Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Symulacja laboratoryjna bogatego w żelazo(II) prekambryjskiego systemu upwellingu morskiego w celu zbadania wzrostu bakterii fotosyntetycznych

11.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54251

⸱

24 lipca 2016

 ,  ,  , 
1Department of Geosciences, University of Tuebingen, 2Department of Geological and Atmospheric Sciences, Iowa State University

W tym artykule

Podsumowanie

Symulowaliśmy prekambryjski system upwellingu morskiego w pionowej kolumnie przepływowej na skalę laboratoryjną. Celem było zrozumienie, w jaki sposób profile geochemiczneO2 i Fe(II) ewoluują, gdy cyjanobakterie wytwarzająO2. Wyniki wskazują na powstanie chemokliny w wyniku utleniania Fe(II) przez fotosyntetycznie wytwarzanyO2.

Streszczenie

Konwencjonalna koncepcja osadzania niektórych prekambryjskich formacji żelaza pasowego (BIF) opiera się na założeniu, że żelazo [Fe(II)] upwellingujące ze źródeł hydrotermalnych w oceanie prekambryjskim zostało utlenione przez tlen cząsteczkowy [O2] wytwarzany przez cyjanobakterie. Najstarsze BIF-y, osadzone przed Wielkim Zdarzeniem Utleniania (GOE) około 2,4 miliarda lat temu (Gy), mogły powstać w wyniku bezpośredniego utleniania Fe(II) przez beztlenowe fotoferrotrofy w warunkach beztlenowych. Jako metodę testowania wzorców geochemicznych i mineralogicznych, które rozwijają się w różnych scenariuszach biologicznych, zaprojektowaliśmy pionową kolumnę przepływową o długości 40 cm, aby symulować bogaty w beztlenie system upwellingu morskiego Fe(II), reprezentatywny dla starożytnego oceanu w skali laboratoryjnej. Cylinder został wypełniony porowatą matrycą szklaną w celu ustabilizowania gradientów geochemicznych, a próbki cieczy do ilościowego oznaczania żelaza można było pobrać w całym słupie wody. Rozpuszczony tlen wykrywano nieinwazyjnie za pomocą optodów z zewnątrz. Wyniki eksperymentów biotycznych, które obejmowały strumienie Fe(II) z dna, wyraźny gradient światła od góry i cyjanobakterie obecne w słupie wody, pokazują wyraźne dowody na tworzenie się osadów mineralnych Fe(III) i rozwój chemokliny między Fe(II) iO2. Ta kolumna pozwala nam przetestować hipotezy dotyczące powstawania BIF-ów poprzez hodowlę cyjanobakterii (a w przyszłości fotoferrotrofów) w symulowanych morskich warunkach prekambryjskich. Ponadto stawiamy hipotezę, że nasza koncepcja kolumn pozwala na symulację różnych środowisk chemicznych i fizycznych - w tym płytkich osadów morskich lub jeziornych.

Wprowadzenie

Atmosfera prekambryjska (4,6 do 0,541 Gy temu) doświadczyła stopniowego gromadzenia się fotosyntetycznie produkowanego tlenu (O2), być może przerywanego skokowymi zmianami podczas tak zwanego "Wielkiego Zdarzenia Utleniania" (GOE) około 2,4 Gy temu, a następnie ponownie w neoproterozoiku (1 do 0,541 Gy temu), gdy atmosferyczne O2 zbliżyło się do współczesnego poziomu1. Sinice są ewolucyjnymi pozostałościami pierwszych organizmów zdolnych do fotosyntezy tlenowej2. Dowody geochemiczne i badania modelowe potwierdzają rolę płytkich środowisk przybrzeżnych w utrzymywaniu aktywnych zbiorowisk sinic lub organizmów zdolnych do fotosyntezy tlenowej lub tlenowych fototrofów, generujących lokalne oazy tlenu na powierzchni oceanu pod przeważnie beztlenową atmosferą3-5.

Osadzanie się pasiastych formacji żelaza (BIF) z wody morskiej w całym okresie prekambryjskim wskazuje na żelazo(II) (Fe(II)) jako główny składnik geochemiczny wody morskiej, przynajmniej lokalnie, podczas ich osadzania. Niektóre z największych BIF-ów to złoża głębokowodne, tworzące się poza szelfem kontynentalnym i zboczem. Ilość zdeponowanego żelaza jest niezgodna z punktu widzenia bilansu masy ze źródłem głównie kontynentalnym (tj. wietrzeniowym). W związku z tym znaczna część żelaza musiała pochodzić z hydrotermalnej przemiany maficznej lub ultramaficznej skorupy dna morskiego6. Szacunki dotyczące szybkości deponowania Fe na zewnątrz środowisk przybrzeżnych są zgodne z Fe(II) dostarczanym do powierzchni oceanu przez upwelling7. Aby Fe mógł być transportowany w prądach wznoszących, musiał występować w zredukowanej, ruchomej postaci — jako Fe(II). Średni stopień utlenienia Fe zachowanego w BIF wynosi 2,4 8 i ogólnie uważa się, że BIF zachowuje Fe zdeponowany jako Fe(III), powstały podczas upwellingu Fe(II) został utleniony, prawdopodobnie przez tlen. Dlatego badanie potencjalnych mechanizmów utleniania Fe(II) wzdłuż środowisk zboczy jest ważne, aby zrozumieć, w jaki sposób powstał BIF. Co więcej, udoskonalona charakterystyka geochemiczna osadów morskich pozwoliła stwierdzić, że warunki żelaziste, w których Fe(II) był obecny w beztlenowym słupie wody, były stałą cechą oceanów w całym prekambrze i mogły nie ograniczać się tylko do czasu i miejsca, w którym zdeponowano BIF. Dlatego przez co najmniej dwa miliardy lat historii Ziemi interfejsy redoks między Fe(II) iO2 w płytkich oceanach były prawdopodobnie powszechne.

Liczne badania wykorzystują nowoczesne miejsca, które są chemicznymi i/lub biologicznymi analogami różnych cech oceanu prekambryjskiego. Dobrym przykładem są jeziora żelaziste, w których Fe(II) jest stabilny i występuje w nasłonecznionych wodach powierzchniowych, a aktywność fotosyntetyczną (w tym przez sinice) wykryto10-13. Wyniki tych badań dostarczają informacji na temat geochemicznych i mikrobiologicznych cech chemokliny tlenowej do anoksycznej/żelazistej. Jednak miejsca te są na ogół fizycznie rozwarstwione z niewielkim pionowym mieszaniem14, a nie chemicznymi granicami faz występującymi w systemie upwellingowym i uważa się, że wspierają one największą produkcję tlenu w czasie prekambryjskim4.

Naturalny analog do badania rozwoju morskiej oazy tlenowej pod atmosferą beztlenową i w bogatym w Fe(II) systemie upwellingu w nasłonecznionym słupie wód powierzchniowych nie jest dostępny na współczesnej Ziemi. Dlatego potrzebny jest system laboratoryjny, który może symulować żelazistą strefę upwellingu, a także wspierać wzrost sinic i fotoferrotrofów. Zrozumienie i identyfikacja procesów mikrobiologicznych i ich interakcji z upwellingowym ośrodkiem wodnym, który reprezentuje prekambryjską wodę morską, sprzyja zrozumieniu i może uzupełnić informacje uzyskane z zapisu skalnego, aby w pełni zrozumieć charakterystyczne procesy biogeochemiczne na starożytnej Ziemi.

W tym celu zaprojektowano kolumnę o skali laboratoryjnej, w której bogate w Fe(II) medium wody morskiej (pH neutralne) było pompowane na dno kolumny i wypompowywane od góry. Oświetlenie zostało zapewnione na górze, aby stworzyć "strefę fototyczną" o szerokości 4 cm, która wspierała wzrost sinic w górnej części 3 cm. Środowiska naturalne są na ogół rozwarstwione i stabilizowane przez gradienty fizykochemiczne, takie jak zasolenie lub temperatura. W celu ustabilizowania słupa wody w skali laboratoryjnej, cylinder kolumny został wypełniony porowatą matrycą szklanych kulek, która pomogła utrzymać ustalenie wzorców geochemicznych, które rozwinęły się podczas eksperymentu. Ciągły przepływ gazuN2/CO2 zastosowano w celu przepłukania przestrzeni nad kolumną w celu utrzymania atmosfery beztlenowej odbijającej ocean przed GOE15. Po ustaleniu stałego strumienia Fe(II) cyjanobakterie inokulowano w całej kolumnie, a ich wzrost monitorowano za pomocą liczby komórek w próbkach pobranych przez porty do pobierania próbek. Tlen monitorowano in situ poprzez umieszczenie wrażliwych na tlen folii optodowych na wewnętrznej ścianie cylindra kolumny, a pomiary wykonano za pomocą światłowodu z zewnątrz kolumny. Specjację wodnego żelaza określono ilościowo, usuwając próbki z poziomych portów do pobierania próbek o rozdzielczości głębokościowej i analizując metodą żelazozyny. Eksperymenty z kontrolą abiotyczną i ich wyniki potwierdzają słuszność koncepcji – że laboratoryjny odpowiednik starożytnego słupa wody, utrzymywany w izolacji od atmosfery, jest osiągalny. Sinice rosły i produkowały tlen, a reakcje między Fe(II) a tlenem były rozpuszczalne. W niniejszym artykule przedstawiono metodologię projektowania, przygotowania, montażu, wykonania i pobierania próbek takiej kolumny, wraz z wynikami 84-godzinnego przebiegu kolumny podczas inokulacji sinicą morską Synechococcus sp. PCC 7002.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie podłoża hodowlanego

Uwaga: Informacje o wymaganym sprzęcie, chemikaliach i materiałach do przygotowania pożywki hodowlanej są wymienione w Tabeli 1. Kursywa alfanumeryczna w nawiasach odnosi się do urządzeń wyszczególnionych w tabeli 2 i pokazanych na rysunku 1.

  1. Przygotuj 5 l pożywki Marine Phototroph (MP) (zwanej dalej "pożywką") zgodnie z protokołem Wu i wsp.16. Dostosuj pH do 6,8 za pomocą beztlenowego i sterylnego 1 M HCl lub 0,5 M NaCO3. Jako źródło Fe(II) dodać 3,5 ml 1 M beztlenowego i sterylnegoroztworu FeCl 2, aby osiągnąć końcowe stężenie Fe(II) 500 μM po przefiltrowaniu roztworu pożywki w następnym kroku.
  2. Przechowywać roztwór pożywki w temperaturze 5 °C przez 48 godzin w celu wytrącenia węglanów Fe(II) i minerałów fosforanowych. Dodatek Fe(II) i wytrącanie minerałów Fe powoduje zmianę pH, dlatego należy ponownie dostosować pH do 6,8. Przefiltrować medium w beztlenowej (100% N2) komorze rękawicowej przez jednostkę filtrującą 0,22 μm. Przefiltrowaną pożywkę przelać do sterylnej szklanej butelki o pojemności 5 l (E.'1) w schowku na rękawiczki i zakręcić korkiem ze sterylnej gumy butylowej.
  3. Przepłukać przestrzeń nad butelką z podłożem roztworem N2/CO2 (v/v, 90/10), wkładając jedną jednorazową igłę podłączoną do przewodu gazowego do korka i drugą igłę, która działa jak odpowietrznik. Upewnij się, że zmieniłeś głośność przestrzeni nad głową 10 razy. Na przykład, przy stałym przepływie gazu 10 ml/s, należy przepłukać objętość 50 ml przestrzeni nad głową przez co najmniej 50 sekund (porównaj Hungate & Macy17).
  4. Przykryj pożywkę (E), która jest teraz gotowa do użycia, folią aluminiową i przechowuj w temperaturze pokojowej w ciemnych warunkach, aby zapobiec fotoutlenianiu Fe(II). Odczekaj 3 dni na średnie przygotowanie.

2. Przygotowanie kultury

Uwaga: Kultura Synechococcus sp. PCC 7002, która została użyta w eksperymencie kolumnowym, jest opisana jako jednokomórkowa morska fotoheterotroficzna sinica rodzaju18. Dostarczył jej dr M. Eisenhut (Instytut Biochemii Roślin, Uniwersytet w Düsseldorfie, Niemcy). W niniejszym badaniu kultura podstawowa była hodowana na beztlenowym podłożu MP bez dodatkowego Fe(II).

  1. Przygotować 100 ml pożywki MP zgodnie z protokołem Wu i wsp.16, ale chlorek żelaza należy zastąpić 1 ml/l cytrynianu żelazowo-amonowego w stężeniu 6 mg/ml.
  2. W warunkach beztlenowych (komora rękawicowa, 100% N2) dozować pożywkę do jednej butelki na sterylną surowicę o pojemności 120 ml, nakrętkę ze sterylnym korkiem z gumy butylowej i zacisnąć aluminiową nakrętką. Zmień przestrzeń nad głową na N2 / CO2 (v / v, 90/10) (porównaj Hungate i Macy17) i zaszczepij 5% kultury podstawowej. Następnie przechowuj kulturę w inkubatorze światła w temperaturze 25 °C i 600 luksów z żarówki wolframowej.
  3. Ponieważ szczepionka Synechococcus sp. PCC 7002 jest światłoczuła, po przeniesieniu należy przykryć butelkę z surowicą cienkim ręcznikiem papierowym przez pierwsze 24 godziny w inkubatorze świetlnym. Pozwól kulturze rosnąć przez 6-8 dni. Aktywność fotosyntetyczna spowoduje utlenienie Fe(II), a Fe(II) nie będzie statyczne w skali czasowej wzrostu komórek, dlatego przenieś kulturę po 7 dniach, aby utrzymać Fe(II) w pożywce i komórkach przystosowanych do Fe(II).
  4. Monitorować gęstość komórek, pobierając próbki do pomiarów gęstości optycznej (OD): Gęstość komórek (komórki/ml) hodowli można określić za pomocą absorbancji próbki zawiesiny komórkowej w fotospektrometrze o długości fali 750 nm19. Liniowa zależność między OD750 a bezpośrednią mikroskopową liczbą komórek w kulturze w fazie logarytmicznej określi bezwzględną gęstość komórek20.
  5. Gdy tylko zostanie osiągnięta gęstość komórek ̴108komórek/ml, owiń butelkę surowicy folią aluminiową, aby zatrzymać produkcję tlenu w procesie fotosyntezy.
  6. UsunąćO2 z zawiesiny komórek za pomocą sterylnego filtra strzykawkowego 0,22 μm przymocowanego do długiej (100 mm) jednorazowej igły wprowadzonej do płynnego podłoża. Przepłucz przestrzeń nad głową i bąbelkuj kulturę za pomocą N2 / CO2 przez 5 minut (porównaj Hungate i Macy17). Utrzymuj próbkę w ciemności do czasu jej zaszczepienia w kolumnie.

3. Przygotowanie przedmiotów i poszczególnych części do zestawu eksperymentalnego

Uwaga: Informacje o wymaganym sprzęcie do przeprowadzenia eksperymentu, ilości i specyfikacje są wymienione w Tabeli 2.  Części elementów, które zostaną użyte do konfiguracji eksperymentalnej, są przygotowywane z wyprzedzeniem i są indywidualnie oznaczane pojedynczą wielką literą (A-G), wymienioną w tabeli 2 i pokazaną jako zbliżenia również na rysunku 1. Kursywa alfanumeryczna w nawiasach kwadratowych w protokole odnosi się do urządzeń wyszczególnionych w tabeli 2 i jest pokazana na rysunku 1.

  1. W celu przygotowania otworów do pobierania próbek (D) dla kolumny, należy zamknąć je szczelnie przylegającymi korkami z kauczuku butylowego (A.3). Włożyć jedną igłę ze stali nierdzewnej (D.') do korka z gumy butylowej. Upewnij się, że końcówka igły znajduje się na środku kolumny.
    1. Podłączyć igłę do gumowej rurki (D.2) i uszczelnić połączenie rurką termokurczliwą (D.3). Przymocuj drugi koniec rurki do małego łącznika rurki Luer lock ('D.5), uszczelnij połączenie rurką termokurczliwą (D.3) i przykryj łącznik rurki odpowiednią plastikową nasadką (D.6).
      Uwaga: W zależności od pożądanej liczby portów do pobierania próbek konieczne jest wyposażenie jednego portu głównego w różne porty do pobierania próbek — dlatego igły ze stali nierdzewnej (D.1) należy włożyć pod kątem do korka z kauczuku butylowego.
  2. W celu połączenia pożywki i butli wyładowczych z kolumną, należy zmodyfikować korki z kauczuku butylowego, wykonując następujące czynności:
    1. Włożyć dwie kapilary ze stali nierdzewnej (E.3; E.4) do korka z kauczuku butylowego (E.2). Podłącz odpowiednie rurki gumowe (E.6) do tych kapilar i uszczelnij połączenie rurkami termokurczliwymi (E.5).
    2. Dodaj łącznik rurki (E.7) do drugiego końca rurki dłuższej kapilary (E.3) i również przymocuj ten łącznik za pomocą rurki termokurczliwej (E.5).
    3. Podłącz igłę ze stali nierdzewnej (E.11) do wolnego końca drugiej rurki przymocowanej do krótszej kapilary (E.4), uszczelnij połączenia rurkami termokurczliwymi (E.5) i włóż drugi koniec igły ze stali nierdzewnej do mniejszego korka z gumy butylowej (E.10).
    4. Włóż dwie kapilary ze stali nierdzewnej (G.3) do dużego korka z kauczuku butylowego (G.2) i przymocuj odpowiednie gumowe rurki (G.4; G.5). Podłącz wolny koniec krótszej gumowej rurki (G.4) do kapilary butelki ze średnim wyładowaniem (w2). Wyposaż wolny koniec dłuższej rurki (G.5) w mały łącznik rurki (G.6). Powtórz te kroki, aby przygotować kolejny korek z gumy butylowej do drugiej butelki wyładowczej.
  3. Przygotować korek do panelu dystrybucji medium (F) poprzez włożenie dwóch igieł ze stali nierdzewnej (F.3) do korka z kauczuku butylowego (F.2) w celu wytworzenia dwóch przewodów doprowadzających media do kolumny. Przymocuj gumową rurkę (F.4) do każdej z igieł i podłącz jedną kapilarnę średniej butelki (c1) odpowiednio do jednej z gumowych rurek.
  4. W celu przygotowania dławików do przewodu doprowadzającego medium (B) należy podłączyć jedną kapilarnę doprowadzającą medium (c2) do małego łącznika rurki (B.3) z gumową rurką (B.4). Powtórz ten krok dla innego dławika udobytkowego.
    1. Zamiast tego użyj dłuższej kapilary wyładowczej medium (w1), aby przygotować dławiki dla przewodu odprowadzającego medium i postępuj zgodnie z poprzednimi krokami (porównaj (B) na rysunku 1).
      Uwaga: Pomocne jest oznaczenie wlotu i wylotu różnymi kolorami taśmy, aby pomóc w prawidłowym montażu.
  5. Zmontuj części panelu wymiany gazowej w przestrzeni nadprożowej (C), wkładając dwie długie igły ze stali nierdzewnej Luer lock (C.2) do gumowej rurki (C.1) i upewnij się, że końcówki igieł sięgają 4 cm poza drugi koniec rurki. Napełnij tubę klejem polimerowym (C.8) i pozostaw zespół do wyschnięcia na co najmniej 6 godzin.
    1. Luźno napełnić dwie szklane strzykawki Luer lock (C.3) bawełnianą (C.4).
    2. Oddzielnie przygotować dwa korki z kauczuku butylowego (C.5), jeden z wkłutą igłą ze stali nierdzewnej (C.6), a drugi z igłą ze stali nierdzewnej (C.7). Nie podłączać jeszcze do szklanych strzykawek.
  6. Przygotować szklaną strzykawkę (E.8) wypełnioną bawełnianą (E.9) do późniejszego użycia w jednej linii z pożywką i opakowaniem z gazem (gp).
  7. Zamontuj wyposażenie do zestawu gazowego o pojemności 10 l (gp), podłączając gumową rurkę (gp.1) do zaworu zestawu gazowego. Włóż łącznik rurki (gp.2) do wolnego końca gumowej rurki. Powtórz tę procedurę dla drugiego opakowania gazowego o pojemności 10 l.

4. Sterylizacja kolumny i sprzętu

Uwaga: W zależności od właściwości materiału, sprzęt jest sterylizowany za pomocą jednej z następujących trzech metod:

  1. Sterylizuj sprzęt wykonany ze szkła w suchym piekarniku (180 °C przez 4,25 godziny):
    1. Wysterylizować sprzęt do sporządzania pożywki (patrz Tabela 1 i sekcja 1.2) oddzielnie i wcześniej. Dlatego przygotuj szklane butelki 2 x 5 L i przykryj otwór i szyjkę butelki folią aluminiową. Zapakuj 4 szklane pipety o pojemności 5 ml i 5 x 2 ml do żaroodpornego pojemnika i wysterylizuj cały sprzęt w piekarniku.
    2. Wysterylizuj sprzęt do ustawionej kolumny w drugim kroku. Owinąć szklane strzykawki (C.3; E.8; F.1 — przygotowany w sekcji 3) folią aluminiową i upewnić się, że odpowiednie korki z kauczuku butylowego zostały usunięte.
    3. Umieść szklane koraliki (A.2) w szklanej zlewce i przykryj górę folią aluminiową. Przykryj również przezroczystą szklaną płytkę (A.4), 4 x duże łączniki rurkowe (B.2) i złącze 3-drożne (G.7) folią aluminiową i wysterylizuj wszystko w piekarniku.
  2. Sterylizuj tworzywa sztuczne i płyny nadające się do sterylizacji w autoklawie (120 °C, 10 bar, 20 min):
    1. W pierwszym etapie wysterylizuj kolbę Widdela pożywką, roztworem3-buforowym NaHCO i 2 korkami z kauczuku butylowego do szklanej butelki o pojemności 5 l.
      Uwaga: Korki z kauczuku butylowego są najpierw przygotowywane przez 3-krotne gotowanie w ultraczystej wodzie, a następnie autoklawowane w szklanej zlewce z odrobiną wody, przykryte folią aluminiową. Mokre korki są łatwiejsze do włożenia do szklanych butelek.
    2. W drugim kroku wysterylizuj sprzęt do ustawienia kolumny doświadczalnej. W celu przygotowania kolumny do sterylizacji w autoklawie, przed autoklawowaniem należy owinąć górny otwór, otwory wentylacyjne doprowadzające media, otwory wentylacyjne mediów oraz otwór wentylacyjny przestrzeni nad głową folią aluminiową.
    3. Przykryj porty do pobierania próbek (D.'5) odpowiednimi plastikowymi zaślepkami (D.'6) i upewnij się, że zdjęto zaciski (D.4) przed sterylizacją w autoklawie.
    4. Owinąć korki z kauczuku butylowego i odpowiadające im kapilary dla pożywki i butelek wyładowczych (E.2; 2 x G.2 — przygotowane w sekcji 3), mniejsze korki do szklanych strzykawek (2 x C.5; E.'10'; F.'2 — przygotowane w sekcji 3) oraz kapilary połączone z dławikami doprowadzającymi i odprowadzającymi pożywkę (s2; w1 — przygotowane w sekcji 3.4) w folię aluminiową i wysterylizować wszystkie urządzenia w autoklawie.
    5. Po sterylizacji wysuszyć wysterylizowaną kolumnę i sprzęt w piecu w temperaturze 60 °C przez kolejne 4 godziny.
  3. Ponieważ rurka pompy (pt) nie nadaje się do sterylizacji w autoklawie, sterylizuj je w roztworze etanolu (EtOH) (80% EtOH, 20% wody). Napełnij odpowiednią zlewkę roztworem EtOH i umieść w niej rurkę pompy, upewniając się, że rurka jest całkowicie wypełniona roztworem EtOH. Wyjmij po 3 godzinach i zawiń bezpośrednio w wstępnie wysterylizowaną folię aluminiową (sterylizowaną w piekarniku) i pozostaw do wyschnięcia w temperaturze pokojowej przez 2 godziny.

5. Montaż kolumny i sprzętu

  1. Umieść kolumnę (A) na płaskiej powierzchni i ustabilizuj za pomocą stojaka laboratoryjnego i zacisków. Upewnij się, że pracujesz w sterylnych warunkach (np. w odległości 40 cm od palnika Bunsena lub pod okapem z przepływem laminarnym). Ostrożnie wyjmij folię aluminiową z górnego otworu i napełnij wysterylizowane szklane koraliki (A.2).
    1. Przygotuj szkiełko zegarkowe (A.4) w celu szczelnego zamknięcia kolumny, nakładając klej polimerowy (A.5) na wewnętrzną powierzchnię w miejscu, w którym będzie się stykać z kolumną. Lekko dociśnij szkiełko zegarka na miejscu w górnej części kolumny, aby mocno skleić obie części. Odczekaj co najmniej 6 godzin, aż instalacja wyschnie.
      Uwaga: Możliwe jest umieszczenie sterylnego, cienkiego, giętkiego drutu między krawędzią kolumny a szkiełkiem zegarka, aby łatwo zdjąć szkiełko zegarka po eksperymencie.
  2. Podczas pracy w sterylnych warunkach przymocuj do kolumny następujące części:
    1. Podłączyć gumowe rurki (B.1) i odpowiadające im łączniki rurek (B.2) do otworów wentylacyjnych nawiewu i wylotu medium (porównaj (B) na rysunku 1).
    2. Podłączyć łączniki rurowe dławików (B.3) do doprowadzania i odprowadzania mediów (przygotowane w sekcji 3.4) do odpowiednich złączy w kolumnie (porównaj (B) na rysunku 1).
    3. Przymocować panel wymiany gazowej w przestrzeni nad głową (porównaj (C) na rysunku 1 – przygotowanym w sekcji 3.5) do otworu wentylacyjnego przestrzeni nad głową na kolumnie i podłączyć szklane strzykawki (C.3) do odpowiednich igieł ze stali nierdzewnej (C.2) i włożyć odpowiednie korki z kauczuku butylowego (C.6; C.7 — przygotowane w sekcji 3.5.2) do szklanych strzykawek wypełnionych bawełną (C.3).
  3. Włożyć korki z kauczuku butylowego do butelek wyładowczych (2 x G.2 — przygotowane w sekcji 3.2) do dwóch sterylnych butelek szklanych o pojemności 3 l (G.1) i połączyć łączniki rurek butelek (G.6) ze złączem 3-drożnym (G.7).
  4. Połączyć wolny koniec kapilary dławika dławika wyładowczego medium (w1) z wolnym końcem kapilary butelki wyładowczej (w2) za pomocą rurki pompy (pt). Powtórzyć tę procedurę dla drugiej kapilary dławika wyładowczego i drugiej butelki wyładowczej.
  5. Połączyć wolny koniec kapilary jednej z pożywką (s1) z wolnym końcem kapilary dławika zasilającego medium (s2) z rurką pompy (pt). Powtórzyć tę procedurę dla kapilary drugiej pożywki i kapilary drugiej pożywki.
  6. Zamontować panel rozdzielczy pożywki, wkładając korek z odpowiednimi kapilarnami (F.2 — przygotowany w sekcji 3.3) do szklanej strzykawki panelu dystrybucji pożywki (F.1).
  7. Podłączyć panel dystrybucji medium do złącza korka z kauczuku butylowego do butelki z medium (E.7 — porównaj F na rysunku 1).
  8. Podłącz przewód gazowy N2/CO2 do panelu wymiany gazowej w przestrzeni nad głową do igły ze stali nierdzewnej Luer lock (patrz pozycja (LLF) na rysunku 1) i przepłukać instalację kolumny i układ kapilarny N2/CO2 pod niskim ciśnieniem (< 10 mbar). Utrzymać odpływ gazu na otwartych końcach kapilary pożywki (E.3), złącza 3-drożnego (G.7) i portów pobierania próbek (D.5). W związku z tym należy upewnić się, że zaślepki otworów do pobierania próbek (D.6) są lekko otwarte, aby utrzymać sterylne warunki przez nadciśnienie wypływającego gazu.
    1. Przepłukać całą instalację przez co najmniej 20 minut.
      Uwaga: Dodatkowo istnieje możliwość zamknięcia igły odgazowującej (C.6) panelu wymiany gazowej w przestrzeni nadprożowej odpowiednią rurką gumową i zaciskiem w celu zwiększenia efektywności płukania całej instalacji.
  9. W międzyczasie napełnij 10-litrowy worek gazowy (gp)N2/CO2 (v/v, 90/10), po 10 rundach napełniania i odpowietrzania (za pomocą pompy próżniowej) całej objętości, aby upewnić się, że worek jest całkowicie beztlenowy. Upewnij się, że zamknąłeś zawór pakietu gazowego po ostatnim napełnieniu. Powtórz tę procedurę z drugim opakowaniem gazu, ale zamknij zawór po odpowietrzeniu (tj. pozostaw go pusty).
    Uwaga: Zestaw gazowy napełnionyN2/CO2 zostanie podłączony do butli z podłożem w celu skompensowania rosnącej objętości przestrzeni nad roztworem spowodowanej utratą medium przez pompowanie. Przepłukany N2 / CO2, ale pusty pakiet gazowy zostanie później podłączony do butli wyładowczych, aby umożliwić ucieczkę gazu z przestrzeni nad roztworem w wyniku zwiększenia objętości wylotu cieczy.
  10. Włożyć korek z kauczuku butylowego (E.10 — przygotowany w ppkt 3.2.3) do sterylnej szklanej strzykawki wypełnionej bawełną (E.8 — przygotowanej w ppkt 3.6).
  11. Umieścić napełnioną i zamkniętą pożywkę (E – przygotowaną w sekcji 1) na stole laboratoryjnym obok korka do pożywki (E.2) i przygotować się do połączenia korka z pożywką z butelką, stosując następującą procedurę:
    1. Zamknąć dopływ gazu N2/CO2 do kapilary (E.3), zamykając odpowiednią rurkę gumową (E.5) za pomocą węża clamp.
    2. Lekko zdejmij korek z gumy butylowej ze średniej butelki i przepłucz przestrzeń nad głową N2/CO2 (50 mbar), zawieszając wysterylizowaną, wypełnioną bawełną strzykawkę z wygiętą, długą metalową igłą (1 mm x 140 mm) w szyjce butelki średniej (porównaj Hungate i Macy17).
    3. Szybko wyjąć korek z kauczuku butylowego ze średniej butelki i włożyć przygotowany korek z gumy butylowej (E.2) do średniej butelki (E).
    4. Zmienić długą metalową igłę strzykawki (poprzednio używaną do przepłukiwania przestrzeni nad głową) na igłę jednorazowego użytku (0,9 mm x 45 mm; powszechnie dostępną) i wstrzyknąć do korka w celu przepłukania przestrzeni nad roztworem pożywki za pomocąN2/CO2.
    5. Upewnić się, że na otwartym końcu strzykawki z gazem (E.8 – zmontowanej w sekcji 5.10) znajduje się niewielki wypływ gazu i jest podłączony do korka butli z pożywką. Przepłukać przestrzeń nad roztworem pożywki (E) i szklanej strzykawki (E.8) przez co najmniej 4 minuty.
  12. W międzyczasie dokręcić plastikowe zaślepki (D.6) portów do pobierania próbek (D.'5) i zamknąć odpowiednią gumową rurkę (D.2) za pomocą zacisku (D.4).
    Uwaga: W razie potrzeby ponownie otworzyć igłę odgazowującą (C.6) panelu wymiany gazowej w przestrzeni nadprożowej, aby utrzymać odpływ gazu na otwartym końcu igły.
  13. Umieścić 10-litrowy pakiet gazowy wypełnionyN2/CO2 (przygotowanym w sekcji 5.9) na stole laboratoryjnym. Upewnij się, że łącznik rurki znajduje się w pozycji obok otwartego końca szklanej strzykawki (E.8) podłączonej do pożywki.
  14. Po przepłukaniu przestrzeni nad roztworem pożywki (E) przez co najmniej 4 minuty, zamknąć przewód gazowyN2/CO2 strzykawki płuczącej i szybko wyciągnąć igłę do wstrzykiwań z korka (E.2). Pozostałe nadciśnienie gazu w przestrzeni nad roztworem pożywki zostanie uwolnione przez szklaną strzykawkę (E.8).
    1. Szybko otwórz zawór zestawu gazowego i lekko naciśnij worek, aby utrzymać odpływN2/CO2 w celu przepłukania rurki i złącza zestawu gazowego.
    2. Jak tylko nadciśnienie zostanie uwolnione z pożywki, szybko podłącz złącze zestawu gazowego (gp.3) do odpowiedniego złącza szklanej strzykawki (E.8).
  15. Podłączyć pusty 10-litrowy pakiet gazowy (gp), który został wcześniej 10-krotnie przepłukanyN2/CO2 (przygotowanym w rozdziale 5.9) do wolnego portu złącza 3-drożnego (G.7) podłączonego do butli opróżniających. Upewnij się, że zawór zestawu gazowego jest zamknięty.
  16. Zmniejszyć ciśnienie w przewodzie gazowymN2/CO2 (<0,1 mbar) w panelu wymiany gazowej w przestrzeni nadprożowej (C na rysunku 1; pozycja LLF), aby utrzymać odpływ gazu z igły odgazowującej (C.6).
  17. Włóż rurkę pompy (pt) do pompy (P) i zdejmij wąż clamp z odpowiedniej gumowej rurki (E.6) pożywki (E).
    1. Otwórz zawór zestawu gazowego (gp) podłączonego do butli odprowadzających (G), aby umożliwić uwolnienie powietrza do zestawu gazowego, podczas gdy butle wyładowcze napełniają się medium odpływowym.
  18. Uruchomić pompę i monitorować napełnienie panelu dystrybucji medium (patrz (F)) medium. Upewnij się, że usunąłeś pozostały gaz z panelu podczas jego napełniania, trzymając go w pozycji odwróconej. Gaz jest uwalniany przez kapilary podłączone do pompy.
  19. Monitoruj kolumnę w miarę jej napełniania się medium i dostosuj pompę do odpowiedniej szybkości pompowania 0,45 l/dzień, którą można przekształcić na strumień pionowy 10 mM Fe(II)/m2/d, w celu symulacji interesującego strumienia chemicznego.
  20. Zamontuj źródło światła (L) 2 cm powyżej górnego końca kolumny i przykryj górne 10 cm wokół kolumny ciemną taśmą i/lub folią aluminiową, aby zapobiec promieniowaniu światła z górnej części kolumny i oświetlaniu dolnej części kolumny. Całą instalację należy przykryć ciemnym pokrowcem tekstylnym, aby zapobiec doświetlaniu kolumny przez zewnętrzne źródła światła.

6. Inokulacja bakterii do kolumny

Uwaga: W eksperymencie kontroli abiotycznej ten krok jest pomijany.

  1. Ponieważ hodowla komórkowa będzie wstrzykiwana bezpośrednio do kolumny przez korki z kauczuku butylowego w głównych portach do pobierania próbek wzdłuż boku kolumny, należy upewnić się, że przygotowałeś sześć strzykawek z igłami, które są wystarczająco długie, aby sięgać do środka korpusu kolumny.
  2. Wysterylizować zewnętrzną stronę korków z kauczuku butylowego w sześciu głównych portach do pobierania próbek w kolumnie (A.3) roztworem EtOH (80%).
  3. Przygotować butelkę surowicy z kulturą do inokulacji (przygotowaną w sekcji 2) i wysterylizować korek z gumy butylowej, podpalając kilka kropli roztworu EtOH. Przepłukać strzykawkę sterylnym roztworemN2/CO2 przed pobraniem porcji kultury. Pobrać 1 ml roztworu komórek beztlenowych i wstrzyknąć go do środka kolumny przez korki z kauczuku butylowego w głównych portach pobierania próbek (A.3).
    Uwaga: W zależności od wzrostu bakterii może być konieczne dostosowanie szybkości pompowania (lub nawet zatrzymanie pompowania) w pierwszych dniach fazy opóźnionej dla wzrostu i rozwoju komórek, aby zapobiec wypłukiwaniu kultur.

7 . Pobieranie próbek

Uwaga: Aby pobrać próbki w gradientach chemicznych, które rozwijają się wewnątrz kolumny, konieczne jest rozpoczęcie pobierania próbek z górnych portów próbkowania przed głębszymi portami, ponieważ następuje utrata objętości. Upewnij się, że utrzymujesz sterylne warunki (np. pracując w odległości 40 cm od palnika Bunsena lub pod okapem laminarnym).

  1. Pierwsze próbki należy pobrać 24 godziny po inokulacji. Przepłukać strzykawkę, która będzie używana do pobierania próbek, sterylnym roztworemN2/CO2 , aby uniknąć wstrzykiwania tlenu do portów pobierania próbek (D). Upewnij się, że strzykawka została napełnionaN2/CO2 przed pobraniem próbki.
  2. Szybko zdjąć plastikową nasadkę (D.6) i włożyć strzykawkę do pobierania próbek do złącza probówki (D.5). Zachowaj niewielką szczelinę między strzykawką a łącznikiem rurki. Uwolnić gaz ze strzykawki i przepłukać złącze rurki roztworem N2/CO2 .
    1. Mocno podłączyć strzykawkę do łącznika rurki. Zdjąć zacisk (D.4) i rozpocząć pobieranie próbki o objętości około 1 ml.
  3. Po pobraniu próbki, a przed wyjęciem strzykawki, założyć zacisk (D.4). Następnie wyjąć strzykawkę do pobierania próbek i mocno zamknąć łącznik rurki (D.5) odpowiednią plastikową nasadką (D.6).
  4. Natychmiast powtórz kroki 7.1-7.3 dla pobierania próbek z każdego portu.
  5. Następny zestaw próbek należy pobierać co 24 godziny < > Uwaga: W przypadku dodatkowych próbek w różnych krokach czasowych konieczne jest początkowe usunięcie niewielkiej ilości próbki (np. 0,2–0,4 ml) przed pobraniem próbki, w celu usunięcia resztek pożywki z rurki do pobierania próbek i uzyskania reprezentatywnych próbek z wnętrza kolumny.

8. Metody analizy

  1. Kwantyfikacja tlenu:
    Uwaga: Stężenie tlenu w medium przepływowym i przestrzeni nad głową kolumny określa się ilościowo nieinwazyjnie i nieniszcząco za pomocą optycznych czujników tlenu i wrażliwych na tlen fluorescencyjnych plastrów foliowych o wymiarach 0,5 x 0,5 cm (tzw. optody), przyklejonych wzdłuż wewnętrznej szklanej ścianki kolumny za pomocą kleju silikonowego (A.6). Upewniono się, że wrażliwe na tlen plastry foliowe są niewrażliwe na gatunki żelaza, aby uzyskać wiarygodne odczyty.
    1. Upewnij się, że oprogramowanie komputerowe zostało skalibrowane z odpowiednimi parametrami kalibracji dla optod, które są używane w kolumnie. Optyczne czujniki tlenu są dostarczane ze specjalną kalibracją do pomiaru za pomocą odpowiedniego światłowodowego miernika tlenu sterowanego komputerowo
      2. .
    2. Rozpocznij pomiar i upewnij się, że światłowód polimerowy tlenomierza jest trzymany pod kątem prostym do folii wrażliwej na tlen, która jest przyklejona wewnątrz przezroczystej szklanej ścianki kolumny.
    3. Powtórzyć pomiar dla każdego pojedynczego punktu pomiarowegoO2 w całej kolumnie.
  2. Analiza Fe(II) i całkowita zawartość żelaza w próbkach wodnych:
    1. Ponieważ Fe(II) jest szybko utleniany przez tlen w powietrzu o neutralnym pH, należy natychmiast ustabilizować próbki cieczy do oznaczania ilościowego wodnego Fe(II) w 1 M roztworze HCl. Aby uzyskać końcową objętość próbki 1 ml, zmieszać 0,5 ml próbki płynnej z 0,5 ml 2 M HCl.
    2. Oznaczyć ilościowo całkowity Fe po inkubacji podwielokrotności 1 M próbki stabilizowanej HCl z chlorowodorkiem hydroksyloaminy (10% wag./v, w 1 M HCl) przez 30 min. Odczynnik ten redukuje cały Fe(III) do Fe(II), który można następnie określić ilościowo za pomocą testu żelazozyny21.
    3. Wykonać test ferrozyny za pomocą czytnika płytek z mikromiareczkowaniem. Zmierzyć absorbancję przy długości fali 562 nm. Upewnij się, że masz wzorce w zakresie wykrywalnych stężeń Fe(II) i całkowitego stężenia Fe.
      Uwaga: Jeżeli stężenie żelaza w próbce cieczy przekracza standardowe kalibracje, konieczne jest rozcieńczenie ustabilizowanej próbki 1 M HCl.
    4. Obliczyć stężenie Fe(III) przez różnicę między całkowitym Fe a Fe(II).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Eksperyment kontrolny

Eksperymenty kontroli abiotycznej (10 dni) wykazały niezmiennie niskie stężenia tlenu (O2 <0,15 mg/L) bez znaczących wahań w profilu Fe(II) w całym słupie wody upwellingowej. Tworzenie się osadów (przypuszczalnie tlenków Fe(III)(tlenowo-)tlenkowych) w zbiorniku pożywki i nieznaczny spadek ogólnego stężenia Fe(II) z 500 μM do 440 μM w ciągu 10 dni wskazują na pewną d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zbiorowiska mikroorganizmów w oceanie prekambryjskim były regulowane lub modyfikowane w wyniku ich aktywności i panujących warunków geochemicznych. Interpretując pochodzenie BIF, naukowcy na ogół wnioskują o obecności lub aktywności mikroorganizmów na podstawie sedymentologii lub geochemii BIF, np. Smith i wsp.23 oraz Johnson i wsp.24. Wartościowym podejściem jest również badanie współczesnych organizmów we współczesnych środowiskach, które mają geochemiczne odpowiedniki d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Mark Nordhoff pomagał w projektowaniu i realizacji połączeń rurowych. Ellen Struve pomogła w doborze i pozyskaniu używanego sprzętu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kolba Widdel (5 L)Ochs110015labor-ochs.de
Butelki szklane (5 L)RotilaboY682.1carlroth.com
Pipety szklane (5 ml)51714labor-ochs.de
0,22 µ m Jednostka filtrująca Steritop (0,22  &mikro; m Membrana polieterosulfonowa)MilliporeX337.1carlroth.com
Folia
Sterylna szklana strzykawka Luer Lock, wypełniona bawełnąC681.1carlroth.com
Igły ze stali nierdzewnej Luer Lock (150 mm, 1,0  mm ID)201015labor-ochs.de
NaClSigma433209sigmaaldrich.com
MgSO4Sigma208094sigmaaldrich.com
CaCl2SigmaC4901sigmaaldrich.com
NH4ClSigmaA9434sigmaaldrich.com
KH< sub>2PO4SigmaP5655sigmaaldrich.com
KBrSigmaP3691sigmaaldrich.com
KClSigmaP9541sigmaaldrich.com
CylinderY310.1carlroth.com
Wełna7377.2carlroth.com
Koraliki szklane (ø 0,55 - 0,7& nbsp; mm)11079105biospec.com
Korek z gumy butylowej (ø 1,2 cm)271024labor-ochs.de
szalka Petriego, szkło (ø 8.0  cm)T939.1carlroth.com
KlejOTTOSEAL S68adchem.de
Folia optycznego czujnika tlenu (do analizy tlenu, patrz poniżej)– na życzenie –presens.de
Rurka gumowa (35 mm, 7  mm ID)770350labor-ochs.de
Łącznik rurkowy Luer Lock (3,0 mm, Luer lock męski = LLM)P343.1carlroth.com
Łącznik rurki Luer Lock (3,0 mm, Luer lock żeński = LLF)P335.1carlroth.com
Przewód gumowy (25 mm, 0,72 mm średnica)2600185newageindustries.com
Przewód gumowy (50 mm, 7  mm ID)770350labor-ochs.de
Igła ze stali nierdzewnej Luer Lock (150 mm, 1,0 mm ID)201015labor-ochs.de
Szklana strzykawka Luer Lock (10 ml)C680.1carlroth.com
Luźna bawełna –
Korek z gumy butylowej (ø 1.75 cm)271050
labor-ochs.de Igła ze stali nierdzewnej (40 mm, 1.0  mm ID)Sterican4665120bbraun.de
Igła ze stali nierdzewnej Luer Lock (150 mm, 1,5 mm ID)201520labor-ochs.de
pozycja: Złącze żeńskie Luer Lock na C.7
KlejOTTOSEAL S68adchem.de
Igła ze stali nierdzewnej (120 mm, 0,7 mm ID)Sterican4665643bbraun.de
Rurka gumowa (40 mm, średnica wewnętrzna 0,74 mm)2600185newageindustries.com
Rurka termokurczliwa (35  mm, średnica wewnętrzna 3 mm zmniejszona)541458 - 62conrad.de
ZaciskSTHC-C-500-4tekproducts.com
Łącznik rurkowy Luer Lock (1.0 mm, LLF)P334.1carlroth.com
Plastikowa nakrętka Luer Lock (LLM)CT69.1carlroth.com
Butelka szklana (5 L)RotilaboY682.1carlroth.com
Korek z gumy butylowej (do GL45)444704labor-ochs.de
Kapilara ze stali nierdzewnej (300 mm, średnica wewnętrzna 0,74 mm)56736sigmaaldrich.com
Kapilara stal nierdzewna (50 mm, średnica wewnętrzna 0,74 mm)56737sigmaaldrich.com
Rurka termokurczliwa (35 mm, 3  mm średnica wewnętrzna zmniejszona)541458 - 62conrad.de
Rurka gumowa (100 mm, średnica wewnętrzna 0,74 mm)2600185newageindustries.com
Łącznik rurki Luer Lock (1,0 mm, LLF)P334.1carlroth.com
Szklana strzykawka Luer Lock (10 ml)C680.1carlroth.com
Bawełna luzem –
Korek z gumy butylowej (ø 1.75 cm)271050
labor-ochs.de Igła ze stali nierdzewnej (40 mm, 0.8  mm ID)Sterican4657519bbraun.de
Szklana strzykawka Luer lock (5 ml)C679.1carlroth.com
Korek z gumy butylowej (ø 1,75 mm)271050labor-ochs.de
Rurka gumowa (40 mm, 0,74 mm średnica)2600185newageindustries.com
Butelka szklana (2 L)RotilaboX716.1carlroth.com
Korek z gumy butylowej (do GL45)444704labor-ochs.de
Kapilary ze stali nierdzewnej (50 mm, 0.74 mm ID)56736sigmaaldrich.com
Rurka gumowa (30 mm x 0.74 mm ID)2600185newageindustries.com
Rurka gumowa (100 mm x 0.74 mm ID)2600185newageindustries.com
Łącznik rurki Luer Lock (1.0 mm, LLF)P334.1carlroth.com
Złącze 3-drogowe Luer Lock (LLF, 2x LLM)6134cadenceinc.com
Źródło światłaSamsungSI-P8V151DB1USsamsung.com
Pompa perystalycznaIsmatecEW-78017-35coleparmer.com
Rurka do pompowania (0,89  mm ID)EW-97628-26coleparmer.com
Kapila ze stali nierdzewnej (200 mm, 0.74 mm ID)56736sigmaaldrich.com
Kapilara ze stali nierdzewnej (400 mm, 0.74 mm ID)56737sigmaaldrich.com
Folia Supel-Inert (Tedlar - PFC) Pakiet gazowy (10 L)30240-Usigmaaldrich.com
Rurka gumowa (30 mm, 6  mm ID)770300labor-ochs.de
Łącznik rurki Luer Lock (3,0 mm, LLM)P343.1carlroth.com
Łącznik rurki Luer Lock (3,0 mm, LLF)P335,1carlroth.com
Strzykawka gazoszczelna (20  ml)C681.1carlroth.com
Palnik–
Światłowodowy miernik tlenu do oznaczania ilościowego tlenuPresensTR-FB-10-01
presens.de Pompa–
Klej silikonowy do optody tlenowychPresensPS1presens.de
aluminiowa szklany szklana polimerowy polimerowy rurki Bunsena próżniowa

Bibliografia

  1. Lyons, T. W., Reinhard, C. T., Planavsky, N. J. The rise of oxygen in Earth's early ocean and atmosphere. Nature. 506 (7488), 307-315 (2014).
  2. Raymond, J., Blankenship, R. E. The origin of the oxygen-evolving complex. Coord. Chem. Rev. 252 (3-4), 377-383 (2008).
  3. Kendall, B., Reinhard, C. T., Lyons, T., Kaufman, A. J., Poulton, S. W., Anbar, A. D. Pervasive oxygenation along late Archaean ocean margins. Nature Geosci. 3 (9), 647-652 (2010).
  4. Olson, S. L., Kump, L. R., Kasting, J. F. Quantifying the areal extent and dissolved oxygen concentrations of Archean oxygen oases. Chem. Geol. 362 (1), 35-43 (2013).
  5. Satkoski, A. M., Beukes, N. J., Li, W., Beard, B. L., Johnson, C. M. A redox-stratified ocean 3.2 billion years ago. Earth Planet. Sci. Lett. 430 (1), 43-53 (2015).
  6. Holland, H. D. Oceans - Possible Source of Iron in Iron-Formations. Econ. Geol. 68 (7), 1169-1172 (1973).
  7. Holland, H. D., Lazar, B., Mccaffrey, M. Evolution of the Atmosphere and Oceans. Nature. 320 (6057), 27-33 (1986).
  8. Klein, C., Beukes, N. J. Time distribution, stratigraphy, and sedimentologic setting, and geochemistry of Precambrian iron-formations. The Proterozoic Biosphere. Schopf, J. W., Klein, C. , Cambridge University Press. 139-146 (1992).
  9. Poulton, S. W., Canfield, D. E. Ferruginous Conditions: A Dominant Feature of the Ocean through Earth's History. Elements. 7 (2), 107-112 (2011).
  10. Busigny, V., et al. Iron isotopes in an Archean ocean analogue. Geochim. Cosmochim. Acta. 133, 443-462 (2014).
  11. Crowe, S. A., et al. Photoferrotrophs thrive in an Archean Ocean analogue. PNAS. 105 (41), 15938-15943 (2008).
  12. Jones, C., et al. Biogeochemistry of manganese in ferruginous Lake Matano, Indonesia. Biogeosciences. 8 (10), 2977-2991 (2011).
  13. Lliros, M., et al. Pelagic photoferrotrophy and iron cycling in a modern ferruginous basin. Sci. Rep. 5 (13803), (2015).
  14. Koeksoy, E., Halama, M., Konhauser, K. O., Kappler, A. Using modern ferruginous habitats to interpret Precambrian banded iron formation deposition. Int. J. Astrobiol. , 1-13 (2015).
  15. Canfield, D. E. A new model for Proterozoic ocean chemistry. Nature. 396 (6710), 450-453 (1998).
  16. Wu, W. F., et al. Characterization of the physiology and cell-mineral interactions of the marine anoxygenic phototrophic Fe(II) oxidizer Rhodovulum iodosum - implications for Precambrian Fe(II) oxidation. FEMS Microbiol. Ecol. 88 (3), 503-515 (2014).
  17. Hungate, R. E., Macy, J. The Roll-Tube Method for Cultivation of Strict Anaerobes. Bull. Ecol. Res. Comm. 17 (1), 123-126 (1973).
  18. Van Baalen, C. Studies on marine blue-green algae. Bot. mar. 4 (1-2), 129-139 (1962).
  19. Sakamoto, T., Bryant, D. A. Growth at low temperature causes nitrogen limitation in the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002. Arch. Microbiol. 169 (1), 10-19 (1998).
  20. Swanner, E. D., Mloszewska, A. M., Cirpka, O. A., Schoenberg, R., Konhauser, K. O., Kappler, A. Modulation of oxygen production in Archaean oceans by episodes of Fe(II) toxicity. Nature Geosci. 8 (2), 126-130 (2015).
  21. Stookey, L. L. Ferrozine - a New Spectrophotometric Reagent for Iron. Anal. Chem. 42 (7), 779-784 (1970).
  22. Fitch, M. W., Koros, W. J., Nolen, R. L., Carnes, J. R. Permeation of Several Gases through Elastomers, with Emphasis on the Deuterium Hydrogen Pair. J. Appl. Polym. Sci. 47 (6), 1033-1046 (1993).
  23. Smith, A. J. B., Beukes, N. J., Gutzmer, J. The Composition and Depositional Environments of Mesoarchean Iron Formations of the West Rand Group of the Witwatersrand Supergroup, South Africa. Econ. Geol. 108 (1), 111-134 (2013).
  24. Johnson, C. M., Beard, B. L., Klein, C., Beukes, N. J., Roden, E. E. Iron isotopes constrain biologic and abiologic processes in banded iron formation genesis. Geochim. Cosmochim. Acta. 72 (1), 151-169 (2008).
  25. Krepski, S. T., Emerson, D., Hredzak-Showalter, P. L., Luther, G. W., Chan, C. S. Morphology of biogenic iron oxides records microbial physiology and environmental conditions: toward interpreting iron microfossils. Geobiology. 11 (5), 457-471 (2013).
  26. Posth, N. R., Konhauser, K. O., Kappler, A. Microbiological processes in banded iron formation deposition. Sedimentology. 60 (7), 1733-1754 (2013).
  27. Maliva, R. G., Knoll, A. H., Simonson, B. M. Secular change in the Precambrian silica cycle: Insights from chert petrology. Geol. Soc. Am. Bull. 117 (7-8), 835-845 (2005).
  28. Kappler, A., Pasquero, C., Konhauser, K. O., Newman, D. K. Deposition of banded iron formations by anoxygenic phototrophic Fe(II)-oxidizing bacteria. Geology. 33 (11), 865-868 (2005).
  29. Krepski, S. T., Hanson, T. E., Chan, C. S. Isolation and characterization of a novel biomineral stalk-forming iron-oxidizing bacterium from a circumneutral groundwater seep. Environ. Microbiol. 14 (7), 1671-1680 (2012).
  30. Czaja, A. D., Johnson, C. M., Beard, B. L., Roden, E. E., Li, W. Q., Moorbath, S. Biological Fe oxidation controlled deposition of banded iron formation in the ca. 3770 Ma Isua Supracrustal Belt (West Greenland). Earth. Planet. Sci. Lett. 363 (1), 192-203 (2013).
  31. Melton, E. D., Schmidt, C., Kappler, A. Microbial iron(II) oxidation in littoral freshwater lake sediment: the potential for competition between phototrophic vs. nitrate-reducing iron(II)-oxidizers. Front. Microbiol. 3 (197), 1-12 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Utlenianie żelaza(II)wzrost cyjanobakteriipasmowe formacje żelazistekolumna przepływowamatryca z szklanych kulekdetekcja tlenu rozpuszczonegowarunki anoksycznestrumień Fe(II)gradient światła
Symulacja laboratoryjna bogatego w żelazo(II) prekambryjskiego systemu upwellingu morskiego w celu zbadania wzrostu bakterii fotosyntetycznych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.