Metody leczenia ostrego i podostrego mysiego niedokrwienia kończyn tylnych

Podsumowanie

Chirurgiczna indukcja niedokrwienia kończyn tylnych u myszy jest przydatna do badania angiogenezy, jednak jest ona zagrożona u niektórych szczepów myszy wsobnych, które wykazują wyraźną nekrozę tkanek wywołaną niedokrwieniem. Opisano metody wywoływania podostrego niedokrwienia kończyn za pomocą ameroidowych zwężaczy w celu obejścia tego problemu poprzez indukcję stopniowej niedrożności tętnic.

Streszczenie

Choroba tętnic obwodowych (PAD) jest główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności sercowo-naczyniowej w krajach rozwiniętych, a modele zwierzęce, które wiarygodnie odtwarzają ludzką chorobę, są niezbędne do opracowania nowych terapii tej choroby. Model niedokrwienia kończyn tylnych myszy jest szeroko stosowany do tego celu, ale standardowa praktyka wywoływania ostrego niedokrwienia kończyn poprzez podwiązanie tętnicy udowej może powodować znaczną martwicę tkanek, zagrażając zdolności badaczy do badania odpowiedzi tkanki naczyniowej i mięśni szkieletowych na niedokrwienie. Alternatywnym podejściem do podwiązania tętnicy udowej jest indukcja stopniowego zamykania tętnicy udowej poprzez zastosowanie zwężaczy ameroidowych. Po umieszczeniu wokół tętnicy udowej w tych samych lub różnych miejscach, co miejsca podwiązania tętnicy udowej, urządzenia te zamykają tętnicę w ciągu 1-3 dni, co powoduje bardziej stopniowe, podostre niedokrwienie. Powoduje to mniej istotną martwicę tkanki mięśni szkieletowych, która może bardziej naśladować reakcje obserwowane w ludzkim PAD. Ponieważ tło genetyczne wpływa na wyniki zarówno w modelu ostrego, jak i podostrego niedokrwienia, rozważenie badanego szczepu myszy jest ważne przy wyborze najlepszego modelu. W niniejszej pracy opisano prawidłową procedurę i anatomiczne rozmieszczenie ligatur lub zwężaczy ameroidów na tętnicy udowej myszy w celu wywołania podostrego lub ostrego niedokrwienia kończyn tylnych u myszy.

Wprowadzenie

Choroba tętnic obwodowych (PAD) jest główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności z powodu chorób sercowo-naczyniowych w krajach rozwiniętych ¹. PAD wynika z miażdżycowej niedrożności tętnic obwodowych, która prowadzi do niedokrwienia kończyn z wynikającym z tego bólem wysiłkowym lub spoczynkowym, a czasami niegojącymi się owrzodzeniami i gangreną, które wymagają amputacji kończyny. Terapie ukierunkowane na PAD są ukierunkowane przede wszystkim na endowaskularną ² lub chirurgiczną rewaskularyzację ³, ponieważ zasadniczo nie istnieją skuteczne terapie medyczne ⁴.

Niestety, rewaskularyzacja często przynosi ograniczone korzyści, ponieważ przeszczepy bypassów mają wysoki wskaźnik niepowodzeń (do 50% w ciągu 5 lat) ⁵, który jest gorszy w niektórych populacjach (np. palacze, kobiety, przeszczepy żył odpiszczelowych) ^6,7. Podejścia wewnątrznaczyniowe, takie jak angioplastyka i stentowanie, są również zagrożone przez wysokie wskaźniki restenozy (przekraczające 50% w ciągu 1 roku), szczególnie w chorobie udowo-podkolanowej ⁸, chociaż stosowanie balonów i stentów uwalniających leki poprawiło nieco wyniki ^9-11. W celu opracowania nowych metod leczenia PAD konieczne jest opracowanie modeli zwierzęcych, które w wiarygodny sposób odtwarzają chorobę u ludzi.

Do tej pory najczęstszym modelem PAD jest model niedokrwienia kończyn tylnych (HLI), który najczęściej wykonywany jest u myszy ^12,13. Najczęstszym przejawem modelu jest chirurgiczne podwiązanie bliższej i dalszej tętnicy udowej oraz jej pośrednich odgałęzień bocznych, a następnie wycięcie naczynia, co skutkuje niedrożnością przepływu krwi i indukcją ostrego niedokrwienia kończyny. HLI jest stosowany przede wszystkim do badania odpowiedzi angiogennych i tętniczych w tkance mięśniowej kończyn obwodowych oraz wpływu różnych terapii (np. leków, dostarczania genów, komórek macierzystych) na te odpowiedzi. Niedawno nasza grupa wykorzystała ten model do zbadania roli komórek mięśni szkieletowych w odpowiedzi na niedokrwienie kończyn oraz wpływu różnic genetycznych na wyniki ¹⁴.

Model HLI ułatwił nam zrozumienie, że reakcje naczyń krwionośnych i mięśni na niedokrwienie są zależne od genetyki (tj. szczepu wsobnego) ¹⁵, wieku ¹⁶ lat oraz obecności lub braku innych chorób lub stanów związanych z miażdżycą, w tym cukrzycy ¹⁷ i hipercholesterolemii ¹⁸. Istotną słabością tradycyjnego modelu HLI jest jednak to, że jest to model ostrego niedokrwienia kończyn ^12,13, podczas gdy ludzki PAD powoduje przewlekłe niedokrwienie w wyniku stopniowego rozwoju zgryzowych zmian miażdżycowych w tętnicach obwodowych.

Próbując obejść tę słabość, Tang i współpracownicy początkowo opracowali szczurzy model stopniowego zamykania tętnicy udowej za pomocą zwężaczy ameroidów ¹⁹, a następnie ta sama grupa opracowała podobny model myszy ²⁰. Zwężacze ameroidów zostały opisane po raz pierwszy w latach pięćdziesiątych XX wieku w psim modelu przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego ^21,22. Urządzenia te mają zewnętrzną metalową tuleję otaczającą wewnętrzną warstwę materiału higroskopijnego, zwykle kazeiny, a po umieszczeniu wokół tętnicy wywołują stopniową niedrożność naczyń, ponieważ pochłaniają wilgoć z otaczających tkanek. W swojej modyfikacji modelu, Yang i wsp. Umieszczono zwężacze zarówno na bliższej, jak i dalszej tętnicy udowej w miejscach analogicznych do miejsc podwiązania chirurgicznego, a także podwiązano boczne gałęzie tętnicy udowej, jak w tradycyjnym modelu. W porównaniu z ostrym HLI, niedokrwienie wywołane zwężaczem ameroidowym skutkowało niższą ekspresją genów zależnych od stanu zapalnego i stresu ścinającego, wolniejszym odzyskiwaniem przepływu krwi 4-5 tygodni po operacji i mniejszą martwicą mięśni ²⁰. Na podstawie tych obserwacji uznano, że stopniowa niedrożność tętnic może dostarczyć modelu PAD bardziej odpowiedniego dla choroby ludzkiej.

Warto zauważyć, że w oryginalnym raporcie, efekty niedokrwienia wywołanego przez zwężaczy ameroidów były badane tylko u myszy C57BL/6 ¹⁹, które są stosunkowo odporne na martwicę mięśni wywołaną niedokrwieniem ¹⁵. Niedawno zmodyfikowaliśmy model stopniowego niedokrwienia i zbadaliśmy jego efekty w bardziej podatnym na niedokrwienie szczepie myszy BALB/c ²³. W pierwszej odsłonie modelu umieściliśmy zwężacze zarówno na bliższej, jak i dalszej tętnicy udowej, pozostawiając wszystkie boczne gałęzie nienaruszone. W drugiej, łagodniejszej modyfikacji, umieściliśmy pojedynczy zwężacz tylko na bliższej tętnicy udowej i ponownie pozostawiliśmy wszystkie boczne brache tętnicy nienaruszone. W obu modyfikacjach tego modelu stwierdziliśmy, że myszy BALB/c, ale nie myszy C57BL/6, wykazywały znaczną martwicę mięśni, mimo że miały podobny przepływ krwi i gęstość naczyń. Podobnie jak w naszym poprzednim badaniu ¹⁴, odkrycia te wykazały, że na uszkodzenie mięśni kończyn nie ma wpływu wyłącznie przepływ krwi, ale jest częściowo zależne od tła genetycznego. Co więcej, odkryliśmy, że przepływ krwi w kończynach spadł do nadiru w ciągu 3 dni, dlatego model wydaje się być bardziej "podostrym" niż stopniowym niedokrwieniem kończyny.

Na podstawie tych wcześniejszych badań, wydaje się jasne, że pojedyncza metoda wywoływania niedokrwienia kończyn tylnych może nie być odpowiednia we wszystkich przypadkach. Ponieważ różnorodność schorzeń (np. różnice genetyczne oraz obecność lub brak chorób współistniejących) wpływają zarówno na reakcje specyficzne dla mięśni naczyniowych, jak i szkieletowych, badacze mogą uznać za konieczne zmodyfikowanie przewlekłości i/lub nasilenia niedokrwienia kończyn tylnych, aby jak najlepiej odpowiadało ich celom. Co więcej, we wcześniejszych opisach modelu zazwyczaj brakowało odpowiednich anatomicznych punktów orientacyjnych, które ułatwiałyby wiarygodną odtwarzalność techniki między badaczami. W niniejszej pracy opisano metody wywoływania ostrego lub podostrego niedokrwienia kończyn tylnych u myszy oraz podano dokładne anatomiczne punkty orientacyjne.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Duke Institutional Animal Care and Use Committee. W badaniu wykorzystano samce myszy, choć w zależności od celu naukowego badania można zastosować obie płcie.

1. Usuwanie owłosienia

1. Przed indukcją znieczulenia przygotuj obszar przedoperacyjny, składający się z przykrytej maty grzewczej ustawionej na 37 °C oraz portu z maską nosową podłączonego do ciągłego przepływu izofluranu.
2. Umieść mysz w komorze do indukcji znieczulenia. Ustaw przepływomierz O₂ na 1 L/min, a stężenie izofluranu na 1 - 3%.
   UWAGA: Znieczulenie u myszy o masie 25 g indukuje się zazwyczaj przy użyciu 2% izofluranu.
3. Sprawdź reakcję myszy na bodźce, delikatnie kołysząc komorą i obserwując brak odruchu prostowania.
4. Przed otwarciem przepłucz komorę O₂, aby usunąć izofluran. Szybko przenieś mysz na matę grzewczą i podłącz ją do izofluranu za pomocą maski nosowej.
5. Ustaw stężenie izofluranu na 1,5%. Sprawdź reakcję na bodźce za pomocą odruchu stopy (uścisk palca).
6. Obficie nałóż smar oftalmiczny do obu oczu, aby zapobiec ich wysychaniu podczas operacji.
7. Wygoleń włosy z obu kończyn tylnych za pomocą małego trymera elektrycznego. Podczas golenia napnij skórę, aby uniknąć jej skaleczenia.
8. Nałóż podgrzany krem do depilacji i pozostaw na 1 min. Delikatnie usuń go za pomocą zwilżonego gazika.
9. W przypadku planowania zabiegu chirurgicznego w późniejszym czasie, wyłącz izofluran i przenieś mysz do pustej klatki wybudzeniowej wyłożonej ręcznikiem papierowym, aby zapobiec aspiracji ściółki. Monitoruj zwierzę, aż odzyska zdolność do utrzymania pozycji brzusznej. W przeciwnym razie przenieś mysz na stół operacyjny.
   UWAGA: Proces usuwania włosów może podrażnić skórę i wpłynąć na pomiary perfuzji. Zaleca się odczekanie 1 - 2 dni od depilacji zwierzęcia przed wykonaniem przedszybowego skanu perfuzji lub operacji.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

1. Podczas tej procedury należy użyć następujących narzędzi: małych prostych nożyczek chirurgicznych, 2 par kątowych pęset z cienkimi końcówkami, małej pęsety Graefe'a, igłotrzymacza, 3 haków chirurgicznych, małych nożyczek sprężynowych oraz cienkich patyczków watnych.
2. Przed rozpoczęciem operacji wszystkie narzędzia należy wysterylizować w autoklawie. Przed i pomiędzy każdą procedurą chirurgiczną, w przypadku do 5 zwierząt, należy używać sterylizatora koralikowego. Dla grup większych niż 5 zwierząt należy wysterylizować dodatkowe zestawy narzędzi chirurgicznych.
3. Przygotować sterylne pole operacyjne składające się z podkładki grzewczej z osłoną oraz portu do izofluranu. Wszystkie czynności należy wykonywać pod stereomikroskopem sekcyjnym 10x.
4. Mysz należy znieczulić i przygotować zgodnie z opisem w krokach 1.1 do 1.5.
5. Należy sprawdzić, czy mysz jest całkowicie oszołomiona, i ułożyć ją na stole operacyjnym w pozycji grzbietowej. Obie kończyny należy przymocować za pomocą taśmy chirurgicznej.
6. W przypadku użycia podkładki grzewczej z kontrolą temperatury należy podłączyć sondę temperatury i przymocować ją do podstawy platformy chirurgicznej taśmą chirurgiczną, aby zapobiec jej przypadkowemu wyrwaniu podczas procedury.
7. Miejsce nacięcia należy oczyścić, używając naprzemiennie 3 gazików z powidonem jodowym i alkoholowych. Zwierzę należy przykryć sterylnym obłożeniem chirurgicznym, wycinając otwór odsłaniający miejsce nacięcia.

3. Indukcja niedokrwienia kończyny

1. Użyj skalpela, aby wykonać wstępne nacięcie wzdłuż środka przyśrodkowej części uda, prowadząc je od kolana w stronę brzucha, a następnie wydłuż nacięcie do około 1 cm za pomocą drobnych nożyczek (Rysunek 1A).

Rycina 1. Miejsce operacyjne i anatomiczne punkty orientacyjne naczyń krwionośnych w chirurgii niedokrwienia kończyny dolnej myszy. (A) Widok zewnętrzny kończyny dolnej myszy w pozycji na plecach. Linia kreskowana wskazuje miejsce nacięcia niezbędne do prawidłowego przeprowadzenia procedur niedokrwienia kończyny dolnej. (B) Widok proksymalnych naczyń krwionośnych kończyny dolnej myszy. Proksymalny koniec tętnicy udowej (FA) wychodzi spod więzadła pachwinowego (IL). Dystalny koniec FA znajduje się w miejscu jej rozdwojenia na tętnicę podkolanową (PA) i tętnicę odpiszczelową (SA). Głównymi tętnicami bocznymi odchodzącymi od FA są boczna tętnica obwodowa uda (LCFA), proksymalna tętnica udowa tylna (PCFA) oraz powierzchowna tętnica brzuszna tylna (SCEA). Żyła udowa (FV) biegnie sąsiadująco z FA, a gałęzie żylne są widoczne równolegle do głównych gałęzi tętniczych. Gwiazdki (*) oznaczają miejsca proksymalne i dystalne dla umieszczenia konstriktorów ameroidowych lub podwiązań, w zależności od tego, czy indukowane będzie niedokrwienie podostre czy ostre. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

2. Za pomocą pęsety rozszerzyć nacięcie i odsłonić błonę pokrywającą tkankę tłuszczową pachwinową (IFT).
3. Za pomocą zamkniętej pęsety przebić błonę, wchodząc w przestrzeń między IFT a jamą brzuszną. Delikatnie zmniejszyć nacisk pęsety, aby oddzielić IFT od mięśni brzucha, odsłaniając znajdujący się pod nimi pęczek naczyniowo-nerwowy. Zidentyfikować proksymalne i powierzchowne gałęzie ogonowe jako istotne punkty orientacyjne anatomiczne (Rysunek 1B).
4. Wprowadzić retraktor i odsunąć tkankę brzuszną proksymalnie, aby odsłonić proksymalny konstriktor ameroidowy lub miejsce ligacji, znajdujące się tuż proksymalnie względem bocznej tętnicy okalającej uda (Rysunek 1B). Tętnica okalająca boczna znajduje się około 5 mm proksymalnie względem proksymalnych i powierzchownych tętnic ogonowych.
   1. Wprowadzić dwa kolejne retraktory do dystalnej części nacięcia, jeden przyśrodkowo i jeden bocznie, aby odsunąć IFT dystalnie od miejsca operacyjnego i poszerzyć pole operacyjne.
5. Za pomocą dwóch cienkich pęset usunąć zewnętrzną błonę pokrywającą pęczek naczyniowo-nerwowy. Delikatnie wsunąć połowę końcówki cienkiej pęsety między żyłę a tętnicę, przesuwając ją pod błonę, która je ze sobą łączy. Zamknąć pęsetę i delikatnie zerwać błonę.
6. Wsunąć końcówkę zamkniętej pęsety między żyłę a tętnicę i stworzyć między nimi przestrzeń, zwalniając nacisk pęsety. Powtórzyć tę technikę, aby stworzyć przestrzeń między tętnicą a nerwem.
7. W przypadku podostrej niedokrwienności kończyny, umieścić konstriktor ameroidowy na proksymalnym odcinku tętnicy udowej (Rysunek 2).
   1. Aby zainstalować proksymalny konstriktor ameroidowy, wsunąć końcówkę pęsety pod tętnicę udową, aby odizolować ją od pęczka naczyniowo-nerwowego. Użyć drugiej pęsety zakrzywionej, aby chwycić krawędź konstriktora i poprowadzić go pod tętnicę udową.
   2. Ułożyć tętnicę udową w szczelinie konstriktora. Powtórzyć czynność dla konstriktora dystalnego, pozycjonując go bezpośrednio proksymalnie względem rozwidlenia tętnicy udowej na tętnicę podkolanową i tętnicę odżylną (Rysunek 2).

Rysunek 2. Umiejscowienie konstriktorów ameroidowych i ligatur. (A) Przykład dwóch konstriktorów ameroidowych umieszczonych na tętnicy udowej w celu wywołania podostrej niedokrwienności kończyny dolnej. Konstriktor proksymalny jest umieszczony tuż powyżej tętnicy obwodowej bocznej uda (LCFA). Konstriktor dystalny jest umieszczony tuż powyżej rozwidlenia tętnicy podkolanowej (PA) i tętnicy saphne (SA). Konstriktory są instalowane szczeliną skierowaną do góry, aby zapewnić prawidłowe osadzenie tętnicy wewnątrz konstriktora. (B) Przykład ligacji tętnicy udowej w celu wywołania ostrej niedokrwienności kończyny dolnej. Ligatury (żółte strzałki) są rozmieszczone tak, aby otaczać pozycję konstriktorów z panelu (B), a tętnica udowa jest przecinana pomiędzy każdą parą ligatur (gwiazdki). Pasek skali, 1 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

8. W przypadku ostrego niedokrwienia kończyny, podwiąż i przetnij proksymalny odcinek tętnicy udowej.
   1. Aby przeciąć tętnicę udową, przełóż szew 7 - O pod tętnicą, tuż powyżej miejsca rozmieszczenia proksymalnego konstriktora (patrz krok 3.7) i zawiąż. Zawiąż drugą ligature około 1 mm dystalnie od pierwszej.
   2. Użyj nożyczek sprężynowych, aby przeciąć tętnicę pomiędzy dwiema ligature. W przypadku dystalnego przecięcia tętnicy powtórz te kroki, umieszczając dwie ligature w odstępie około 1 mm, tuż powyżej rozwidlenia tętnicy udowej na tętnicę podkolanową i tętnicę odpiszczelową, upewniając się jednocześnie, że znajdują się one dystalnie względem tętnicy brzusznej powierzchownej ogona (patrz Rysunek 1)
9. Zamknij nacięcie, stosując przerywane szwy z nici vicryl 5 - O.

4. Obrazowanie perfuzyjne

1. Przenieś mysz na podkładkę grzewczą o temperaturze 37 °C umieszczoną pod laserowym obrazownikiem perfuzji dopplerowskiej (LDPI) i podłącz ją za pomocą maski nosowej do źródła izofluranu. Jeśli monitor temperatury nie jest dostępny, odczekaj 5 min, aż mysz rozgrzeje się do 37 °C.
2. Włącz obrazownik i uruchom oprogramowanie do przechwytywania obrazów.
3. Kliknij ikonę „New Single Image”, aby otworzyć okno „Scanner Setup”. Ustaw „Scan Size” na „Large”, a „Scan Speed” na „4 ms/pixel”. Wyznacz obszar skanowania, zmieniając wartości x i y w panelu „Scan Area (units)”.
4. Kliknij zakładkę „Video and Distance”, aby wyświetlić podgląd wideo, i ustaw mysz tak, aby mieściła się w obszarze skanowania oznaczonym czerwoną obwódką. Kliknij „Auto Distance”, aby skalibrować odległość od lasera do badanego obiektu. Kliknij „Next”, aby otworzyć okno „Subject Details”.
5. Wprowadź informacje o badanym obiekcie oraz wszelkie odpowiednie uwagi. Kliknij przycisk „Next”, aby przejść do okna skanowania.
6. Kliknij przycisk „Start Measurement”, aby otworzyć okno dialogowe „Confirm or Override Scan Distance”. Kliknij „OK”, aby potwierdzić odległość skanowania. Obserwuj rozpoczęcie procesu skanowania, który trwa od 4 do 8 min w zależności od wielkości obszaru skanowania.
7. Po zakończeniu skanowania pojawi się okno „Save As”. Nazwij plik i zapisz go.
8. Wyłącz dopływ izofluranu, przenieś mysz do pustej klatki regeneracyjnej i monitoruj ją, aż zwierzę będzie w stanie utrzymać pozycję grzbietową. Nigdy nie umieszczaj myszy budzącej się z narkozy w klatce z innymi myszami.
9. Otwórz oprogramowanie do analizy obrazu. Kliknij ikonę „Open”, przejdź do pliku obrazu i otwórz go w celu analizy. W oknie pliku obejrzyj obrazy strumienia (flux), zdjęcia (photo) oraz obrazy kolorowe myszy.
10. Aby zaznaczyć obszar zainteresowania (ROI) na obrazie strumienia, kliknij ikonę „Show ROIs”. Następnie kliknij przycisk „Add Polygon” i przeciągnij kursor wokół kończyny nieoperowanej, aby narysować ROI. Kliknij prawym przyciskiem myszy, aby zamknąć kształt. Ponownie wybierz „Add Polygon” i narysuj odpowiadające mu ROI wokół kończyny operowanej.
11. Kliknij ikonę „Statistics”, aby otworzyć okno „Image ROIs Statistic Results (PU)”. Odczytaj procentową różnicę w strumieniu w kolumnie „Flux %”.
    UWAGA: Pierwszy narysowany obszar ROI będzie służył jako referencyjny.
    UWAGA: Przed każdym kolejnym skanowaniem perfuzji wykonaj kroki opisane w Sekcji 1 w celu znieczulenia myszy oraz kroki od 4.1 do 4.11 w celu obrazowania zwierzęcia.

Wyniki

Prawidłowa identyfikacja naczyń krwionośnych kończyny tylnej myszy jest kluczowa dla zapewnienia powtarzalności technik indukcji niedokrwienia kończyny tylnej w postaci podostrej i ostrej, opisanych w niniejszej pracy. Poza zmiennością nieodłącznie związaną z badaniami na zwierzętach, inne czynniki mogą wprowadzać zmienność w obrazowaniu perfuzji metodą laserowego Dopplera (LDPI), w tym rodzaj znieczulenia, pozycja zwierzęcia (na plecach vs. na brzuchu) oraz temperatura ciała (pa...

Dyskusja

Być może najtrudniejszym krokiem w tej procedurze jest oddzielenie tętnicy udowej od żyły udowej. Większa średnica i cieńsze ścianki żyły udowej w porównaniu do ścian tętnicy zwiększają jej podatność na przebicie i rozerwanie podczas manipulacji chirurgicznej. Prawdopodobieństwo przerwania żyły można zmniejszyć, utrzymując ranę w wilgoci za pomocą sterylnego wacika zwilżonego PBS. Ważne jest również, aby upewnić się, że wszystkie kleszcze są naostrzone, wyrównane i wolne od pęknięć, aby umożliwić precyzyjną manipulację n...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Dumont #5/45 Kleszcze	Narzędzia do nauki	11251-35	Dumoxel
Dumont Style 5 Mini kleszcze	Narzędzia do nauki	11200-14	Inox
Extra Fine Bonn Nożyczki	Fine Science Tools	14084-08
7 - 0 Jedwabny szew	Sharpoint	DA-2527N
5 - 0 Powlekany szew	Vicryl Ethicon	J463G
Kleszcze Graefe	Narzędzia do nauki	11053-10
Nożyczki sprężynowe Vannas	Narzędzia do nauki	15000-03
łez	Rugby Laboratories	0536-6550-91
Taśma chirurgiczna	3M	1530-0
Cienkie waciki bawełniane	Contec	SC-4
Regulator temperatury	Physitemp	TCAT-2DF
Zwężacze ameroidów	Przyrządy badawcze SW	MMC-0,25 x 1,00-SS
			gorących koralików
Podkładka izotermiczna Deltaphase	Braintree Scientific	39DP
Sterownik igieł	Narzędzia
buforowanej fosforanem	Gibco	10010-023
Moor LDPI	Moor Instruments	moorLDI2
moorLDI Oprogramowanie pomiarowe	Moor Instruments	v. 6.0
Krem do depilacji	Nair