Artykuł metodologiczny

Kontrolowana synteza i śledzenie fluorescencji wysoce jednorodnych mikrożeli poli(N-izopropyloakrylamidowych)

DOI:

10.3791/54419

⸱

8 września 2016

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Physical Chemistry, RWTH Aachen University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Polimeryzacja wytrącająca bez mieszania zapewnia szybkie, powtarzalne podejście do prototypowania syntezy wrażliwych na bodźce mikrożeli poli(N-izopropyloakrylamidowych) o wąskim rozkładzie rozmiarów. W tej syntezie protokołu demonstruje się charakterystykę rozpraszania światła i śledzenie fluorescencji pojedynczych cząstek tych mikrożeli w mikroskopii szerokokątnej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikrożele z poli(N-izopropylolakrylamidu) (PNIPAM) wrażliwe na bodźce mają różne potencjalne zastosowania praktyczne i zastosowania w badaniach podstawowych. W tej pracy wykorzystujemy śledzenie pojedynczych cząstek znakowanych fluorescencyjnie mikrożeli PNIPAM jako pokaz dostrajania wielkości mikrożelu za pomocą szybkiej procedury polimeryzacji strąceniowej bez mieszania. Podejście to doskonale nadaje się do prototypowania nowych kompozycji i warunków reakcji lub do zastosowań, które nie wymagają dużych ilości produktu. Synteza mikrożelu, określanie wielkości cząstek i struktury za pomocą dynamicznego i statycznego rozpraszania światła jest szczegółowo opisane w protokole. Wykazano, że dodanie funkcjonalnych komonomerów może mieć duży wpływ na zarodkowanie i strukturę cząstek. Śledzenie pojedynczych cząstek za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej o szerokim polu widzenia pozwala na badanie dyfuzji znakowanych mikrożeli znacznikowych w skoncentrowanej matrycy nieznakowanych mikrożeli, co nie jest łatwe do zbadania innymi metodami, takimi jak dynamiczne rozpraszanie światła.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikrożele z poli(N-izopropylacrylamidu) (PNIPAM) wrażliwe na bodźce 1,2 cieszyły się nieustannym zainteresowaniem w ciągu ostatnich dwóch dekad ze względu na ich potencjał w różnych inteligentnych zastosowaniach. Zademonstrowane przypadki użycia obejmują przełączane stabilizatory emulsji 3-8, mikrosoczewki 9, substraty do hodowli komórkowych do łatwego pobierania komórek 10,11 oraz inteligentne nośniki do związków o niskiej masie cząsteczkowej i innych zastosowań biomedycznych 12. Z punktu widzenia badań podstawowych udowodniono, że cząstki te są przydatne do badania takich tematów, jak oddziaływania koloidalne 13-15 i interakcje polimer-rozpuszczalnik 16-18.

Udane wykorzystanie mikrożeli PNIPAM i ich pochodnych w dowolnym zastosowaniu zazwyczaj wymaga wiedzy na temat średniej wielkości cząstek i szerokości rozkładu wielkości cząstek. W celu prawidłowej interpretacji wyników eksperymentalnych z udziałem mikrożeli PNIPAM musi być znana struktura cząstek, na którą mogą wpływać funkcjonalne komonomery. Dynamiczne i statyczne rozpraszanie światła (odpowiednio DLS i SLS) są wyjątkowo odpowiednie do pozyskiwania tych informacji, ponieważ metody te są szybkie i stosunkowo łatwe w użyciu; i nieinwazyjnie badają właściwości cząstek w ich naturalnym środowisku (dyspersja). DLS i SLS zbierają również dane z ogromnej liczby cząstek, unikając odchylenia wynikającego z małych rozmiarów próbek, typowego dla metod mikroskopowych. Dlatego pierwszym celem tej pracy jest wprowadzenie dobrych praktyk dotyczących rozpraszania światła dla praktyków początkujących w charakterystyce koloidalnej.

Zazwyczaj polimeryzacja wytrącająca jest przeprowadzana w skali laboratoryjnej, a znalezienie odpowiednich warunków reakcji dla określonych właściwości cząstek może być pracochłonne i wymagać wielu powtórzeń syntezy. W przeciwieństwie do syntezy dużych partii, polimeryzacja strąceniowa bez mieszania 19,20 jest szybką procedurą, w której partie o różnym składzie reagentów mogą być polimeryzowane jednocześnie, dając cząstki o wąskim rozkładzie wielkości. Jednoczesna polimeryzacja minimalizuje zmienność eksperymentalną, a duża wydajność oznacza, że można szybko znaleźć odpowiednie warunki do reakcji w celu zwiększenia skali reakcji. Stąd naszym drugim celem jest wykazanie przydatności polimeryzacji wytrącającej bez mieszania w prototypowaniu oraz w zastosowaniach, które nie wymagają dużej ilości produktu.

Różne aspekty syntezy i charakterystyki łączą się w przykładzie zastosowania znakowanych fluorescencyjnie mikrożeli PNIPAM w badaniach oddziaływań koloidalnych. W tym przypadku wykorzystujemy bardzo dokładne śledzenie pojedynczych cząstek, aby zbadać dyfuzję znakowanych mikrożeli znacznikowych w dyspersji nieznakowanych mikrożeli o matrycy w szerokim zakresie stężeń matrycy i rozwiązać efekt klatki w skoncentrowanej dyspersji koloidalnej. Mikroskopia fluorescencyjna o szerokim polu widzenia dobrze nadaje się do tego celu, ponieważ może scharakteryzować specyficzne zachowanie kilku cząsteczek znacznikowych wśród dużej liczby potencjalnie różnych gatunków matryc. Jest to przeciwieństwo technik takich jak DLS, SLS i reologia, które mierzą średnie właściwości układów i dlatego nie są w stanie określić zachowania małej liczby cząstek sondy w dużym układzie. Co więcej, w tym konkretnym przykładzie konwencjonalne metody rozpraszania światła nie mogą być stosowane również ze względu na wysokie stężenie cząstek, co prowadzi do silnego rozpraszania wielokrotnego, unieważniającego jakąkolwiek standardową analizę. Wykorzystanie zautomatyzowanego przetwarzania danych i metod statystycznych umożliwia analizę ogólnego zachowania systemu, również w przypadku śledzenia pojedynczych cząstek, po uśrednieniu na dużych próbach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Synteza mikrożeli

UWAGA: N-izopropylokryloamid (NIPAM) został rekrystalizowany z n-heksanu. Inne odczynniki użyto w takiej postaci, w jakiej zostały otrzymane.

  1. Konwencjonalna synteza wsadowa mikrożeli o matrycy poli(NIPAM)
    1. Rozpuścić 1,8 g NIPAM i 24 mg N,N'-bisakryloamidu (BIS) w 245 ml przefiltrowanej (0,2 μm filtra membranowego z regenerowanej celulozy (RC)) podwójnej wody w 500 ml kolbie okrągłodennej z trzema szyjkami, wyposażonej w chłodnicę zwrotną, mieszadło i gumową przegrodę.
    2. Włóż termometr i igłę 120 mm do wprowadzania azotu przez przegrodę.
    3. Podgrzać roztwór do temperatury 60 °C, mieszając. Odtlenić roztwór, przepłukując go azotem przez 40 minut.
    4. Jednocześnie przygotować roztwór inicjujący 155 mg nadsiarczanu potasu (KPS) w 5 ml przefiltrowanej podwójnie destylowanej wody i bąbelkować roztwór azotem w celu usunięcia tlenu.
    5. Przenieść całe 5 ml roztworu KPS do przemytej azotem strzykawki wyposażonej w igłę o średnicy 120 mm.
    6. Podnieś igłę azotu powyżej poziomu roztworu w kolbie z trzema szyjkami i szybko dodaj roztwór KPS przez gumową przegrodę do reaktora.
    7. Pozostaw polimeryzację na 1 godzinę pod przepływem azotu i powoli mieszaj w temperaturze 60 °C.
    8. Użyj lejka Buchnera i bibuły filtracyjnej, aby przefiltrować gorący roztwór reakcyjny w celu odrzucenia dużych agregatów. Poczekaj, aż dyspersja ostygnie.
    9. Odwirować i ponownie rozproszyć dyspersję trzy razy przez 40 minut przy 257 000 x g, a na koniec ponownie rozproszyć osad w minimalnej możliwej do spożycia ilości podwójnie destylowanej wody. Zazwyczaj jest to 2-4 ml.
    10. Liofilizuj dyspersję do przechowywania.
  2. Niemieszana synteza znakowanych fluorescencyjnie mikrożeli poli(NIPAM)
    1. Odważyć 257,7 mg NIPAM, 3,5 mg BIS i 1,5 mg metakryoksyetylotiokarbamoilu rodaminy B (barwnik) w szklanym naczyniu i dodać 10 ml przefiltrowanej podwójnie destylowanej wody.
    2. Ultradźwiękowo roztwór barwnika-monomeru przez 15 minut, aby rozpuścić barwnik w wodzie.
    3. Przygotuj ten sam roztwór bez barwnika do osobnego szklanego naczynia.
    4. Przygotować różne rozcieńczenia roztworu monomeru z barwnikiem, używając roztworu monomeru bez barwnika, aby uzyskać serię stężeń o różnych stężeniach barwnika. W tej pracy użyj barwnika w zakresie stężeń 0,02-0,1 mmol/L.
    5. Rozpuścić 8,4 mg KPS w 10 ml przefiltrowanej wody podwójnie destylowanej w celu uzyskania roztworu inicjującego.
    6. Przenieść 0,5 ml serii stężeń i 0,5 ml roztworu KPS do probówek o średnicy 10 mm w celu otrzymania końcowych roztworów reakcyjnych i uszczelnić je gumowymi przegrodami.
    7. Rozgrzać kąpiel olejową w szklanym naczyniu o podwójnych ściankach podłączonym do cyrkulatora grzewczego do temperatury 63 °C.
    8. Roztwory reakcyjne odtleniać przez przedmuchiwanie azotem przez igły o średnicy 120 mm przez 20 minut.
    9. Włóż rurki do pływającej platformy i zanurz platformę w podgrzanej kąpieli olejowej. Ustaw temperaturę na 60 °C. Początkowo konieczna jest wyższa temperatura w kąpieli, ponieważ roztwory o temperaturze pokojowej schładzają kąpiel. W celu precyzyjnego dostrojenia wielkości cząstek, kontrola temperatury podczas początkowej reakcji musi być rygorystyczna, zwykle ±0,1 °C.
    10. Pozwól reakcji postępować przez odpowiedni czas. Zazwyczaj wystarczy 1 godzina.
    11. Szybko przenieść probówki reakcyjne do pieca w temperaturze 60 °C i umieścić jedną kroplę gorącej dyspersji w 10 ml przefiltrowanej podwójnie destylowanej wody podgrzanej do temperatury objętościowej przemiany fazowej PNIPAM (VPTT, 32 -34 °C) 1, w celu scharakteryzowania DLS w stanie zapadniętym.
    12. Pozostaw resztę dyspersji do ostygnięcia do temperatury pokojowej i przenieś je do probówek wirówkowych.
    13. Odwirować roztwór trzy razy przez 40 minut przy 257 000 x g i ostatecznie rozcieńczyć mikrożele w 2 ml przefiltrowanej podwójnie destylowanej wody do użycia jako cząstki znacznikowe.

2. Charakterystyka rozpraszania światła

  1. Wyznaczanie promienia hydrodynamicznego w stanie zapadniętym przez dynamiczne rozpraszanie światła
    1. Umyj kuwety i naczynia szklane oparami acetonu.
    2. Podgrzej 10 ml przefiltrowanej (np. filtr RC 200 nm lub mniej) podwójnie destylowanej wody nad PNIPAM VPTT.
    3. Przenieś kroplę gorącej dyspersji do przefiltrowanej wody za pomocą podgrzanej igły (0,9 x 40 mm) i strzykawki (1 ml).
    4. Odpuścić kąpiel dopasowującą goniometr DLS do temperatury 50 °C i przenieść próbkę do przyrządu, nie dopuszczając do jej ostygnięcia.
    5. Znajdź największy kąt rozpraszania, w którym intensywność rozproszenia jest wystarczająca do uzyskania korelogramu, wykonując pomiary testowe.
      1. Włożyć kuwetę na próbkę (szklana rurka o średnicy 10 mm z 1 ml dyspersji cząstek). Przesuń ramię detektora do małego kąta rozproszenia (tutaj 30°).
      2. Sprawdź profil wiązki pod kątem wielokrotnego rozpraszania: brak blasku wokół wiązki pierwotnej, brak wielokrotnego rozpraszania itp. Sprawdź, czy zakres zliczania jest odpowiedni do pomiaru przy najniższym kącie rozpraszania (w przybliżeniu między 30 a 600 kHz; prawy górny róg okna oprogramowania).
      3. Przesuń ramię goniometru na najwyższy kąt rozpraszania (wybierz tutaj 120°). Sprawdź, czy szybkość zliczania jest nadal wystarczająco wysoka do pomiaru (od 30 do 600 kHz). Jeśli intensywność jest zbyt niska, przesuń ramię na niższy kąt rozpraszania.
    6. Sprawdź wizualnie wiązkę przez toluenowe szkło do kąpieli pod najniższym kątem rozpraszania, jeśli obserwuje się poświatę wokół padającej wiązki, następuje wielokrotne rozpraszanie. W takim przypadku zmniejsz intensywność lasera lub użyj większego rozcieńczenia.
    7. Zdobądź 20 korelogramów między minimalnym a maksymalnym kątem rozproszenia (np. 30° - 140°) z minimalnym czasem akwizycji wynoszącym 60 sekund. W razie potrzeby zwiększ czas akwizycji dla słabych kątów rozproszenia o dużej intensywności.
  2. Analiza danych 37
    1. Oblicz wielkość wektora rozpraszania dla kąta rozpraszania zgodnie z figure-protocol-1, gdzie n jest współczynnikiem załamania światła dyspersji, figure-protocol-2długość fali lasera w próżni i figure-protocol-3 kąt rozpraszania.
    2. W przypadku, gdy oprogramowanie pomiarowe udostępnia funkcję korelacji natężenia figure-protocol-4, przekształć ją na funkcję korelacji pola elektrycznego figure-protocol-5 zgodnie z figure-protocol-6. Parametr figure-protocol-7 jest nieciekawym parametrem instrumentalnym związanym ze stopniem spójności przestrzennej światła rozproszonego na obszarze detektora.
    3. Przeprowadź analizę kumulatywną na korrelogramach, tj. dopasuj wielomian drugiego rzędu do logarytmu każdej funkcji korelacji pola elektrycznego figure-protocol-8 według liniowych najmniejszych kwadratów. figure-protocol-9 pojawia się jako punkt przecięcia pasowania, a jego dokładna wartość nie ma znaczenia w odniesieniu do analizy danych. Ograniczyć pasowanie do znaczącej wartości czasu opóźnienia τ, np. tak, aby amplituda korelacji wynosiła 10–20 % maksymalnej amplitudy. Współczynnik składnika pierwszego rzędu jest średnią szybkością zaniku funkcji korelacji, figure-protocol-10.
    4. Znajdź najbardziej prawdopodobną wartość średniego współczynnika dyfuzji figure-protocol-11 cząstek według liniowych najmniejszych kwadratów pasuje do figure-protocol-12. Jeśli figure-protocol-13 against figure-protocol-14 nie wydaje się liniowe i przechodzi przez początek układu współrzędnych w obrębie błędu, oznacza to, że rozkład wielkości cząstek jest szeroki, a promień hydrodynamiczny będzie słabo zdefiniowany.
    5. Oblicz średni promień hydrodynamiczny z zależności Stokesa-Einsteina figure-protocol-15, gdzie figure-protocol-16 jest współczynnikiem Boltzmanna, figure-protocol-17 temperaturę bezwzględną, a figure-protocol-18 lepkość dyspersji przy figure-protocol-19. Propaguj odchylenie standardowe figure-protocol-20 do figure-protocol-21.
  3. Wyznaczanie struktury cząstek za pomocą statycznego rozpraszania światła
    1. Umyj kuwety i naczynia szklane oparami acetonu. Użyj kuwet o średnicy 20 mm lub większej, aby zminimalizować efekt cylindrycznej soczewki.
    2. Przefiltrować (filtr RC 200 nm lub mniejszy) około 20 ml podwójnie destylowanej wody do szklanej fiolki i przenieść kroplę oczyszczonej dyspersji do fiolki. Umyj filtr 10 ml wody przed użyciem go do przygotowania próbki w celu usunięcia zanieczyszczeń pozostałych po procesie produkcyjnym.
    3. Sprawdzić próbkę pod kątem dowolnego źródła światła otoczenia. Jeśli zaobserwuje się niebieski odcień, próbka prawdopodobnie jest zbyt skoncentrowana. Odpowiednio rozcieńczyć.
    4. Przygotuj próbkę wody w tle, kilkakrotnie przepłukując kuwetę przefiltrowaną wodą, a następnie napełnij do odpowiedniej objętości próbki, w zależności od kuwety i położenia lasera w instrumencie. Laser musi przejść przez próbkę bez załamania od menisku.
    5. Skalibruj przyrząd za pomocą próbki toluenu.
    6. Zmierz rozproszenie wody (tło) w dostępnym zakresie kątowym.
    7. Zmierzyć intensywność rozpraszania próbki w całym dostępnym zakresie kątowym, najlepiej na kilku długościach fal. Wzorzec rozpraszania znormalizowany do intensywności rozpraszania do przodu jest znany jako współczynnik kształtu.
    8. Jeśli struktura cząstek jest znana, należy użyć odpowiedniego wyrażenia modelu, aby obliczyć globalne dopasowanie na zestawach danych mierzonych na różnych długościach fal
      9. .
    9. W przypadku nieznanej struktury cząstek użyj regularyzowanego bezpośredniego (takiego jak FitIt! 33) lub bardziej ogólnie, pośrednia odwrotna transformata Fouriera 21,22 w połączeniu z dekonwolucją funkcji rozkładu odległości par (tylko dla cząstek sferycznych) 23,24 dla przybliżonej klasyfikacji typu cząstki.
    10. W przypadku gdy procedura dopasowania lub odwrócenia zapewnia oszacowanie funkcji rozkładu promienia cząstek, należy obliczyć wskaźnik polidyspersyjności (odchylenie standardowe rozkładu podzielone przez jego średnią).

3. Śledzenie cząstek za pomocą szerokokątnej mikroskopii fluorescencyjnej

UWAGA: Do śledzenia cząstek użyto cząstek znacznikowych i matrycowych o promieniach hydrodynamicznych odpowiednio 465 ± 7 nm i 405 ± 7 nm w temperaturze 20 °C.

  1. Przygotowanie próbki
    1. Przygotować skoncentrowaną dyspersję mikrożelu matrycowego poprzez ponowne zdyspergowanie znanej ilości liofilizowanego nieznakowanego mikrożelu do znanej ilości podwójnie destylowanej wody. Dodaj niewielką objętość oznaczonych cząstek znacznika.
    2. Potwierdzić odpowiednie stężenie mikrożelu znacznikowego w mikroskopie. Optymalne stężenie to kompromis pomiędzy jednoczesnym pozyskiwaniem maksymalnej liczby śladów, przy jednoczesnym zachowaniu stężenia znacznika na tyle niskim, że prawdopodobieństwo, że ślady cząstek znacznikowych przetną się podczas akwizycji, jest znikome.
    3. Przygotować skoncentrowane dyspersje, odparowując wodę w piekarniku. Oznaczyć stężenie wagowe, porównując masę dyspersji z pierwotną masą próbki przed odparowaniem.
  2. Akwizycja i analiza danych
    1. Użyć odpowiedniej soczewki obiektywowej o pożądanym powiększeniu i aperturze do wzbudzenia znaczników i jednoczesnego pobrania fluorescencji z próbki. W tej pracy użyj soczewki obiektywowej zanurzeniowej 100X/1.3 NA oil.
    2. Umieść komorę wilgotności na stole piezoelektrycznym xyz, który pasuje do komercyjnego mikroskopu.
    3. Aby zapobiec wyschnięciu próbki, należy umieścić oczyszczoną plazmowo szkiełko nakrywkowe w komorze wilgotnościowej i odpipetować na szkiełko 10 μl dyspersji poli(NIPAM) o pożądanym stężeniu.
    4. W zależności od widm wzbudzenia i emisji barwnika fluorescencyjnego, należy użyć odpowiedniego lasera do wzbudzenia i odpowiednio dostosować moc lasera. Intensywność powinna być wystarczająco niska, aby uniknąć szybkiego fotowybielania barwników, ale jednocześnie wystarczająco silna, aby można było dokładnie ustawić pojedyncze cząstki (patrz poniżej). W tej pracy należy użyć lasera na ciele stałym pompowanego diodą o długości fali 561 nm i utrzymywać moc lasera na stałym poziomie 16 mW (ok. 0,5 kW cm-2 na próbce) dla wszystkich pomiarów.
    5. Aby uzyskać jednorodne oświetlenie próbki, należy użyć krytycznej konfiguracji oświetlenia opisanej tutaj. W tym celu połącz laser ze światłowodem wielomodowym (NA 0,22 ± 0,02, średnica rdzenia 0,6 mm), potrząśnij włóknem za pomocą wirownika, aby tymczasowo uśrednić plamki lasera i wyświetl koniec światłowodu na płaszczyźnie próbki.
    6. Skalibruj odległość z od tylnego odbicia szkiełka nakrywkowego i skoncentruj kilka mikrometrów w próbce, przesuwając obiektyw lekko w górę i ustalając pozycję z za pomocą kompensatora z. Pozwala to uniknąć jakichkolwiek efektów interfejsu ze szkiełkiem nakrywkowym.
    7. Dostosuj parametry detektora, takie jak czas ekspozycji, do siły sygnału fluorescencji. W takim przypadku należy użyć kamery EMCCD o czasie naświetlania 0,1 sekundy, trybie zwielokrotniania elektronów i wzmocnieniu 50.
    8. Zdobądź kilka filmów z odpowiednią liczbą klatek, aby uzyskać odpowiedni czas opóźnienia do obliczenia średniego kwadratowego przemieszczenia mikrożeli w różnych obszarach próbki. W tej pracy użyj numerów klatek akwizycji wynoszących 500 lub 1 000 klatek.
    9. Przeanalizuj dane, umieszczając cząstki w każdej klatce za pomocą dopasowania Gaussa 25 i użyj odpowiedniego algorytmu śledzenia cząstek 26, aby uzyskać średnie przemieszczenie kwadratowe. 27 Oblicz wartości średnie i odchylenie standardowe, uśredniając wszystkie ścieżki we wszystkich filmach. Oblicz współczynniki dyfuzji długiego czasu opóźnienia za pomocą regresji liniowej z figure-protocol-22, gdzie figure-protocol-23 to średnie kwadratowe przemieszczenie, D średni współczynnik dyfuzji, a τ czas opóźnienia.
    10. Oszacuj parametr anomalii γ z równania dyfuzji anomalnej figure-protocol-24, przekształcając dane do skali logarytmicznej, dając figure-protocol-25. Parametr anomalii figure-protocol-26 jest podawany przez pochodną wykresu. Pochodną można oszacować na podstawie skończonych różnic punktów danych lub dopasować punkty danych za pomocą funkcji wielomianowych i różnicować analitycznie. Określ wystarczający stopień funkcji dopasowania wielomianowego, wykreślając reszty dopasowania i normę resztkową dla rosnącego rzędu wielomianów.
    11. Powtórzyć tę samą procedurę dla różnych stężeń matryc mikrożelowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Liczba cząstek mikrożelu PNIPAM w partii, a tym samym końcowa objętość cząstek, jest określana na wczesnym etapie reakcji podczas fazy zarodkowania 20 Hydrofobowy barwnik komonomerowy metakryoksyetyl tiokarbamoilo rodamina B wpływa na zarodkowanie poprzez zmniejszenie gęstości liczby cząstek w partii. Spadek stężenia cząstek dla dwóch różnych początkowych stężeń NIPAM może być postrzegany jako wzrost średniej końcowe...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dodanie niewielkich ilości funkcjonalnego komonomeru może mieć znaczący wpływ na wielkość cząstek i strukturę mikrożeli pochodzących z PNIPAM. Jednoczesna polimeryzacja w probówkach na małą skalę jest dobrą metodą uwzględniania takich zmian i pomaga szybko znaleźć odpowiednie kompozycje reagentów dla docelowej wielkości cząstek w celu zwiększenia skali reakcji w razie potrzeby. Masa cząstek jest w przybliżeniu wykładniczo zależna od te...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) jest uznawany za wsparcie finansowe w ramach Sonderforschungsbereich SFB 985 "Funkcjonalne mikrożele i systemy mikrożelowe".

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AcetonVWR ChemicalsKRAF13455
BisacrylamidAppliChemA3636
n-heksanMerck104374
N-izopropylokryloamidFisher ScientificAC412785000rekrystalizowany z n-heksanu
Metakryloksyetylotiokarbamoilo-rodamina BPolysciences23591
Peroksysiarczan potasuMerck105091
Olej silikonowy 47 V 350VWR Chemicals83851
ToluenSigma Aldrich244511
F12 Cyrkulator chłodniczo-grzewczyJulabo9116612
MikroskopOlympusIX83
XY(Z) System piezoelektrycznyPhysik InstrumenteP-545.3R7
100X Obiektyw zanurzeniowy w olejuOlympusUPLSAPO
QuadLine BeamsplitterAHF AnalysentechnikF68-556T
Cobolt Jive 150 laserCobolt0561-04-01-0150-300
Wielomodowy światłowódThorlabsUM22-600
iXON Ultra 897 Kamera EMCCDAndorDU-897U-CS0-BV
Goniometr laserowySLS SystemtechnikMark III
CF40 Cyrkulator kriokompaktowyJulabo9400340
System goniometru laserowego ALV GmbHALV / CGS-8F
Koretor wielotauowyALV GmbHALV-7004
Elektronika rozpraszania światłaALV GmbHALV / LSE 5004
Moduł zliczania fotonówPerkinElmerSPCM-CD29692 jednostki w trybie pseudo korelacji krzyżowej
633 nm HeNe LaserJDS Uniphase1145P
F32 Chłodzenie/ogrzewanie cyrkulatorJulabo9312632

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Pelton, R. Temperature-sensitive aqueous microgels. Adv. Colloid Interfac. 85, 1-33 (2000).
  2. Pich, A., Richtering, W. Microgels by Precipitation Polymerization: Synthesis, Characterization and Functionalization. Adv. Polym. Sci. 234, 1-37 (2010).
  3. Richtering, W. Responsive Emulsions Stabilized by Stimuli-Sensitive Microgels: Emulsions with Special Non-Pickering Properties. Langmuir. 28 (50), 17218-17229 (2012).
  4. Wiese, S., Spiess, A. C., Richtering, W. Microgel-Stabilized Smart Emulsions for Biocatalysis. Angew. Chem. Int. Edit. 52 (2), 576-579 (2012).
  5. Schmitt, V., Ravaine, V. Surface compaction versus stretching in Pickering emulsions stabilised by microgels. Curr. Opin. Colloid In. 18 (6), 532-541 (2013).
  6. Wellert, S., Richter, M., Hellweg, T., von Klitzing,, R,, Hertle, Y. Responsive Microgels at Surfaces and Interfaces. Z. Phys. Chem. 229 (7-8), 1-26 (2015).
  7. Li, Z., Harbottle, D., Pensini, E., Ngai, T., Richtering, W., Xu, Z. Fundamental Study of Emulsions Stabilized by Soft and Rigid Particles. Langmuir. 31 (23), 6282-6288 (2015).
  8. Deshmukh, O. S., van den Ende, D., Stuart, M. C., Mugele, F., Duits, M. H. G. Hard and soft colloids at fluid interfaces: Adsorption, interactions, assembly & rheology. Adv. Colloid Interfac. 222, 215-227 (2015).
  9. Serpe, M. J., Kim, J., Lyon, L. A. Colloidal Hydrogel Microlenses. Adv. Mater. 16 (2), 184-187 (2004).
  10. Schmidt, S., Zeiser, M., Hellweg, T., Duschl, C., Fery, A., Möhwald, H. Adhesion and Mechanical Properties of PNIPAM Microgel Films and Their Potential Use as Switchable Cell Culture Substrates. Adv. Func. Mater. 20 (19), 3235-3243 (2010).
  11. Xia, Y., He, X., et al. Thermoresponsive Microgel Films for Harvesting Cells and Cell Sheets. Biomacromolecules. 14 (10), 3615-3625 (2013).
  12. Guan, Y., Zhang, Y. PNIPAM microgels for biomedical applications: from dispersed particles to 3D assemblies. Soft Matter. 7 (14), 6375(2011).
  13. Yunker, P. J., Chen, K., Gratale, M. D., Lohr, M. A., Still, T., Yodh, A. G. Physics in ordered and disordered colloidal matter composed of poly(N-isopropylacrylamide) microgel particles. Rep. Prog. Phys. 77 (5), 056601-056629 (2014).
  14. Lohr, M. A., Still, T., et al. Vibrational and structural signatures of the crossover between dense glassy and sparse gel-like attractive colloidal packings. Phys. Rev. E. 90 (6), 062305(2014).
  15. Dreyfus, R., Xu, Y., Still, T., Hough, L. A., Yodh, A. G., Torquato, S. Diagnosing hyperuniformity in two-dimensional, disordered, jammed packings of soft spheres. Phys. Rev. E. 91 (1), 012302-012312 (2015).
  16. Kojima, H., Tanaka, F. Reentrant volume phase transition of cross-linked poly(N-isopropylacrylamide) gels in mixed solvents of water/methanol. Soft Matter. 8 (10), 3010-3011 (2012).
  17. Hofmann, C. H., Plamper, F. A., Scherzinger, C., Hietala, S., Richtering, W. Cononsolvency Revisited: Solvent Entrapment by N-Isopropylacrylamide and N, N-Diethylacrylamide Microgels in Different Water/Methanol Mixtures. Macromolecules. 46 (2), 523-532 (2013).
  18. Bischofberger, I., Calzolari, D. C. E., Trappe, V. Co-nonsolvency of PNiPAM at the transition between solvation mechanisms. Soft Matter. 10 (41), 8288-8295 (2014).
  19. Virtanen, O. L. J., Richtering, W. Kinetics and particle size control in non-stirred precipitation polymerization of N-isopropylacrylamide. Colloid Polym. Sci. 292 (8), 1743-1756 (2014).
  20. Virtanen, O. L. J., Ala-Mutka, H. M., Richtering, W. Can the Reaction Mechanism of Radical Solution Polymerization Explain the Microgel Final Particle Volume in Precipitation Polymerization of N-Isopropylacrylamide? Macromol. Chem. Phys. 216 (13), 1431-1440 (2015).
  21. Glatter, O. A new method for the evaluation of small-angle scattering data. J. Appl. Crystallogr. 10 (5), 415-421 (1977).
  22. Svergun, D. I. Determination of the regularization parameter in indirect-transform methods using perceptual criteria. J. Appl. Crystallogr. 25 (4), 495-503 (1992).
  23. Glatter, O. Convolution Square Root of Band-Limited Symmetrical Functions and Its Application to Small-Angle Scattering Data. J. Appl. Crystallogr. 14, 101-108 (1981).
  24. Glatter, O., Hainisch, B. Improvements in Real-Space Deconvolution of Small-Angle Scattering Data. J. Appl. Crystallogr. 17, 435-441 (1984).
  25. Cheezum, M. K., Walker, W. F., Guilford, W. H. Quantitative Comparison of Algorithms for Tracking Single Fluorescent Particles. Biophys. J. 81 (4), 2378-2388 (2001).
  26. Wöll, D., Kölbl, C., Stempfle, B., Karrenbauer, A. A novel method for automatic single molecule tracking of blinking molecules at low intensities. Phys. Chem. Chem. Phys. 15 (17), 6196-6205 (2013).
  27. Saxton, M. J., Jacobson, K. Single-particle tracking: Applications to membrane dynamics. Annu. Rev. Bioph. Biom. 26, 373-399 (1997).
  28. Pusey, P. N., van Megen, W. Detection of small polydispersities by photon correlation spectroscopy. J. Chem. Phys. 80 (8), 3513(1984).
  29. Stieger, M., Pedersen, J. S., Richtering, W., Lindner, P. Small-angle neutron scattering study of structural changes in temperature sensitive microgel colloids. J. Chem. Phys. 120 (13), 6197-6206 (2004).
  30. Wu, X., Pelton, R. H., Hamielec, A. E., Woods, D. R., McPhee, W. The kinetics of poly(N-isopropylacrylamide) microgel latex formation. Colloid Polym. Sci. 272, 467-477 (1994).
  31. Weeks, E. R., Weitz, D. A. Subdiffusion and the cage effect studied near the colloidal glass transition. Chem. Phys. 284 (1-2), 361-367 (2002).
  32. Ernst, D., Köhler, J., Weiss, M. Probing the type of anomalous diffusion with single-particle tracking. Phys. Chem. Chem. Phys. 16 (17), 7686-7691 (2014).
  33. Virtanen, O. L. J. FitIt! (Version 1.1.4). , Available from: https://www.github.com/ovirtanen/fitit (2015).
  34. Provencher, S. W. A Constrained Regularization Method For Inverting Data Represented By A Linear Algebraic or Integral Equations. Comput. Phys. Commun. 27 (3), 213-227 (1982).
  35. Holtzer, L., Meckel, T., Schmidt, T. Nanometric three-dimensional tracking of individual quantum dots in cells. Appl. Phys. Lett. 90 (5), 053902-053904 (2007).
  36. Diezmann, A. V., Lee, M. Y., Lew, M. D., Moerner, W. E. Correcting field-dependent aberrations with nanoscale accuracy in three-dimensional single-molecule localization microscopy. Optica. 2 (11), 985-989 (2015).
  37. Neutrons, X-rays and Light: Scattering Methods Applied to Soft Condensed Matter. Lindner, P., Zemb, T. , North Holland Delta Series. Amsterdam. (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

mikro ele PNIPAMpolimeryzacja przez wytr canie bez mieszaniadynamiczne rozpraszanie wiat aledzenie pojedynczych cz stekszerokopolowa mikroskopia fluorescencyjnawyznaczanie promienia hydrodynamicznegodostrajanie wielko ci cz stekmikro ele znakowane fluorescencyjniekoloidalne przej cie szkliste

Powiązane artykuły