Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Standaryzowane zapalenie otrzewnej stentu okrężnicy u szczurów - prosty, wykonalny model zwierzęcy do wywoływania septycznego ostrego uszkodzenia nerek

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54448

⸱

15 lutego 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General, Visceral, Transplantation, Vascular and Paediatric Surgery, Department of Surgery I, University of Würzburg, 2Department of Anesthesiology and Critical Care, Medical Center-University of Freiburg, 3Faculty of Medicine, University of Freiburg, 4Department of Internal Medicine I, Division of Nephrology, University of Würzburg, 5Department of Physiology and Pharmacology, West Virginia University School of Medicine, Robert C. Byrd Health Science Center, 6Department of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, Robert-Bosch-Krankenhaus

W tym artykule

Podsumowanie

Ostre uszkodzenie nerek (AKI) jest poważnym powikłaniem u krytycznie chorych pacjentów i wiąże się ze zwiększoną śmiertelnością. W tym miejscu przedstawiamy wiarygodny i powtarzalny model in vivo do naśladowania AKI w warunkach zapalnych, który może przyczynić się do zrozumienia patogenezy septycznego AKI.

Streszczenie

AKI u pacjentów z sepsą wiąże się ze zwiększoną śmiertelnością i słabymi wynikami, pomimo znacznych wysiłków zmierzających do lepszego zrozumienia jej patofizjologii. W tym miejscu przedstawiono model in vivo, który łączy standaryzowaną ogniskową septyczną w celu wywołania AKI i konfigurację intensywnej terapii (OIOM) w celu zapewnienia zaawansowanego monitorowania hemodynamicznego i terapii porównywalnej z posocznicą u ludzi. Sepsa jest wywoływana przez standaryzowane zapalenie otrzewnej w stencie okrężnicy (sCASP). AKI bada się funkcjonalnie poprzez pomiar próbek krwi i moczu, a także histologicznie poprzez ocenę wyników histopatologicznych. Ponadto zaawansowane monitorowanie hemodynamiczne i możliwość powtarzalnego pobierania gazometrii krwi umożliwiają zróżnicowaną analizę ciężkości indukowanej sepsy.

Metoda sCASP jest ustandaryzowaną, niezawodną i powtarzalną metodą wywoływania septycznego AKI. Konfiguracja intensywnej terapii, ciągłe monitorowanie hemodynamiki i wymiany gazowej, niska śmiertelność, a także możliwość szczegółowej analizy funkcji nerek i upośledzeń to zalety tej konfiguracji. W związku z tym opisana metoda może stanowić nowy standard dla eksperymentalnych badań septycznego AKI.

Wprowadzenie

Sepsa nadal pozostaje główną przyczyną zgonów na oddziałach intensywnej terapii (OIOM) bez serca, ze śmiertelnością ≈ 30 - 50%1,2,3. Cechą charakterystyczną ciężkiej sepsy i wstrząsu septycznego jest ostre uszkodzenie nerek, które powoduje dalszy wzrost śmiertelności, gdy jest związane z dysfunkcją odległych narządów, taką jak niewydolność serca i niewydolność oddechowa4,5,6. Ogólna częstość występowania AKI u pacjentów OIT waha się od 20 do 50%7. Pomimo kluczowej roli AKI w odniesieniu do wyników i śmiertelności w sepsie, leżący u jej podstaw patomechanizm jest nadal słabo poznany.

Ogólnie rzecz biorąc, istnieją 3 główne składniki: zapalenie, toksyczne uszkodzenia i zmiany hemodynamiczne, które przyczyniają się do rozwoju AKI7. Zmiany hemodynamiczne obejmują zmniejszony przepływ krwi przez nerki (RBF) oraz globalne lub regionalne niedokrwienie nerek. W tym przypadku należy wziąć pod uwagę, że sepsa może również powodować upośledzenie mikrokrążenia nerkowego z powodu niedociśnienia ogólnoustrojowego i/lub zaburzenia bariery śródbłonkowej8. Dlatego badanie septycznego AKI powinno zawsze obejmować monitorowanie hemodynamiczne. W ostatnich badaniach in vivo dotyczących AKI wykorzystano głównie modele zwierzęce, takie jak uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne nerek lub obustronna nefrektomia. Badania te zwykle wykazywały brak monitorowania hemodynamicznego i intensywnej terapii.

Badanie potencjalnych nowych patomechanizmów i terapii septycznego AKI wymaga modelu in vivo z określonym ogniskiem septycznym, konfiguracją intensywnej terapii, przewidywalnym wynikiem i uszkodzeniem narządu9,10,11,12. W tym miejscu opisujemy innowacyjny model gryzonia do septycznego AKI, który spełnia wspomniane wcześniej wymagania. Septyczna AKI jest wywoływana przez standaryzowane zapalenie otrzewnej w stencie okrężnicy wstępującej (sCASP). Zastosowany model sCASP powoduje sepsę brzuszną poprzez wyciek kału jelitowego prowadzący do inwazji bakterii i niewydolności wielonarządowej13. Wykazano, że zmiany patofizjologiczne po CASP są podobne do tych w sepsie u ludzi, a zatem CASP stanowi klinicznie istotny model w badaniach nad sepsą11,14.

Ponadto, w protokole eksperymentalnym ustanowiono system intensywnej terapii (OIOM), który obejmuje zaawansowane monitorowanie hemodynamiczne i terapię OIOM. Konfiguracja OIOM umożliwia resuscytację płynów, dożylne zastosowanie środka przeciwbólowego i powtarzalną gazometrię. Czynność nerek ocenia się poprzez pomiar wartości standardowych, takich jak kreatynina oraz klirens kwasu inulinowego i p-aminohippurowego (PAH). Dodatkowe informacje są dostarczane przez patohistologiczne wyniki pobranych tkanek i narządów na koniec eksperymentu. Model sCASP do indukowania septycznego AKI został już oceniony i ujawnił nowe informacje na temat patologii nerek15. Dalsze stosowanie tego protokołu przedstawione poniżej może pomóc w lepszym zrozumieniu septycznego AKI.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych Powiatu Unterfranken w Niemczech i przeprowadzone zgodnie z Deklaracją Helsińską.

1. Chirurgiczne przygotowanie i instalacja inwazyjnego monitorowania i ciągłego leczenia

  1. Znieczulenie szczurów Sprague-Dawley za pomocą izofluranu dostarczanego przez precyzyjny waporyzator w stężeniu i szybkości przepływu zatwierdzonym przez lokalną instytucję, organ nadzoru nad badaniami na zwierzętach i/lub zespół weterynaryjny. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, obserwując częstość oddechów, która staje się wolniejsza i głębsza, i sprawdź brak reakcji po uszczypnięciu ogona/palca. Ogol gardło i brzuch maszynką do golenia.
    nuta: Masywne zmniejszenie częstości oddechów może być wskaźnikiem przedawkowania znieczulenia i prowadzić do bradypnoe, niedociśnienia i ostatecznie śmierci.
  2. Umieść szczura w pozycji leżącej na poduszce grzewczej. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby uniknąć wysuszenia oczu. Utrzymuj odpowiednią głębokość znieczulenia, stosując stężenie izofluranu i szybkość przepływu w oparciu o śródoperacyjne monitorowanie szczurów i/lub zalecenia organu nadzoru nad badaniami na zwierzętach lokalnej instytucji i/lub zespołu weterynaryjnego. Umieść szczura w pozycji leżącej na automatycznej poduszce grzewczej.
    Uwaga: Hipotermia i uraz termiczny wpływają na parametry makro i mikrohemodynamiczne i należy ich unikać, aby uzyskać wiarygodny wynik. Zaleca się stosowanie poduszki grzewczej z mechanizmem sterującym, która jest połączona ze szczurem za pomocą elastycznej sondy doodbytniczej, aby utrzymać temperaturę ciała w zakresie fizjologicznym.
  3. Po zdezynfekowaniu szyi i gardła odpowiednim roztworem dezynfekującym należy naciąć skórę na gardle przyśrodkowym skalpelem i wykonać nacięcie o długości około 2 cm. Obróć szczura i wykonaj nacięcie o długości około 1 cm nożyczkami chirurgicznymi na szyi około 1 cm dystalnie od potylicy.
  4. Ułóż szczura z powrotem w pozycji leżącej. Delikatnie wypreparuj prawą żyłę szyjną i lewą tętnicę szyjną za pomocą nożyczek i patyczków kosmetycznych. Odetnij naczynia od sąsiednich konstrukcji. Unikaj zbyt dużego oporu i przygotuj się dalej, ostrożnie rozprowadzając.
    nuta: Utrzymuj naczynia zawsze wilgotne, stosując wstępnie podgrzaną sterylną sól fizjologiczną.
  5. Wypreparuj delikatnie i szeroko rozchodzącymi się ruchami podskórnie od naczyń do szyi, aby uzyskać połączenie między dwoma nacięciami. Włóż zaciski do każdego utworzonego tunelu.
  6. Przepłucz krętlik i cewniki wychodzące z urządzenia obrotowego 0,9% NaCl. Umieść cewniki w sprężynie ze stali nierdzewnej.
    nuta: Cewniki należy przepłukać chlorkiem sodu przed ich wprowadzeniem, ponieważ minimalne zastosowanie powietrza może prowadzić do nagłej śmierci z powodu zatoru powietrznego.
  7. Obróć szczura i zaciśnij cewniki za pomocą włożonych zacisków. Wsuń cewniki od szyi do gardła. Przymocuj sprężynę za pomocą plastikowej linki guzikowej około 1 cm dystalnie od potylicy z 6 pojedynczymi szwami (np. 4/0) na szyi.
  8. Ponownie ułóż szczura w pozycji leżącej. Ułóż bawełniane nici o długości około 4 cm dystalnie i proksymalnie do każdego przygotowanego naczynia. Przyciąć tętnicę proksymalnie za pomocą mikroklipsa, zwykle używanego do przycinania tętniaków podpajęczynówkowych. Alternatywnie pozostaw klips i zatrzymaj przepływ krwi tętniczej, dokręcając jedną z nici.
  9. Naciąć tętnicę mikronożyczkami chirurgicznymi, jedną ręką utrzymać otwarte nacięcie za pomocą haczyka, a drugą ręką wprowadzić cewnik tętniczy do naczynia za pomocą kleszczy. Otwórz klips lub naciągniętą nić, wepchnij cewnik około 1 cm do przodu do naczynia w kierunku serca i przymocuj go węzłami chirurgicznymi za pomocą ułożonych nici bawełnianych.
  10. Powtórz krok 1.8 na żyle szyjnej i pozostaw klips, ponieważ żyła nie jest tak solidna jak tętnica.
  11. Po zamocowaniu obu cewników w linii prostej w naczyniach, zamknij ranę na gardle szwami.

2. Procedura sCASP

  1. Utrzymuj szczura w pozycji leżącej, ogol brzuch i zdezynfekuj okolice brzucha odpowiednimi roztworami dezynfekującymi.
    nuta: Zawsze stosuj technikę aseptyczną.
  2. Wykonaj nacięcie skóry w linii środkowej brzucha o długości około 2 cm nożyczkami chirurgicznymi, a następnie ponownie wzdłuż linii białej, aby otworzyć jamę otrzewnej.
  3. Zidentyfikuj tyczkę kątnicy i delikatnie wyciągnij kątnicę za pomocą patyczków kosmetycznych.
  4. Przekłuć okrężnicę wstępującą około 2 cm dystalnie od zastawki krętniczo-kątniczej szwem (6/0) [szew 1] po stronie przeciwkrezkowej i przymocować dwoma węzłami chirurgicznymi. Unikaj zmian w naczyniach jelita grubego.
  5. Odetnij dystalny koniec - około 1,5 cm - cewnika ssącego 10 FR. Odetnij ten kawałek cewnika nożyczkami, aby utworzyć prostokątną klapkę o długości około 0,5 cm. Przygotować płat z szwem (6/0) [szew 2] na środku płata.
  6. Umieść płatek na igle 14G i nakłuj wstępującą okrężnicę igłą, w której zamocowano szew 115.
  7. Włóż przygotowaną plastikową rurkę do okrężnicy nad igłą. Jednocześnie delikatnie wyjąć igłę. Ustaw rurkę tak, aby płatek leżał na zewnątrz okrężnicy, a reszta rurki wewnątrz okrężnicy.
    1. Po dokładnym ustawieniu plastikowej rurki przymocuj płat do już istniejącego szwu 2, zszywając ścianę okrężnicy i węzły chirurgiczne. Ponownie należy unikać wszelkich uszkodzeń naczyń jelita grubego. Umieść wolne końce szwu 1 wokół reszty plastikowej rurki, która prowadzi na zewnątrz okrężnicy i wykonaj 2 węzły chirurgiczne.
  8. Stolec mleczny od kątnicy w kierunku stentu okrężnicy za pomocą patyczków kosmetycznych do momentu pojawienia się stolca na wylocie stentu.
  9. Włóż jelito cienkie i okrężnicę z powrotem do kawerny brzusznej. W związku z tym plastikowa rurka ze stolcem powinna stykać się z otrzewną. Przepłukać stent 2 ml 0,9% NaCl, aby rozprowadzić kał do kału otrzewnej.
  10. Zamknąć jamę brzuszną ciągłym szwem (4/0) otrzewnej, a następnie ciągłym szwem (4/0) skóry.

3. Postępowanie pooperacyjne

  1. Przerwać wdychanie izofluranu i umieścić szczura z powrotem w klatce.
  2. Rozpocznij analgezję dożylną przez linię żylną za pomocą fentanylu (2,0 μg/100 g masy ciała/godz.).

4. Przygotowanie pomiarów drugiego dnia

  1. Po 24 godzinach od zabiegu sCASP należy podać dożylnie 0,5-1,0 mg midazolamu. Utrzymuj odpowiednią głębokość znieczulenia, stosując stężenie izofluranu i szybkość przepływu w oparciu o śródoperacyjne monitorowanie szczurów i/lub zalecenia lokalnego organu nadzoru nad badaniami na zwierzętach i/lub zespołu weterynaryjnego.
  2. Po ponownym zdezynfekowaniu alkoholem i roztworem wykonaj tracheotomię za pomocą plastikowej rurki kaniuli żylnej 14 G, aby zapewnić wystarczające natlenienie i wentylację.
    1. Dlatego otwórz szew na gardle nożyczkami chirurgicznymi i delikatnie otwórz od linii środkowej do tchawicy. Naciąć tchawicę pionowo między dwiema chrząstkami o długości około 2 mm nożyczkami chirurgicznymi - tylko tyle, aby wprowadzić nożyczki chirurgiczne. Poszerz nacięcie tępo do około połowy średnicy tchawicy za pomocą nożyczek. Włóż 1 cm plastikowej rurki o pojemności 14 G i przymocuj ją za pomocą 2 szwów. 16
      nuta: Jeśli nacięcie tchawicy jest większe niż połowa obwodu, naczynia biegnące wzdłuż tchawicy mogą zostać uszkodzone, co może spowodować silny krwotok, aspirację krwi lub śmiertelną bradykardię.
    2. Wentylację mechaniczną należy rozpocząć za pomocą respiratora dla gryzoni o stężeniu FiO2 wynoszącym 0,28 i 0,7% obj. i rozpocząć znieczulenie dożylne midazolamem (0,7 mg/100 g m.c./h) i fentanylem (7 μg/100 g m.c./h). Wykonaj analizę gazometrii krwi, aby zapewnić odpowiednią wentylację i natlenienie. Dlatego należy pobrać około 0,7 ml krwi przez cewnik tętniczy i zmierzyć ją za pomocą analizatora parametrów krytycznych krwi.
      nuta: Znieczulenie dożylne należy rozpocząć tylko wtedy, gdy zapewniona jest wentylacja sterowana mechanicznie.
  3. Po ogoleniu i zdezynfekowaniu w sposób podobny jak w ppkt 2.1 należy wykonać 1 cm podłużne nacięcie skóry prawej nogi w odległości 0,5 cm bliższej od kolana. Odetnij tętnicę od sąsiednich struktur za pomocą nożyczek chirurgicznych i patyczków kosmetycznych.
    nuta: W przypadku rozerwania tętnicy udowej nadal możliwe jest wprowadzenie cewnika w pozycji proksymalnej. Dlatego zaleca się rozpoczęcie implantacji jak najdalej dystalnie.
  4. Wprowadzić cewnik termorozcieńczalny do tętnicy udowej, otwierając tętnicę za pomocą haczyka i wprowadzając cewnik za pomocą kleszczy.
  5. Rozpocznij pomiar rzutu serca metodą termorozcieńczania. Dlatego należy szybko podać 1 ml schłodzonego NaCl ręcznie przez cewnik żylny po rozpoczęciu pomiaru za pomocą oprogramowania do pomiaru wskaźnika sercowego. Wykonaj ten pomiar dwukrotnie.

5. Ocena funkcji nerek

  1. Wykonaj laparotomię, otwierając szwy skóry i otrzewnej nożyczkami. Naciąć pęcherz moczowy nożyczkami chirurgicznymi na tyle, aby cewnikować go małym plastikowym cewnikiem. Po ułożeniu bawełnianej nici o długości około 7 cm wokół pęcherza, zapnij nić, zamocuj cewnik węzłami, a na koniec zbierz jak najwięcej moczu przez cewnik.
  2. Rozpuścić fluoresceinę-izotiocyjanian-inulinę (FITC-Inulina) w 0,9% NaCl i sól sodową kwasu p-aminohippurowego (WWA) w 0,9% NaCl, aby uzyskać stężenie 2 mg/ml inuliny, 5 mg/ml WWA.
  3. Zastosować bolus mieszaniny obu substancji o stężeniu 75 μl dożylnie, a następnie stale infuzję dożylną obu substancji z szybkością 3,7 μl/h/300 g masy ciała.
  4. Po osiągnięciu stanu stacjonarnego17 z infuzją FITC-Inuliny i PAH, zbieraj mocz przez 20 minut. Pobrać próbki krwi przez cewnik tętniczy zgodnie z opisem w punkcie 4.2.1 dotyczącym wykonywania gazometrii krwi.
  5. Określ stężenie inuliny w moczu i osoczu za pomocą spektrometrii fluorescencyjnej i zmierz WWA za pomocą fotospektrometrii przy użyciu metody antronowej17.

6. Zakończenie eksperymentów

  1. Poddaj zwierzę eutanazji zgodnie z lokalnymi przepisami prawnymi.
  2. Pobrać jak najwięcej krwi przez cewnik tętniczy za pomocą strzykawek.
  3. Zbierz jelito cienkie i grube, przecinając utrwalenie otrzewnej dwunastnicy i okrężnicy, usuń niektóre ich części za pomocą nożyczek chirurgicznych. Przygotuj i zbierz nerki, przygotowując nerki zaotrzewnowe i uwolnij je z torebki tłuszczowej i przetnij moczowód i przyczepione naczynia. Wykonaj torakotomię i wytnij płuca i serce. Utrwal wszystkie narządy w formaldehydzie i wykonaj barwienia histologiczne zgodnie z wcześniejszymi publikacjami. 15,18

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zgodnie z wcześniejszą publikacją Schick i wsp.8, prezentujemy następujące wyniki.

Indukcja sepsy bez śmiertelności
W modelu CASP sepsę indukuje się poprzez ciągły wyciek bakterii znajdujących się w świetle okrężnicy wstępującej do jamy brzusznej, co prowadzi do zapalenia otrzewnej w przebiegu kałowej peritonitis oraz bakteremii. Rozmiar wszczepionego cewnika reguluje ilość wydzielany...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Patofizjologia septycznego AKI nadal pozostaje nieznana w swojej złożoności. Badania kliniczne i próby kliniczne z udziałem pacjentów nie umożliwią uzyskania nowych informacji na temat zmian histopatologicznych, zaburzeń mikrokrążenia lub interakcji leków na poziomie komórkowym15. Wcześniej postulowano, że istnieje potrzeba ulepszonych i nowych modeli zwierzęcych do badania ostrego uszkodzenia nerek związanego z sepsą19. Dlatego ustaliliśmy nowy model zwierzęcy dla septyczn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

M.A. Schick i N. Schlegel otrzymali dofinansowanie od Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) SCHL 1962/2-1 i SCHL 1962/4-1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szczury Sprague-DawleyJanvier Labs, Francja
  Isoflurane CPcp-pharma, Burgdorf, Niemcy
Cewnik polietylenowy PE 10; 30mA. Hartenstein, Würzburg, Niemcy0,58x0,96 mm
(375/D/20)Instech, Plymouth Meeting, PA, USA(375/D/20)
plastikowe pasy guzikoweInstech, Plymouth Meeting, PA, USALW105S
PerfusorB. Braun; Melsungen, NiemcyPerfusor fm
rozdz. 10B.Braun Melsungen AG, NiemcyCewnik ssący typ " Idealny"; rozdz. 10
szewSynetura; Stany ZjednoczoneSurgipro; Monofilament Polipropylen 4-0
szewEthicon; Szkocja Prolene; Cewnik polipropylenowy 5-0
14G-i.v.BD Insynte; BD Vialon; Madryt; 14GA i.v.
patyczki kosmetyczneNOBA Verbandmittel Danz GmbH u Co KG; Bardziej mokry; Niemcy
półmaska oddechowa dla gryzoniHugo Sachs Elektronik KG, NiemcyPółmaska oddechowa dla gryzoni, Typ: 7025
MidazolamRatiopharm, NiemcyMidazolam
ThermodilutioncatheterADInstruments, Spechbach, Niemcy
kwas p-aminohippurowySigma-Aldrich; St. Louis; USAsól sodowa kwasu p-aminohippurowego; A3759-25G
InulinaSigma-Aldrich; St. Louis; Stany ZjednoczoneInulina-FITC; F3272-1G
FormaldehydOtto Fischar GmbH & Kodeks Postępowania; Saarbrü cken, NiemcyFormaldehyd 3,5%
Cyklopentan,Merck; Darmstadt; NiemcyUvasol: Peeling na bazie alkoholu 2-metylobutanowego
Schü lke & Mayr GmbH, Norderstedt; Niemcykodan Tinktur forte; 45g 2-Propanol, 10g 1-Propanol na 100g
roztworu jodu powidonuB.Braun Melsungen AG, NiemcyBraunol, 7,5g Powidon Jod na 100g
Krętlik Cewnik ssący Hiszpania do cewnika

Bibliografia

  1. Angus, D. C., et al. Epidemiology of severe sepsis in the United States: analysis of incidence, outcome, and associated costs of care. Crit Care Med. 29, 1303-1310 (2001).
  2. Dellinger, R. P., et al. Surviving sepsis campaign: international guidelines for management of severe sepsis and septic shock: 2012. Crit Care Med. 41, 580-637 (2013).
  3. Moerer, O., Quintel, M. [Sepsis in adult patients - definitions, epidemiology and economic aspects]. Internist (Berl). 50, 788-796 (2009).
  4. Belayev, L. Y., Palevsky, P. M. The link between acute kidney injury and chronic kidney disease. Curr Opin Nephrol Hypertens. 23, 149-154 (2014).
  5. Chao, C. T., et al. The impact of dialysis-requiring acute kidney injury on long-term prognosis of patients requiring prolonged mechanical ventilation: nationwide population-based study. PLoS One. 7, e50675(2012).
  6. Chertow, G. M., Christiansen, C. L., Cleary, P. D., Munro, C., Lazarus, J. M. Prognostic stratification in critically ill patients with acute renal failure requiring dialysis. Arch Intern Med. 155, 1505-1511 (1995).
  7. Doi, K. Role of kidney injury in sepsis. J Intensive Care. 4, 17(2016).
  8. Gomez, H., et al. A unified theory of sepsis-induced acute kidney injury: inflammation, microcirculatory dysfunction, bioenergetics, and the tubular cell adaptation to injury. Shock. 41, 3-11 (2014).
  9. Deitch, E. A. Animal models of sepsis and shock: a review and lessons learned. Shock. 9, 1-11 (1998).
  10. Esmon, C. T. Why do animal models (sometimes) fail to mimic human sepsis? Crit Care Med. 32, S219-S222 (2004).
  11. Rittirsch, D., Hoesel, L. M., Ward, P. A. The disconnect between animal models of sepsis and human sepsis. J Leukoc Biol. 81, 137-143 (2007).
  12. Doi, K., Leelahavanichkul, A., Yuen, P. S., Star, R. A. Animal models of sepsis and sepsis-induced kidney injury. J Clin Invest. 119, 2868-2878 (2009).
  13. Zantl, N., et al. Essential role of gamma interferon in survival of colon ascendens stent peritonitis, a novel murine model of abdominal sepsis. Infect Immun. 66, 2300-2309 (1998).
  14. Maier, S., et al. Cecal ligation and puncture versus colon ascendens stent peritonitis: two distinct animal models for polymicrobial sepsis. Shock. 21, 505-511 (2004).
  15. Schick, M. A., et al. Sepsis-induced acute kidney injury by standardized colon ascendens stent peritonitis in rats - a simple, reproducible animal model. Intensive Care Med Exp. 2, (2014).
  16. Schick, M. A., et al. Effects of crystalloids and colloids on liver and intestine microcirculation and function in cecal ligation and puncture induced septic rodents. BMC Gastroenterol. 12, 179(2012).
  17. Schneider, R., et al. Downregulation of organic anion transporters OAT1 and OAT3 correlates with impaired secretion of para-aminohippurate after ischemic acute renal failure in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 292, F1599-F1605 (2007).
  18. Schick, M. A., et al. The impact of crystalloid and colloid infusion on the kidney in rodent sepsis. Intensive Care Med. 36, 541-548 (2010).
  19. Bellomo, R., Ronco, C., Kellum, J. A., Mehta, R. L., Palevsky, P. Acute renal failure - definition, outcome measures, animal models, fluid therapy and information technology needs the Second International Consensus Conference of the Acute Dialysis Quality Initiative (ADQI) Group. Crit Care. 8, R204-R212 (2004).
  20. Lustig, M. K., et al. Colon ascendens stent peritonitis--a model of sepsis adopted to the rat: physiological, microcirculatory and laboratory changes. Shock. 28, 59-64 (2007).
  21. Traeger, T., et al. Colon ascendens stent peritonitis (CASP)--a standardized model for polymicrobial abdominal sepsis. J Vis Exp : JoVE. , (2010).
  22. Dyson, A., Rudiger, A., Singer, M. Temporal changes in tissue cardiorespiratory function during faecal peritonitis. Intensive Care Med. 37, 1192-1200 (2011).
  23. Arakelyan, K., et al. Early effects of an x-ray contrast medium on renal T(2) */T(2) MRI as compared to short-term hyperoxia, hypoxia and aortic occlusion in rats. Acta physiol. 208 (2), 202-213 (2013).
  24. Schick, M. A., et al. Balanced hydroxyethylstarch (HES 130/0.4) impairs kidney function in-vivo without Inflammation. PLoS One. 10 (9), e0137247(2015).
  25. Flemming, S., et al. Phosphodiesterase 4 inhibition dose dependently stabilizes microvascular barrier functions and microcirculation in a rodent model of polymicrobial sepsis. Shock. 41, 537-545 (2014).
  26. Flemming, S., et al. Sphingosine-1-phosphate receptor-1 agonist sew2871 causes severe cardiac side effects and does not improve microvascular barrier breakdown in sepsis. Shock. 49 (1), 71-81 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Monitorowanie hemodynamicznepobieranie gaz w krwioceny histopatologicznekonfiguracja opieki intensywnejstandaryzowane ognisko sepsyanaliza funkcji nerekmetoda indukcji sepsyeksperymentalny model AKI

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.