Youde Memorial Fellowship (H.L.T.), Dr. Walter Szeto Memorial Scholarship (H.L.T.), Fulbright Grant 007-2009 (H.L.T.), Life Science Research Foundation (H.L.T.) oraz NCI K22 grant CA204458 (H.L.T.). W latach 2014-2017 Ho Lam Tang był stypendystą Fundacji Nauk Przyrodniczych (Shurl and Kay Curci Foundation for Life Sciences Research Foundation).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
STRONG
Vectashield medium montażoweProdukty wektoroweH-1000Medium montażowe Antifade
Medium montażowe Vectashield (z DAPI)Vector ProductsH-1200Medium montażowe Antifade z
kleszczamiTed Pella#505 (110mm, #5)Pęseta Dumont klasa biologiczna,
Zjeżdżalnie wisząceFisher Scientific12-565BSzkiełka szklane
Hoechst 33342Sondy molekularneH1399Barwienie DNA
Mitotracker Czerwony CMXRos Sondy molekularneM-7512Barwienie mitochondriów
Rozszczepione przeciwciało kaspazy-3 (Asp175)Technologia sygnalizacji komórkowej9661Barwienie aktywnego fragmentu
albuminy surowicy bydlęcej (BAS)Sigma-AldrichA8806Środek blokujący do barwienia immunologicznego
Sól fizjologiczna buforowana fosforanem VWR114-056-101Podłoże do mycia i barwienia immunologicznego
Triton™ X-100Sigma-AldrichT8787Detergent do przepuszczalności komórek
NazwaFirmaNumer katalogowyUwagi
EQUIPMENT
LSM780 mikroskop konfokalnyCarl ZeissN/AObrazowanie
Mikroskop stereoskopowy Carl Zeiss Stemi 2000 Carl ZeissN/ARozwarstwienie Drosophila
AmScope Podwójny oświetlacz mikroskopu światłowodowego na gęsiej szyi, 150 WAmScopeWBM99316 Źródło światła
DAPI ze stali nierdzewnej #

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kerr, J. F., Wyllie, A. H., Currie, A. R. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics. Br J Cancer. 26, 239-257 (1972).
  2. Jacobson, M. D., Weil, M., Raff, M. C. Programmed cell death in animal development. Cell. 88, 347-354 (1997).
  3. Fuchs, Y., Steller, H. Programmed cell death in animal development and disease. Cell. 147, 742-758 (2011).
  4. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).
  5. Narula, J., et al. Apoptosis in myocytes in end-stage heart failure. N Engl J Med. 335, 1182-1189 (1996).
  6. Nagata, S. Apoptosis and autoimmune diseases. Ann N Y Acad Sci. 1209, 10-16 (2010).
  7. Mattson, M. P. Apoptosis in neurodegenerative disorders. Nat Rev Mol Cell Biol. 1, 120-129 (2000).
  8. Hotchkiss, R. S., Strasser, A., McDunn, J. E., Swanson, P. E. Cell death. N Engl J Med. 361, 1570-1583 (2009).
  9. Green, D., Kroemer, G. The central executioners of apoptosis: caspases or mitochondria? Trends Cell Biol. 8, 267-271 (1998).
  10. Riedl, S. J., Shi, Y. Molecular mechanisms of caspase regulation during apoptosis. Nat Rev Mol Cell Biol. 5, 897-907 (2004).
  11. Kroemer, G., et al. Classification of cell death: recommendations of the Nomenclature Committee on Cell Death 2009. Cell Death Differ. 16, 3-11 (2009).
  12. Takemoto, K., Nagai, T., Miyawaki, A., Miura, M. Spatio-temporal activation of caspase revealed by indicator that is insensitive to environmental effects. J Cell Biol. 160, 235-243 (2003).
  13. Luthi, A. U., Martin, S. J. The CASBAH: a searchable database of caspase substrates. Cell Death Differ. 14, 641-650 (2007).
  14. Taylor, R. C., Cullen, S. P., Martin, S. J. Apoptosis: controlled demolition at the cellular level. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 231-241 (2008).
  15. Chipuk, J. E., Moldoveanu, T., Llambi, F., Parsons, M. J., Green, D. R. The BCL-2 family reunion. Mol Cell. 37, 299-310 (2010).
  16. Julien, O., Wells, J. A. Caspases and their substrates. Cell Death Differ. 24, 1380-1389 (2017).
  17. Tang, H. L., Yuen, K. L., Tang, H. M., Fung, M. C. Reversibility of apoptosis in cancer cells. Br J Cancer. 100, 118-122 (2009).
  18. Tang, H. L., et al. Cell survival, DNA damage, and oncogenic transformation after a transient and reversible apoptotic response. Mol Biol Cell. 23, 2240-2252 (2012).
  19. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In vivo CaspaseTracker biosensor system for detecting anastasis and non-apoptotic caspase activity. Sci Rep. 5, 9015(2015).
  20. Tang, H. L., Tang, H. M., Hardwick, J. M., Fung, M. C. Strategies for tracking anastasis, a cell survival phenomenon that reverses apoptosis. J Vis Exp. , (2015).
  21. Tang, H. M., Talbot, C. C., Fung, M. C., Tang, H. L. Molecular signature of anastasis for reversal of apoptosis. F1000Res. 6, 43(2017).
  22. Hammill, A. K., Uhr, J. W., Scheuermann, R. H. Annexin V staining due to loss of membrane asymmetry can be reversible and precede commitment to apoptotic death. Exp Cell Res. , 16-21 (1999).
  23. Geske, F. J., Lieberman, R., Strange, R., Gerschenson, L. E. Early stages of p53-induced apoptosis are reversible. Cell Death Differ. 8, 182-191 (2001).
  24. Kenis, H., et al. Annexin A5 uptake in ischemic myocardium: demonstration of reversible phosphatidylserine externalization and feasibility of radionuclide imaging. J Nucl Med. 51, 259-267 (2010).
  25. Ichim, G., et al. Limited mitochondrial permeabilization causes DNA damage and genomic instability in the absence of cell death. Mol Cell. 57, 860-872 (2015).
  26. Gong, Y. N., et al. ESCRT-III Acts Downstream of MLKL to Regulate Necroptotic Cell Death and Its Consequences. Cell. 169, 286-300 (2017).
  27. Narula, J., Haider, N., Arbustini, E., Chandrashekhar, Y. Mechanisms of disease: apoptosis in heart failure--seeing hope in death. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 3, 681-688 (2006).
  28. Drakos, S. G., et al. Bridge to recovery: understanding the disconnect between clinical and biological outcomes. Circulation. 126, 230-241 (2012).
  29. McKechnie, N. M., Foulds, W. S. Recovery of the rabbit retina after light damage (preliminary observations). Albrecht Von Graefes Arch Klin Exp Ophthalmol. 212, 271-283 (1980).
  30. Milligan, S. C., Alb, J. G. Jr, Elagina, R. B., Bankaitis, V. A., Hyde, D. R. The phosphatidylinositol transfer protein domain of Drosophila retinal degeneration B protein is essential for photoreceptor cell survival and recovery from light stimulation. J Cell Biol. 139, 351-363 (1997).
  31. Gordon, W. C., Casey, D. M., Lukiw, W. J., Bazan, N. G. DNA damage and repair in light-induced photoreceptor degeneration. Invest Ophthalmol Vis Sci. 43, 3511-3521 (2002).
  32. Blennow, K., et al. Traumatic brain injuries. Nat Rev Dis Primers. 2, 16084(2016).
  33. Castellsague, X., et al. Influence of mate drinking, hot beverages and diet on esophageal cancer risk in South America. Int J Cancer. 88, 658-664 (2000).
  34. Islami, F., et al. Tea drinking habits and oesophageal cancer in a high risk area in northern Iran: population based case-control study. BMJ. 338, b929(2009).
  35. Loomis, D., et al. Carcinogenicity of drinking coffee, mate, and very hot beverages. Lancet Oncol. 17, 877-878 (2016).
  36. Boffetta, P., Hashibe, M. Alcohol and cancer. Lancet Oncol. 7, 149-156 (2006).
  37. McKillop, I. H., Schrum, L. W. Alcohol and liver cancer. Alcohol. 35, 195-203 (2005).
  38. Davis, A. J., Tannock, J. F. Repopulation of tumour cells between cycles of chemotherapy: a neglected factor. Lancet Oncol. 1, 86-93 (2000).
  39. Demedts, I. K., Vermaelen, K. Y., van Meerbeeck, J. P. Treatment of extensive-stage small cell lung carcinoma: current status and future prospects. Eur Respir J. 35, 202-215 (2010).
  40. Wagle, N., et al. Dissecting therapeutic resistance to RAF inhibition in melanoma by tumor genomic profiling. J Clin Oncol. 29, 3085-3096 (2011).
  41. Smith, R. E., et al. Acute myeloid leukemia and myelodysplastic syndrome after doxorubicin-cyclophosphamide adjuvant therapy for operable breast cancer: the National Surgical Adjuvant Breast and Bowel Project Experience. J Clin Oncol. 21, 1195-1204 (2003).
  42. Travis, L. B., et al. Second cancers among 40,576 testicular cancer patients: focus on long-term survivors. J Natl Cancer Inst. 97, 1354-1365 (2005).
  43. Chaturvedi, A. K., et al. Second cancers among 104,760 survivors of cervical cancer: evaluation of long-term risk. J Natl Cancer Inst. 99, 1634-1643 (2007).
  44. Moteabbed, M., Yock, T. I., Paganetti, H. The risk of radiation-induced second cancers in the high to medium dose region: a comparison between passive and scanned proton therapy, IMRT and VMAT for pediatric patients with brain tumors. Phys Med Biol. 59, 2883-2899 (2014).
  45. Painter, R. C., et al. Transgenerational effects of prenatal exposure to the Dutch famine on neonatal adiposity and health in later life. BJOG. 115, 1243-1249 (2008).
  46. Ding, A. X., et al. CasExpress reveals widespread and diverse patterns of cell survival of caspase-3 activation during development in vivo. Elife. 5, (2016).
  47. Takemoto, K., et al. Local initiation of caspase activation in Drosophila salivary gland programmed cell death in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 13367-13372 (2007).
  48. Bardet, P. L., et al. A fluorescent reporter of caspase activity for live imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 13901-13905 (2008).
  49. Nicholls, S. B., Chu, J., Abbruzzese, G., Tremblay, K. D., Hardy, J. A. Mechanism of a genetically encoded dark-to-bright reporter for caspase activity. J Biol Chem. 286, 24977-24986 (2011).
  50. Golbs, A., Nimmervoll, B., Sun, J. J., Sava, I. E., Luhmann, H. J. Control of programmed cell death by distinct electrical activity patterns. Cereb Cortex. 21, 1192-1202 (2011).
  51. Zhang, J., et al. Visualization of caspase-3-like activity in cells using a genetically encoded fluorescent biosensor activated by protein cleavage. Nat Commun. 4, 2157(2013).
  52. To, T. L., et al. Rationally designed fluorogenic protease reporter visualizes spatiotemporal dynamics of apoptosis in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 3338-3343 (2015).
  53. Evans, C. J., et al. G-TRACE: rapid Gal4-based cell lineage analysis in Drosophila. Nat Methods. 6, 603-605 (2009).
  54. Chyb, S., Gompel, N. Atlas of Drosophila morphology : wild-type and classical mutants. xviii, Academic Press. London ; Waltham, MA. 224(2013).
  55. Drobnis, E. Z., et al. Cold shock damage is due to lipid phase transitions in cell membranes: a demonstration using sperm as a model. J Exp Zool. 265, 432-437 (1993).
  56. Quinn, P. J. A lipid-phase separation model of low-temperature damage to biological membranes. Cryobiology. 22, 128-146 (1985).
  57. Drummond-Barbosa, D., Spradling, A. C. Stem cells and their progeny respond to nutritional changes during Drosophila oogenesis. Dev Biol. 231, 265-278 (2001).
  58. Pritchett, T. L., Tanner, E. A., McCall, K. Cracking open cell death in the Drosophila ovary. Apoptosis. 14, 969-979 (2009).
  59. Jenkins, V. K., Timmons, A. K., McCall, K. Diversity of cell death pathways: insight from the fly ovary. Trends Cell Biol. 23, 567-574 (2013).
  60. McPhee, C. K., Baehrecke, E. H. Autophagy in Drosophila melanogaster. Biochim Biophys Acta. 1793, 1452-1460 (2009).
  61. Barth, J. M., Szabad, J., Hafen, E., Kohler, K. Autophagy in Drosophila ovaries is induced by starvation and is required for oogenesis. Cell Death Differ. 18, 915-924 (2011).
  62. Wong, L. C., Schedl, P. Dissection of Drosophila ovaries. J Vis Exp. (52), (2006).
  63. Sarkissian, T., Timmons, A., Arya, R., Abdelwahid, E., White, K. Detecting apoptosis in Drosophila tissues and cells. Methods. 68, 89-96 (2014).
  64. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In Vivo Biosensor Tracks Non-apoptotic Caspase Activity in Drosophila. J Vis Exp. , (2016).
  65. Gossen, M., et al. Transcriptional activation by tetracyclines in mammalian cells. Science. 268, 1766-1769 (1995).
  66. Yamanashi, Y., et al. The yes-related cellular gene lyn encodes a possible tyrosine kinase similar to p56lck. Mol Cell Biol. 7, 237-243 (1987).
  67. Inoue, T., Heo, W. D., Grimley, J. S., Wandless, T. J., Meyer, T. An inducible translocation strategy to rapidly activate and inhibit small GTPase signaling pathways. Nat Methods. 2, 415-418 (2005).
  68. Fukuda, M., Gotoh, I., Gotoh, Y., Nishida, E. Cytoplasmic localization of mitogen-activated protein kinase kinase directed by its NH2-terminal, leucine-rich short amino acid sequence, which acts as a nuclear export signal. J Biol Chem. 271, 20024-20028 (1996).
  69. Feil, R., Wagner, J., Metzger, D., Chambon, P. Regulation of Cre recombinase activity by mutated estrogen receptor ligand-binding domains. Biochem Biophys Res Commun. 237, 752-757 (1997).
  70. Lazebnik, Y. A., Kaufmann, S. H., Desnoyers, S., Poirier, G. G., Earnshaw, W. C. Cleavage of poly(ADP-ribose) polymerase by a proteinase with properties like ICE. Nature. 371, 346-347 (1994).
  71. Mansuy, I. M., et al. Inducible and reversible gene expression with the rtTA system for the study of memory. Neuron. 21, 257-265 (1998).
  72. Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).
  73. Gonzalez, C. Drosophila melanogaster: a model and a tool to investigate malignancy and identify new therapeutics. Nat Rev Cancer. 13, 172-183 (2013).
  74. Yamamoto, S., et al. A drosophila genetic resource of mutants to study mechanisms underlying human genetic diseases. Cell. 159, 200-214 (2014).
  75. Wangler, M. F., Hu, Y., Shulman, J. M. Drosophila and genome-wide association studies: a review and resource for the functional dissection of human complex traits. Dis Model Mech. 10, 77-88 (2017).
  76. Ditzel, M., et al. Degradation of DIAP1 by the N-end rule pathway is essential for regulating apoptosis. Nat Cell Biol. 5, 467-473 (2003).
  77. Li, X., Wang, J., Shi, Y. Structural mechanisms of DIAP1 auto-inhibition and DIAP1-mediated inhibition of drICE. Nat Commun. 2, 408(2011).
  78. Yi, S. X., Moore, C. W., Lee, R. E. Jr Rapid cold-hardening protects Drosophila melanogaster from cold-induced apoptosis. Apoptosis. 12, 1183-1193 (2007).
  79. Jonas, E. A., et al. Proapoptotic N-truncated BCL-xL protein activates endogenous mitochondrial channels in living synaptic terminals. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 13590-13595 (2004).
  80. Li, Z., et al. Caspase-3 activation via mitochondria is required for long-term depression and AMPA receptor internalization. Cell. 141, 859-871 (2010).
  81. Hyman, B. T., Yuan, J. Apoptotic and non-apoptotic roles of caspases in neuronal physiology and pathophysiology. Nat Rev Neurosci. 13, 395-406 (2012).
  82. Maor-Nof, M., Yaron, A. Neurite pruning and neuronal cell death: spatial regulation of shared destruction programs. Curr Opin Neurobiol. 23, 990-996 (2013).
  83. Yu, F., Schuldiner, O. Axon and dendrite pruning in Drosophila. Curr Opin Neurobiol. 27, 192-198 (2014).
  84. Neukomm, L. J., Freeman, M. R. Diverse cellular and molecular modes of axon degeneration. Trends Cell Biol. 24, 515-523 (2014).
  85. Oberst, A., et al. Catalytic activity of the caspase-8-FLIP(L) complex inhibits RIPK3-dependent necrosis. Nature. 471, 363-367 (2011).
  86. Kaiser, W. J., et al. RIP3 mediates the embryonic lethality of caspase-8-deficient mice. Nature. 471, 368-372 (2011).
  87. Arama, E., Agapite, J., Steller, H. Caspase activity and a specific cytochrome C are required for sperm differentiation in Drosophila. Dev Cell. 4, 687-697 (2003).
  88. Kaplan, Y., Gibbs-Bar, L., Kalifa, Y., Feinstein-Rotkopf, Y., Arama, E. Gradients of a ubiquitin E3 ligase inhibitor and a caspase inhibitor determine differentiation or death in spermatids. Dev Cell. 19, 160-173 (2010).
  89. Weaver, B. P., et al. CED-3 caspase acts with miRNAs to regulate non-apoptotic gene expression dynamics for robust development in C. elegans. Elife. 3, (2014).
  90. Fogarty, C. E., Bergmann, A. Killers creating new life: caspases drive apoptosis-induced proliferation in tissue repair and disease. Cell Death Differ. 24, 1390-1400 (2017).
  91. Weaver, B. P., Weaver, Y. M., Mitani, S., Han, M. Coupled Caspase and N-End Rule Ligase Activities Allow Recognition and Degradation of Pluripotency Factor LIN-28 during Non-Apoptotic Development. Dev Cell. 41, 665-673 (2017).
  92. Baum, J. S., Arama, E., Steller, H., McCall, K. The Drosophila caspases Strica and Dronc function redundantly in programmed cell death during oogenesis. Cell Death Differ. 14, 1508-1517 (2007).
  93. Duffy, J. B. GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist's Swiss army knife. Genesis. 34, 1-15 (2002).
  94. Fan, Y., Bergmann, A. The cleaved-Caspase-3 antibody is a marker of Caspase-9-like DRONC activity in Drosophila. Cell Death Differ. 17, 534-539 (2010).
  95. Codogno, P., Meijer, A. J. Autophagy and signaling: their role in cell survival and cell death. Cell Death Differ. 12 Suppl 2, 1509-1518 (2005).
  96. Tsapras, P., Nezis, I. P. Caspase involvement in autophagy. Cell Death Differ. 24, 1369-1379 (2017).
  97. Dunai, Z. A., et al. Staurosporine induces necroptotic cell death under caspase-compromised conditions in U937 cells. PLoS One. 7, e41945(2012).
  98. Simenc, J., Lipnik-Stangelj, M. Staurosporine induces different cell death forms in cultured rat astrocytes. Radiol Oncol. 46, 312-320 (2012).
  99. Sun, G., et al. A molecular signature for anastasis, recovery from the brink of apoptotic cell death. J Cell Biol. , (2017).
  100. Milting, H., et al. Altered levels of mRNA of apoptosis-mediating genes after mid-term mechanical ventricular support in dilative cardiomyopathy--first results of the Halle Assist Induced Recovery Study (HAIR). Thorac Cardiovasc Surg. 47, 48-50 (1999).
  101. Haider, N., et al. Concurrent upregulation of endogenous proapoptotic and antiapoptotic factors in failing human hearts. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 6, 250-261 (2009).
  102. Strik, H., et al. BCL-2 family protein expression in initial and recurrent glioblastomas: modulation by radiochemotherapy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 67, 763-768 (1999).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wykrywanie anastasisodwr cenie mierci kom rkowejDrosophila melanogastermikroskopia konfokalnamarkery fluorescencyjneaktywacja kaspazobrazowanie ywych zwierz tgenetyczny system biosensorowyledzenie regeneracji kom rek

Powiązane artykuły